Examen microscópico de heces. Diagnóstico intravital de helmintiasis.

Métodos directos: detección de los propios helmintos, sus fragmentos, huevos, larvas en las heces, orina, secreción duodenal, esputo, moco nasal y vaginal, contenido de los espacios subungueales, trozos de tejido biopsiados.

Al diagnosticar, es imposible identificar por ningún método los huevos o larvas de todos los tipos de helmintos que viven en sistema digestivo persona. Por lo tanto, cuando se utiliza el método de flotación, los huevos de trematodos y, en algunos casos, los huevos de lombrices intestinales no fertilizados no flotan en la película superficial (debido a su alta gravedad específica). En las heces, es muy raro encontrar huevos de oxiuros, oncosferas de teniidos, que se detectan mediante métodos de investigación especiales: raspado de los pliegues perianales para oxiuros y teniidos, métodos de sedimentación para trematodos (huevos de opistorch, etc.). Por lo tanto, para un examen específico del paciente en busca de helmintiasis, el médico de referencia debe indicar a qué helmintos se debe prestar la atención principal (diagnóstico), lo que permitirá al asistente de laboratorio elegir la técnica adecuada para identificar este tipo de helmintos. Heces extraídas de diferentes lugares Las heces en una cantidad de al menos 50 gramos (cucharadita) en un plato de vidrio limpio deben enviarse al laboratorio a más tardar un día después de la defecación y examinarse el día de la admisión.

Si es necesario, guarde las heces hasta Día siguiente se coloca en un lugar frío (0-4°C) o se rellena con uno de los conservantes.

Antes del estudio, las heces se mezclan con un palo para que los huevos de helmintos se distribuyan uniformemente en la masa total.

Si se encuentran huevos de helmintos en la preparación, no se detiene la visualización, porque. Puede haber doble o triple invasión.

El seguimiento de la eficacia del tratamiento de la helmintiasis se lleva a cabo examinando las heces en busca de huevos de helmintos 2-3 semanas o 2-3 meses después del tratamiento, dependiendo del helminto detectado.

Los métodos macroscópicos se utilizan para detectar helmintos sexualmente maduros completos o sus fragmentos en las heces a simple vista o con una lupa de mano.

A menudo, en la superficie de las heces después de la defecación, se pueden ver oxiuros que se arrastran activamente; excretado con heces lombrices intestinales; A veces las personas mismas notan la secreción de helmintos. En pacientes con difilobotriasis, pueden resaltar fragmentos de los estróbilos de la tenia (en forma de "fideos"), y en aquellos infestados con teniidos (tenia del cerdo o bovino), los segmentos de helmintos a menudo salen con las heces (en forma de "cortes blancos") o salen activamente de ano.

El método macroscópico es el principal para el diagnóstico diferencial de teniadosis y teniarrincosis (en combinación con un examen).

De los métodos macroscópicos especiales, se utiliza el método de lavado secuencial de heces.

Las heces se mezclan con agua para obtener una suspensión uniforme, después de lo cual, cuando buena iluminacion se examinan cuidadosamente en pequeñas porciones separadas en cubetas fotográficas negras o en fondo oscuro en placas de Petri. Con unas pinzas o una aguja de disección, se eliminan todas las partículas blancas sospechosas y las grandes formaciones sospechosas de fragmentos de helmintos y se examinan con una lupa entre dos portaobjetos de vidrio. Los pequeños helmintos o cabezas de cestodos se examinan con una lupa en una gota de glicerina o con un microscopio.

Cuando se utiliza este método para el diagnóstico de segmentos de tenia porcina, tenia bovina y tenia ancha, los segmentos lavados se colocan entre dos vasos y, mirando a la luz con una lupa o un microscopio de bajo aumento, se determina la especie. la estructura del útero (en un segmento maduro de la tenia del cerdo, de 8 a 12 ramas laterales y tenia del toro 18-32, más a menudo 28-32, en una tenia ancha los segmentos son más anchos y el útero está en el centro en forma de "roseta"). Si el útero es poco visible, primero se puede mantener durante un tiempo en una solución de glicerina al 50%, después de lo cual incluso los troncos uterinos abandonados son claramente visibles.

Al determinar estos cestodos por la estructura de las cabezas desprendidas, se colocan cuidadosamente con el cuello en una gota de glicerol entre portaobjetos de vidrio (o se cubren con un cubreobjetos) y, sin apretar, se examinan al microscopio con un aumento reducido.

Métodos microscópicos dividido en simple, complejo y especial.

Los métodos simples incluyen frotis nativo, frotis nativo con solución de Lugol, frotis espeso bajo celofán según Kato, torsión (según Shulman) y raspado perianal.

Métodos complejos son más efectivos y se basan en la concentración de huevos en las preparaciones. Incluyen el pretratamiento de las heces con reactivos líquidos, como resultado de lo cual los huevos de helmintos precipitan o flotan hacia la superficie del líquido.

Los métodos complejos incluyen métodos de enriquecimiento:

a) flotación (cuando Gravedad específica huevos menos gravedad específica solución salina y los huevos flotan hacia la superficie (película);

b) sedimentación (cuando la gravedad específica de los huevos es mayor que la gravedad específica de las soluciones salinas y los huevos se depositan en el sedimento).

Los métodos especiales para detectar huevos y larvas de helmintos, quistes y formas vegetativas de protozoos son los métodos de raspado, flotación, sedimentación, larvoscopia, protozooscopia, estudio de la bilis y métodos de tinción de frotis de heces, esputo, etc.

Métodos simples estudios fecales

frotis nativo. Se toma una pequeña partícula de excremento con un palo de madera de diferentes partes de la porción entregada, se frota bien sobre un portaobjetos de vidrio en una gota de solución de glicerol al 50% y se hace una fina capa en 2-3 portaobjetos de vidrio. Se examinan al menos 3 preparaciones al microscopio. Desventaja del método: se visualiza una pequeña cantidad de material, por lo que no se utiliza como método independiente.

Método de torsión(Shulman). Se colocan 2,0-3,0 g de heces en un vaso, se mezclan bien con una varilla de vidrio con un volumen 5 veces mayor de solución salina o agua destilada, haciendo movimientos rápidos durante 2-3 minutos, y se retira rápidamente la varilla de la mezcla. Se transfiere una gota de la mezcla al final de la barra a un portaobjetos de vidrio y se observa al microscopio. El principio de fuerza centrífuga provoca la acumulación de huevos y larvas en un palo.

Método Kato de frotis grueso con celofán.. Reactivos químicos: 100% glicerol, solución de fenol al 6% (100 ml de agua + 6 g de fenol), solución de verde de malaquita al 3% (2,5 ml de agua destilada + 75 ml de verde de malaquita).

Preparación de la solución de trabajo: 100 ml de solución de fenol al 6% + 100 ml de glicerol puro + 1,2 ml de solución de verde de malaquita al 3%.

Preparación de tiras de celofán: se cortan tiras de celofán cuyo tamaño corresponde al portaobjetos de vidrio. El celofán debe ser hidrófilo (el celofán que se quema es adecuado; si se derrite, no es adecuado). En la solución de trabajo se pueden procesar hasta 5 mil tiras. El tiempo de exposición de las tiras de celofán hasta que estén listas para su uso en la solución de trabajo es de al menos 24 horas.

Progreso de la investigación. Se aplican 50 mg de heces (del tamaño de un guisante grande) a un portaobjetos de vidrio, se frotan con un palito individual (vidrio, madera), se cubren con una tira de celofán y se frotan encima con un tapón de goma hasta obtener una mancha espesa y uniforme. . El medicamento se seca a temperatura ambiente durante una hora o en un termostato a 40°C durante 20-30 minutos y microscópicamente (el tiempo de exposición a temperatura ambiente se puede aumentar a 5-6 horas o más).

En términos de eficiencia, este método se acerca al método de flotación, pero revela una invasión intensa y de intensidad media.

Se utiliza como método de diagnóstico independiente y se recomienda para exámenes masivos de la población.

En los laboratorios de diagnóstico clínico, se utiliza como un método unificado para diagnosticar helmintos en ausencia de diagnósticos específicos por indicación de los médicos.

Los métodos de raspado perianal y frotis nativo con solución de Lugol se describen en la sección sobre métodos especiales.

Métodos sofisticados de enriquecimiento fecal

Los métodos de enriquecimiento se basan en la diferencia entre el peso específico de los huevos de helmintos y la solución salina utilizada.

Al aplicar el método de flotación, se pueden utilizar las siguientes soluciones salinas:

1. Una solución de nitrato de plomo PbNO3 (nitrato de plomo) con una densidad de 1,5. Preparado a razón de 650 g de la sustancia por 1 litro de agua. La sal se disuelve en porciones en agua caliente en un recipiente esmaltado, se calienta en la estufa y se revuelve constantemente hasta que se disuelva por completo. No es necesario filtrar la solución. La solución se prepara el día del estudio, ya que con el tiempo da un precipitado y su densidad comienza a caer después de 24 horas.Si la solución se prepara en grandes cantidades, en los días siguientes antes del estudio se calienta. agitando el precipitado. La preparación de la solución se realiza en campana extractora, ya que el nitrato de plomo es una sal de metal pesado.

2. Se prepara una solución de nitrato de amonio NH4NO3 (nitrato de amonio granulado o ordinario) con una densidad de 1,3 de la misma forma que la anterior, pero a razón de 1500 g de la sustancia por 1 litro. agua caliente.

3. Se prepara una solución de nitrato de sodio NaNO3 o nitrato de sodio con una densidad de 1,38-1,4 a razón de 1000 g de la sustancia por 1 litro de agua caliente.

4. Se prepara una solución de tiosulfato de sodio Na2S2O3×5H2O (hiposulfito de sodio) con una densidad de 1,4 a razón de 1750 g de la sustancia por 1 litro de agua caliente.

5. Se prepara una solución de sulfato de sodio Na2SO4 (sal de Epsom) con una densidad de 1,26-1,28 a razón de 920 g de la sustancia por 1 litro de agua caliente.

6. Se prepara una solución de cloruro de zinc ZnCl2 (cloruro de zinc) con una densidad de 1,82 a razón de 2000 g de la sustancia por 1 litro de agua caliente. La solución enfriada no cristaliza.

7. Solución saturada de cloruro. NaCl de sodio(sal de mesa) con una densidad de 1,18-1,2. ¡Sobre el! l de agua, añadir 400-420 g de sal en porciones a un balde esmaltado de agua hirviendo, revolviendo constantemente hasta que se disuelva por completo. A medida que la solución se enfría, precipitan cristales de cloruro de sodio.

La gravedad específica de las soluciones de flotación se mide con un aerómetro solo después de que la solución se haya enfriado completamente a temperatura ambiente.

Los métodos de flotación son más eficaces para detectar huevos de tenia pigmea, tricocéfalo, anquilostoma, áscaris y tenia ancha.

La película superficial se puede retirar con un lazo de alambre o un portaobjetos de vidrio.

en solución saturada sal de mesa la película se puede examinar después de 30 a 40 minutos, en una solución de nitrato de amonio, después de 10-20-30 minutos después de asentarse.

Al retirar la película con un bucle de alambre, se examinan al menos 8 gotas.

Los portaobjetos eliminan más huevos de la película que los bucles de alambre. El vaso debe estar en contacto con el líquido de la solución de flotación, que se añade al vaso con una pipeta. Después de asentarse, se retira el vidrio y se coloca la superficie humedecida sobre el vidrio. tamaño más grande y examinado bajo un microscopio. Los portaobjetos deben desengrasarse antes de su uso.

Para la investigación es necesario disponer de: portaobjetos de vidrio, vasos para productos químicos, asas de alambre, cubetas, placas de Petri, pipetas, peras, palitos de vidrio o de madera.

Progreso de la investigación. Se vierten 5 g de heces con 10 veces la cantidad de solución de flotación (preferiblemente con una gravedad específica de 1,38-1,40), se agitan bien, se eliminan las partículas grandes que no se disuelven desde arriba y se deja la suspensión durante 10-15 minutos. Luego se retira la película con un bucle sobre un portaobjetos de vidrio o con un portaobjetos de vidrio. Para diluir las heces, es mejor tomar vasos con una capacidad de 30-50 ml, verter la solución al ras de los bordes (o llenar 2-3 mm por debajo) y cubrir la mezcla con un portaobjetos, y luego agregar la solución de flotación con un pipeta hasta que entre en contacto con el portaobjetos. Después de 10 a 20 minutos, se retira rápidamente el vidrio y se escanea microscópicamente la película restante sin cubreobjetos.

Métodos de sedimentación y sedimentación.

Los métodos de sedimentación se utilizan para detectar huevos de geohelmintos y biohelmintos en las heces y como métodos especiales de investigación de opistorquiasis.

Método Goryachev-Zolotukhin(método simplificado de Goryachev). Se mezclan aproximadamente 1,5 g de heces en un vaso químico con 3-4 ml de agua. La suspensión resultante se filtra a través de dos capas de gasa en un tubo de centrífuga, colocando cuidadosamente encima 4-5 ml de una solución saturada de cloruro de sodio presente en ella. Los tubos de ensayo se colocan en una rejilla durante 15 a 20 horas, tiempo durante el cual se depositan los pesados ​​huevos de trematodo. Obtenga dos capas claramente demarcadas. El sedimento se examina microscópicamente.

Método éter-formalina. Se utiliza para diagnosticar todas las invasiones intestinales y como método especial para huevos de protozoos y opistorquios.

Equipo: centrífuga a 3000 rpm; tubos graduados para centrífuga, embudos; colador de metal (té) o vendaje de dos capas; portaobjetos y cubreobjetos de vidrio; palos de madera (o vidrio); algodón, vendaje.

Reactivos químicos: solución de formalina al 10% (1 parte de solución farmacéutica de formalina y 4 partes de agua destilada); éter etílico (médico).

Se vierten 7 ml de una solución de formalina al 10% en tubos de centrífuga y se coloca 1 g de heces (una cantidad de heces tal que la solución en el tubo aumenta a 8 ml). Las heces se mezclan con formalina hasta que se forme una mezcla homogénea y luego se vierten a través de un colador de metal (o una gasa de dos capas, una venda) en otro tubo de centrífuga (si quedan heces en el colador, entonces el colador debe enjuagarse con formalina). Añadir 2 ml de éter a este tubo de centrífuga, tapar y agitar vigorosamente durante 30 segundos.

La mezcla se centrifuga a 3.000 rpm durante un minuto (posiblemente durante dos minutos a 1.500 rpm). Debido a la reacción del éter-formalina, las proteínas se coagulan en forma de un corcho en la parte superior del tubo de ensayo y los huevos de helmintos precipitan. Se retira la capa de coagulante, se drena el sobrenadante, se aplica el precipitado a un portaobjetos de vidrio directamente del tubo de ensayo o con una pipeta Pasteur, se cubre con un cubreobjetos y se observa al microscopio.

Método de precipitación éter-acético.. El principio de precipitación éter-acético de huevos de helmintos es el tratamiento secuencial de muestras fecales con una solución acuosa al 10%. ácido acético y éter. El ácido acético es mejor que otros. compuestos químicos Emulsiona una muestra fecal. Penetra en partículas no digeridas, compuestas principalmente de fibra, que, cuando gran contenido interfieren con la investigación al precipitarse después de la centrifugación. La posterior adición de éter al tubo y su agitación conducen a la extracción del ácido acético del contenido del tubo junto con las partículas fecales impregnadas en él. Dado que el peso específico de la mezcla de éter y ácido acético es menor que el peso específico del agua, las muestras de heces tratadas con estas sustancias flotan y los huevos de helmintos, que tienen un peso específico grande, se sedimentan.

La cantidad de precipitado obtenido después de la precipitación con éter-acético es de 3 a 4 veces menor que después de la precipitación con éter-formalina. Esto facilita enormemente la detección de huevos de helmintos en él y permite estudiar el sedimento en su conjunto con una muestra de 0,5 a 1 g. La toxicidad del método éter-acético es 5 veces menor.

Progreso de la investigación. Se vierten 7 ml de una solución de ácido acético al 10% en un tubo de centrífuga graduado y se añade 1 g de muestra de heces (es decir, una cantidad de heces tal que la solución de ácido acético aumenta a 8 ml). Revuelva bien con un vaso o un palo de madera. Colar a través de un embudo con dos capas de gasa en otro tubo de centrífuga. Se añaden 2 ml al emulsionado. éter etílico(es decir, hasta 10 ml). Los tubos de ensayo se cierran con un tapón de goma (es posible con un vial de penicilina) y se agitan durante 15 segundos. Después de retirar el tapón, los tubos se centrifugan durante un minuto a 3000 rpm durante 2 minutos. El sobrenadante se desecha del tubo. En algunos casos, el tapón fecal formado interfiere con la descarga del sobrenadante. En este caso, el corcho se separa de las paredes del tubo de ensayo con una varilla de vidrio o madera. Todo el precipitado se pipetea sobre un portaobjetos de vidrio y se observa al microscopio bajo un cubreobjetos a bajo aumento. El precipitado suele ser pequeño e incoloro. Los huevos de helmintos, especialmente los huevos de duelas pequeñas, se detectan bien.

Método de sedimentación química. El principio del estudio se basa en la sedimentación de huevos de una muestra de heces en una solución salina con un peso específico de 1,15. La esencia del método reside en la centrifugación directa de un tubo de ensayo en el que se coloca un tapón de heces emulsionado en una solución de ácido acético al 1% sobre una solución de nitrato de sodio (peso específico 1,16). El alto peso específico de la solución salina y las burbujas liberadas por la reacción química, que penetran en la capa de heces homogeneizadas, impiden su sedimentación. Los huevos de helmintos precipitan con una pequeña cantidad de fibra. El sedimento se puede limpiar de detritos restantes tratándolo con ácido acético al 10% y éter. En este caso sólo queda un huevo de helminto, lo que facilita enormemente su identificación.

Progreso de la investigación. Se vierten 6 ml de solución de nitrato de sodio con una gravedad específica de 1,15 en un tubo de centrífuga graduado. Vierta 7 ml de solución de ácido acético al 1% en otro tubo de ensayo. Se introduce una muestra de heces (hasta la marca de 7,5 ml para una muestra de 0,5 g y hasta 8 ml para una muestra de 1,0 g). Mezcle bien la muestra con una varilla de vidrio. Colar a través de un embudo con una capa de gasa, superponiendo una solución de nitrato de sodio. El tubo con el filtrado en capas se centrifuga a 1500-2000 rpm durante 5 minutos. Deseche el sobrenadante invirtiendo rápidamente el tubo. Añadir 3-4 ml de una solución de ácido acético al 10% y 0,5 ml de éter a un tubo de ensayo con precipitado, cerrar con un tapón de goma y agitar. Repetir la centrifugación durante 1 min. Deseche el sobrenadante. El precipitado se transfiere a un portaobjetos de vidrio, se cubre con un cubreobjetos y se examina al microscopio.

ESTUDIOS HELMINTOLÓGICOS DE BILLETE, CONTENIDO DUODENAL, ESPUTO, SANGRE, ORINA Y MÚSCULOS

Detección de huevos y larvas de helmintos en contenidos duodenales y bilis. El estudio de la bilis y del contenido duodenal se realiza ante la sospecha de helmintiasis del hígado y de la vesícula biliar (opistorquiasis, clonorquiasis, dicroceliasis) y duodeno(estrongiloidiasis).

Progreso de la investigación. El contenido duodenal y la bilis (porciones A, B, C) se obtienen de la forma habitual mediante sondaje. Para la porción B, se recomienda obtener un reflejo de la vesícula biliar introduciendo una solución al 33% a través de una sonda. sulfato de magnesio. Del líquido investigado, se seleccionan las escamas que flotan en él y se observan bajo un microscopio, y luego se mezclan con una cantidad igual de éter sulfúrico. La mezcla se agita bien y se centrifuga. Se descarta el sobrenadante y se examina todo el precipitado al microscopio.

En ausencia de pus y moco, la bilis y el contenido duodenal se centrifugan sin mezclar con éter.

Examen de esputo. En la práctica helmintológica, el examen de esputo se realiza con el fin de diagnosticar la paragonimiasis en el laboratorio. A veces se detectan huevos de esquistosoma, larvas de áscaris y elementos de la vejiga equinocócica.

Se prepara un frotis nativo a partir de esputo en un portaobjetos de vidrio, que se examina con un microscopio.

Con abundante contenido de pus en el esputo, se mezcla con una solución al 0,5% de soda cáustica o potasio cáustico, se agita durante 5 minutos y se centrifuga. El sedimento se examina microscópicamente.

Estudio de sangre. Se examina la sangre si se sospecha que un paciente tiene filariasis.

Debido al hecho de que en algunos tipos de filariasis (loaosis, wuchereriosis causada por una cepa subperiódica), las larvas (microfilarias) están en la sangre periférica solo durante el día, y en algunos (brugiasis, wuchereriosis causada por una cepa periódica), solo por la noche, respectivamente, en este momento se extrae sangre para su análisis.

La técnica de extracción de sangre, la preparación de los preparados (frotis fino y gota espesa), su tinción (según Romanovsky) y el estudio son similares a los del diagnóstico de laboratorio de la malaria.

Las microfilarias de diferentes especies se distinguen por la longitud, el ancho, la curvatura del cuerpo, la presencia o ausencia de un casquete, la forma del extremo caudal, la ubicación de la sustancia nuclear en el cuerpo y la región caudal de las larvas.

Progreso de la investigación. La orina se defiende durante al menos 30 minutos, luego capa superior escurrir, dejando 10-15 ml de sedimento, que se vierten en tubos de centrífuga y se centrifugan durante 1-2 minutos. Después de drenar el sobrenadante, el precipitado se transfiere a un portaobjetos de vidrio y se examina al microscopio.

ESTUDIO DE BIOPTY MUSCULAR

Método de triquinoscopia. La necesidad del estudio de muestras de biopsia de los músculos del paciente surge cuando se sospecha triquinosis.

Una biopsia se realiza de acuerdo con las reglas generales. Generalmente se realiza una biopsia del músculo deltoides. Con un examen anatomopatológico, es posible realizar una biopsia de los músculos del diafragma, esófago, lengua, músculos masticatorios e intercostales, flexores de las extremidades, músculos. globo ocular, ya que son los más afectados por las larvas de Trichinella.

En el laboratorio, una porción de músculo a la que se le ha realizado una biopsia se corta en trozos muy pequeños (micrótomo), que se colocan entre dos vasos, se trituran las fibras musculares y se examinan con un microscopio. Actualmente, para este fin se utilizan ampliamente microscopios especiales, los triquineloscopios.

En el caso de la triquinosis, la triquinoscopia a lo largo de las fibras musculares revela claramente forma oval(similar al limón) cápsulas para triquinosis. valor promedio cápsulas en humanos es de 0,4 x 0,26 mm. La cápsula, por regla general, contiene una triquinela doblada en espiral en 2,5 vueltas. Con una alta intensidad de invasión, una cápsula puede contener 2 o 3 larvas. Las fibras musculares adyacentes a la cápsula pierden sus estriaciones transversales y adquieren una apariencia homogénea.

De la misma forma se examina la carne o productos cárnicos que provocaron la infección.

Método de digestión muscular. El método es más eficiente.

Progreso de la investigación. Los músculos estudiados se trituran finamente y se rellenan con artificial. jugo gastrico en una proporción de 1:15-20. La mezcla resultante se coloca en un termostato a 37°C durante 12-16 horas, transcurrido este tiempo se examina al microscopio el sedimento, en el que se encuentran larvas libres de Trichinella entre la masa de restos de fibras musculares digeridas.

El jugo gástrico artificial se puede comprar en la farmacia o preparar en un laboratorio. Para ello, agregue 10 ml de ácido clorhídrico concentrado a 1 litro de agua destilada; antes de su uso, se añaden 30 g de pepsina a 1 litro de ácido diluido.

MÉTODOS DE INVESTIGACIÓN CUANTITATIVA

Métodos cuantitativos Los estudios se utilizan para determinar la intensidad de la invasión, evaluar la efectividad de diversos medicamentos antihelmínticos, determinar la calidad de la desparasitación, monitorear las medidas terapéuticas y preventivas masivas en curso, etc.

La determinación cuantitativa de huevos de helmintos se realiza mediante dos métodos: el método de Stoll y el método de Krasilnikov y Volkova (1974).

Método Stoll. Para realizar el estudio es necesario disponer de un microscopio, un matraz de vidrio con una marca de 56 y 60 ml, una probeta, perlas de vidrio, un tapón de goma para el matraz, pipetas graduadas, portaobjetos de vidrio y una solución de hidróxido de sodio al 0,4%.

Progreso de la investigación. Vierta una solución decinormal de hidróxido de sodio (concentración de aproximadamente 0,4%) en el matraz con una probeta medidora hasta la marca de 56 ml y agregue heces hasta que el nivel del líquido alcance 60 ml (es decir, 4 ml de heces). La mezcla se agita bien con perlas de vidrio durante 1 minuto, cerrando el recipiente con un tapón de goma (también se puede mezclar con un palo). Inmediatamente después de agitar, se recogen 0,075 ml de la mezcla con una pipeta graduada (contiene 0,005 ml de heces), se transfieren a un portaobjetos de vidrio y se cuenta el número de huevos de la preparación bajo un microscopio. Para determinar la cantidad de huevos en 1 g de heces, la cantidad encontrada se multiplica por 200.

La comparación de la cantidad de huevos en el medicamento encontrados en el paciente antes y después del tratamiento permite juzgar la efectividad de la desparasitación.

El método de Stoll es simple, da resultados comparables con todas las helmintiasis, cuyos patógenos secretan sistemáticamente huevos en los intestinos del paciente. Sin embargo, la desventaja de este método es su relativamente baja sensibilidad, especialmente a baja intensidad de invasión.

Método Krasilnikov-Volkova. Al examinar este método, se mezcla al menos 1 g de heces en un matraz de vidrio o en un tubo de ensayo grande con una solución de loto al 1% (o una solución extra al 1,5%) en una proporción de 1:10. La suspensión se agita vigorosamente hasta que se forma una suspensión homogénea, luego se recogen rápidamente 0,1 ml de la suspensión (equivalente a 0,01 g de heces) con una pipeta graduada y se transfieren a un portaobjetos de vidrio. La preparación se cubre con un cubreobjetos o una placa de celofán (20 x 30 mm), se envejece durante al menos un día al 50%. solución acuosa glicerina.

Cuente la cantidad de huevos en toda la preparación. Para calcular la cantidad de huevos en 1 g de heces, el número resultante debe multiplicarse por 100.

Este método tiene una serie de ventajas sobre el método Stoll. En primer lugar, es más sensible y permite detectar helmintos cuando bajo grado invasiones. En segundo lugar, es muy conveniente para exámenes masivos, ya que las soluciones detergentes, al ser conservantes de huevos de helmintos, permiten realizar estudios de material no del todo fresco. Sin embargo requisito previo se trata de la recogida de heces directamente en la solución detergente.

Para investigación cuantitativa Se puede utilizar cualquiera de los métodos cualitativos unificados descritos basados ​​en el principio de huevos flotantes. Pero en este caso, se debe tomar para el análisis la misma cantidad de heces, el mismo volumen de solución de flotación. El cálculo del grado de invasión se puede realizar conociendo el número de huevos en 1 g de heces, según la siguiente tabla.

Intensidad de la invasión según la cantidad de huevos de helmintos.

en 1 g de heces

DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO

Estos métodos, basados ​​en la detección de anticuerpos específicos en el suero sanguíneo, se utilizan con fines de diagnóstico y detección.

Los métodos serológicos incluyen:

Reacción de precipitación en anillo (RCP) (triquinosis, cisticercosis);

Reacción de precipitación anular en tubos de ensayo en frío (triquinosis, cisticercosis);

Reacción de microprecipitación sobre larvas vivas (triquinosis, ascariasis);

La reacción de hemaglutinación indirecta (RIHA) (triquinosis, equinococosis, alveococosis, cisticercosis, etc.);

Reacción de aglutinación del látex (RAL) (equinococosis, alveococosis, triquinosis, teniarinhoz, etc.);

Reacción de fijación del complemento (CCR) (triquinosis, equinococosis, cisticercosis);

La reacción de anticuerpos marcados con enzimas (REMA) (equinococosis, oncocercosis, esquistosomiasis, triquinosis, toxocariasis);

Ensayo inmunoabsorbente vinculado(ELISA) (triquinosis, opistorquiasis, toxocariasis, toxoplasmosis, etc.).

Para provocar reacciones serológicas, se producen antígenos estándar o se preparan de forma independiente (por ejemplo, a partir de vejigas equinocócicas de ovejas) y se producen sistemas de prueba especiales para ELISA.

Métodos especiales investigación sobre enterobiosis, teniarinhoz, teniasis

Raspado de pliegues perianales. Para obtener un raspado de los pliegues perianales, se puede utilizar una espátula de madera, una tira de celofán, papel o cinta adhesiva de celulosa, palitos para los ojos con una capa adhesiva especial:

a) raspar con una espátula de madera (una espátula es una cerilla o un palo aplanado) humedecida con una solución de glicerina al 1% (o una solución al 0,5%). bebiendo soda), se realiza mediante un ligero raspado de la superficie de los pliegues perianales a lo largo de toda la circunferencia del ano. El raspado resultante se transfiere con el borde del cubreobjetos desde el extremo de la espátula a un portaobjetos de vidrio en una gota de solución de glicerol al 50%, se cubre con el mismo cubreobjetos y se observa al microscopio. La desventaja del método es la detección insuficiente de huevos y efecto irritante;

b) según el método Torgushin, se realiza un lavado con un hisopo de algodón sobre una espátula de madera o de otro tipo humedecida con una solución de glicerina al 50% y se prepara un frotis en un portaobjetos de vidrio en una gota de glicerina;

c) según el método de Kevorkova, se vierten unos 5 ml en un tubo de centrífuga agua hervida, coloque una espátula (palo) con un hisopo de algodón. Antes de tomar el material, se presiona ligeramente el hisopo contra la pared interior del tubo de ensayo, se limpian los pliegues perianales con él y se inserta la espátula con el hisopo en el tubo de ensayo. Se agita bien el tampón en el tubo de ensayo, se centrifuga el lavado durante 3 minutos y se examina el precipitado resultante al microscopio;

d) raspar con cinta adhesiva según Graham. Parte de cinta adhesiva (cinta de polietileno transparente con una capa adhesiva para la creatividad de los niños, pero es mejor utilizar la película operativa LPO-1, LPO-2) de 8-10 cm de largo, pegada con una capa adhesiva a los pliegues perianales de la piel, sujetando los extremos, y luego transferirla a un portaobjetos de vidrio con se coloca una capa adhesiva hacia abajo (se cortan los extremos de la cinta que se extienden más allá de los bordes del vidrio), se numeran los vasos y se registran los datos del paciente y el número del vaso en el diario. En el laboratorio, la cinta se despega de un extremo a lo largo de una gran distancia y se gotean 1-2 gotas debajo aceite de vaselina o glicerina (para eliminar defectos ópticos) y microscópicamente;

e) raspar con varillas de vidrio para ojos, cuya superficie está recubierta con un adhesivo especial. Los oculares se instalan en un trípode especial. El material se toma poniendo en contacto la parte plana de la espátula con la piel de la abertura perianal. Luego, el palo se vuelve a fijar en un trípode para su transporte. La microscopía se realiza directamente sobre la espátula por ambos lados (sin portaobjetos ni cubreobjetos) con fijación preliminar en casetes con bajo aumento (ocular x 10, objetivo x 8). Al final del trabajo, los palos se desinfectan hirviéndolos en una solución jabonosa, el trípode y los casetes se tratan con alcohol y se lavan con una solución jabonosa de sodio. Composición del pegamento: cleol - 10 g, aceite de castor- 2,5 g, éter etílico - 5 g, etanol 96% - 2,5 gramos.

Las espátulas se sumergen en una solución de pegamento y luego se secan al aire a temperatura ambiente. La película adhesiva formada sobre la superficie permanece durante varios días.

El método es conveniente para el examen masivo de la población infantil en busca de enterobiosis y de la población adulta en busca de teniidosis.

Además del método de raspado para la teniarincosis y la teniasis, también se utilizan el método de examen y el método macroscópico descritos anteriormente (cuando se detectan segmentos).

Métodos de investigación especiales para la estrongiloidiasis.

El método éter-acético se utiliza para detectar huevos (ver arriba) y el método de Berman para detectar larvas en las heces.

método berman. Examinar las heces frescas, mejor después de tomar un laxante. Se coloca una muestra de heces de 5 g sobre un tamiz metálico (la malla está revestida con dos capas de gasa en el interior) en un embudo de vidrio fijado en un trípode. Se coloca un tubo de goma con una abrazadera en el extremo inferior del embudo (aparato de Berman).

Se levanta la malla con las heces y se vierte agua calentada a 40-50 ° C en el embudo de tal manera que La parte de abajo la malla se sumergió en agua y las heces se cubrieron completamente con agua. Después de 2 a 4 horas, la abrazadera del tubo de goma se abre rápidamente y el líquido desciende al tubo de centrífuga. Después de la centrifugación (1-2 minutos), la parte superior del líquido se drena rápidamente y el precipitado en una cantidad de 1 ml se aplica en una capa delgada sobre un portaobjetos de vidrio y se examina microscópicamente con un microscopio de bajo aumento.

Método IMP y TM. Se coloca una porción de heces del tamaño de una nuez en un vaso de precipitados químico, se vierte con solución salina tibia a 40 ° C para que las heces queden cubiertas con una solución y se deja durante 20 minutos. Después de 20 minutos, el líquido se vierte en una placa de Petri y se observa con el microscopio binocular MBS.

Para el diagnóstico de estrongiloidiasis, especialmente para controlar la eficacia del tratamiento, se recomienda combinar el método Berman con el estudio del contenido duodenal.

Métodos especiales de investigación para nematodos.

Nematosis

ascariasis

La anamnesis llama la atención sobre la actitud hacia la jardinería y la horticultura. Comer verduras crudas, ensaladas elaboradas con estas verduras.

Manifestaciones clínicas fase temprana La ascariasis es causada por cambios alérgicos en el cuerpo. La etapa larvaria temprana o migratoria de la ascariasis a menudo ocurre en presencia de fiebre con una temperatura corporal de hasta 38 ° o más, con un complejo de síntomas de daño pulmonar y la presencia de eosinofilia sanguínea grave. En la mayoría de los casos, en los niños, los primeros signos de la enfermedad son malestar, debilidad, dolores de cabeza recurrentes, sudoración y, en ocasiones, dolores musculares y articulares. A menudo hay una erupción abundante tipo urticaria con picazón intensa o moderada. El diagnóstico de la fase temprana se confirma mediante estudios de rayos X para detectar la presencia de partículas volátiles en los pulmones. infiltrados eosinofílicos Leffler. Los frotis de esputo recién aislados suelen mostrar células eosinófilas, eritrocitos, cristales de Charcot-Leiden y larvas de áscaris.

En la etapa imaginal intestinal de la ascariasis, una combinación de manifestaciones del sistema gastrointestinal y síndromes asténicos, enterocolítico síntomas de dolor. En los niños, a menudo se produce una disminución de peso, a veces de forma bastante significativa. Náuseas, aumento de la salivación, irritabilidad, retraso en el desarrollo psicomotor, disminución de la inteligencia.

Para el diagnóstico de laboratorio de st intestinal

Los más simples se dividen en 4 clases:

Durante la enquistación, el microorganismo adquiere forma redonda y cubierto con una funda protectora. En forma de quiste, los protozoos se vuelven menos susceptibles a factores desfavorables ambiente.

La investigación puede incluir:

Nota:Hay muchas variedades de diagnósticos, consideraremos aquellos tipos que son más comunes en la práctica del laboratorio clínico.

Tipos privados de diagnóstico.

En cada caso concreto, el asistente de laboratorio tiene la tarea de encontrar un patógeno específico, en ocasiones se encuentran otros junto con el principal.

Existen 6 especies de este microorganismo capaces de vivir en el intestino humano. Sólo la ameba disentería, que se presenta en forma vegetativa y en forma de quistes, tiene importancia clínica.

Además, se utilizan métodos inmunológicos:

• inmunofluorescencia indirecta;
• aglutinación indirecta (PHA);
• inmunodifusión radial.

Nota: métodos serológicos no son informativos y se utilizan sólo como complemento de los principales en casos dudosos.

Diagnóstico de ciliar (ciliados)

La forma patógena de los microorganismos de este género es la balantidia. Este es un microbio que causa la balantidiasis, una enfermedad acompañada de un proceso ulcerativo del intestino grueso. El agente causante se encuentra en un frotis nativo en forma vegetativa y un quiste. El material para el frotis (heces y moco) se toma durante un examen de sigmoidoscopia y se siembra en un medio especial.

Diagnóstico de flagelados (leishmania, giardia, tripanosomas, tricomonas)

Leishmania, tripanosoma, giardia y tricomonas son peligrosas para los humanos.

Leishmania- microbios causando leishmaniasis, se examinan en frotis de sangre, materiales médula ósea, raspados de infiltrados cutáneos. En algunos casos, en el diagnóstico de Leishmania se utiliza la siembra en medios nutritivos.

tripanosomas– patógenos enfermedad del sueño(tripanosomiasis americana/africana o enfermedad de Chagas).

La versión africana se define en periodo inicial en el estudio de la sangre periférica. Los microbios patológicos durante la progresión de la enfermedad se encuentran en el material de las punciones de los ganglios linfáticos, en etapas avanzadas, en el líquido cefalorraquídeo.

Para diagnosticar los tripanosomas en caso de sospecha de enfermedad de Chagas, el material de prueba se examina bajo un microscopio con bajo aumento. En este caso, se tiñen previamente frotis y una gota espesa.

Tricomonas(intestinal, oral) se detectan mediante microscopía de materiales extraídos de las membranas mucosas afectadas.

Identificación de esporozoos (malaria plasmodium, agente causante de la coccidosis, etc.)

La especie más común y peligrosa para los humanos es el plasmodium de la malaria, que tiene 4 variedades principales del patógeno: patógeno malaria de tres días, malaria de cuatro días, paludismo tropical y malaria ovalada.

El desarrollo sexual de Plasmodium (esporogonía) tiene lugar en los mosquitos Anopheles. Asexual (esquizogonia de tejidos y eritrocitos): en el tejido del hígado y los eritrocitos humanos. Estas características del ciclo de vida deben tenerse en cuenta al diagnosticar la malaria por Plasmodium.

Así, en la sangre de un paciente recién enfermo se pueden encontrar células germinales del ciclo de esporogonia. Pero en el momento álgido de los ataques de malaria, los esquizontes aparecen en grandes cantidades en la sangre.

Además, en diferentes fases fiebre palúdica aparecer diversas formas Plasmodio:

• durante el período de escalofrío, la sangre se llena de merozoítos, una especie de esquizonte;
• a altas temperaturas, los trofozoítos en forma de anillo se acumulan en los eritrocitos;
• la disminución de la temperatura se caracteriza por el predominio de trofozoítos ameboides;
• Durante los períodos de condición normal, la sangre contiene formas adultas de esquizontes.

El estudio del agente causante de la malaria (malaria plasmodium) se realiza en un frotis y en una gota espesa.

Nota:El diagnóstico de malaria mediante frotis y gotas espesas de sangre es a veces erróneo. En algunos casos, las plaquetas sanguíneas pueden clasificarse erróneamente como patógenos de la malaria. Además, los fragmentos de leucocitos y otras células a veces simulan el plasmodio.

Métodos básicos de investigación para protozoos.

Echemos un vistazo breve a los métodos de investigación más comunes para la presencia de protozoos.

Diagnóstico de protozoos mediante frotis nativo y frotis teñido con solución de Lugol (en heces)

El medicamento se prepara a partir de una emulsión de heces en una solución isotónica. Se aplican dos gotas de cloruro de sodio y solución de Lugol a un portaobjetos de vidrio. El material de prueba se añade a ambas composiciones con un palo de madera y, después de cubrirlo con vidrio, se observa a diferentes resoluciones del microscopio.

Según ciertos signos, se registran los protozoos encontrados. Para mayor precisión, se preparan 2-3 preparaciones a partir de un material. En casos dudosos, el análisis se repite varias veces durante 2-3 semanas.

El método puede detectar formas vegetativas y quísticas:

• lamblia;
• balantidios;
• ameba disentería.

Junto con las formas patógenas, también se determinan los protozoos no patógenos. Los portadores sanos también tienen formas luminales y quísticas.

Importante:La investigación para evitar imprecisiones y errores debe realizarse repetidamente.

El resultado del diagnóstico de protozoos mediante el método de frotis nativo y teñido debe contener una descripción de la forma del patógeno (translúcido, quiste, tejido).

Requisitos de investigación:

• el material tomado para el análisis (heces líquidas) se examina a más tardar 30 minutos después de la defecación;
• las heces formadas deben diagnosticarse dentro de las 2 horas posteriores a la defecación;
• el material no debe contener impurezas ( desinfectantes, agua, orina);
• para trabajar con el material solo se utilizan palos de madera, los de vidrio no son adecuados debido al deslizamiento de la mucosidad;
• Las barras deben quemarse inmediatamente después de su uso.

Método de conservación (examen de heces) en el diagnóstico de protozoos.

El estudio se realiza fijando los protozoos con un conservante. La diferencia entre este método y el anterior es que los conservantes permiten conservar el medicamento durante un largo período.

Conservantes usados:

• Carretilla. Contiene ingredientes conservantes: 0,7 ml de cloruro de sodio, 5 ml de formalina, 12,5 ml de alcohol al 96%, 2 g de fenol y 100 ml de agua destilada. Composición colorante: solución de tionina (azul) al 0,01%.
• La solución de Safarliev. Composición: 1,65 g de sulfato de zinc, 10 ml de formalina, 2,5 g de fenol cristalino, 5 ml de ácido acético, 0,2 g de azul de metileno, 100 ml de agua. Este conservante se utiliza en los casos en que el material debe almacenarse por más de un mes.

Las botellas vacías se llenan con un conservante, se transfiere el material a ellas, en proporciones de 3: 1, luego, si es necesario, se agrega un tinte. La evaluación de los resultados se lleva a cabo en el estudio de 2-3 fármacos.

Método de enriquecimiento con formalina-éter (análisis de la presencia de protozoos en las heces)

Este método de diagnóstico le permite separar y concentrar quistes de protozoos. Para el análisis se necesitan los siguientes ingredientes: formalina (10 ml), 0,85 g de solución isotónica, agua destilada, éter sulfúrico, solución de Lugol.

Se mezcla y centrifuga una mezcla de biomaterial con los líquidos enumerados. El precipitado obtenido en el fondo del tubo se tiñe con solución de Lugol y se examina en busca de quistes y formas vegetativas.

Método de detección de Leishmania (frotis de médula ósea)

Para el diagnóstico de leishmaniasis, se utilizan reactivos: una mezcla de Nikiforov (éter sulfúrico y alcohol etílico), tampón fosfato, Azur-eosina según Romanovsky.

La sustancia de la médula ósea se coloca con mucho cuidado sobre un portaobjetos de vidrio después de una preparación especial. Se utiliza un microscopio con sistema de inmersión.

EN periodo agudo En las enfermedades puntiformes se encontró una gran cantidad de Leishmania.

Nota:A veces células de sangre puede parecerse a la leishmania procesada, por lo que es muy importante que el técnico de laboratorio esté atento y tenga suficiente experiencia para el autoexamen.

Método para detectar leishmania en un frotis de un infiltrado cutáneo.

Los reactivos requeridos son similares al ensayo anterior.

El material de prueba se obtiene del tubérculo existente o del contenido ulcerativo. El raspado con sospecha de leishmaniasis se realiza con mucho cuidado con un bisturí, sin sangre. Luego se prepara la preparación sobre vidrio. Para comprobar la exactitud de los resultados obtenidos, se examinan simultáneamente varias preparaciones.

En presencia de una enfermedad, entre los macrófagos, fibroblastos y células linfoides presentes en el material de prueba, también se determina Leishmania.

Método para aislar un cultivo puro de Leishmania obtenido mediante raspado de tejidos patológicos.

Con este método de diagnóstico, los raspados de tejido más simples se colocan en un medio nutritivo especial en el que Leishmania se reproduce activamente.

Antes de raspar, la piel se trata cuidadosamente con alcohol, luego se hace una incisión en el tubérculo, desde cuyo fondo se retira el contenido y se coloca en un tubo de ensayo con el medio. El material se toma varias veces y luego se coloca en diferentes tubos de ensayo. Luego, en un termostato a una temperatura de 22-24 grados, se realiza el cultivo. Los resultados se evalúan bajo un microscopio. Este método se utiliza cuando otros métodos más baratos y rápidos para diagnosticar protozoos resultan ineficaces.

Puede ver cómo las pruebas de presencia de protozoos se descifran en la práctica mediante una gota de sangre viendo una reseña en video:

Lotin Alexander, columnista médico

Las heces se examinan de dos formas:

1. macroscópico - encontrar helmintos, sus cabezas, segmentos, restos de estróbilos. Se mezclan pequeñas porciones de heces con agua en un baño plano o en una placa de Petri y se observan con buena luz sobre un fondo oscuro, utilizando una lupa si es necesario. Todas las formaciones sospechosas se transfieren con unas pinzas a otro vaso de agua o a un portaobjetos de vidrio en una gota de glicerina diluida.

con el metodo sosteniendo la porción investigada de heces se mezcla con agua en un cilindro de vidrio, después de reposar, se drena la capa superior de agua. Esto se repite varias veces. Cuando el líquido se vuelve transparente, se drena y se observa el sedimento en una placa de Petri.

2. microscópico - detectar huevos y larvas de helmintos. Hay muchos métodos de investigación.

1). frotis nativo - el método de investigación más común y técnicamente disponible. Puedes encontrar huevos y larvas de todos los helmintos. Sin embargo, con una pequeña cantidad de huevos, no siempre se encuentran. Por tanto, se utiliza el método de enriquecimiento.

1). método de fulleborg - este es un método de enriquecimiento, basado en la aparición de huevos de helmintiasis en una solución saturada de NaCl (densidad 1,2; 400 g de NaCl por 1 litro de agua; solución de NaCl al 40%). El método es más eficaz que el frotis nativo. Se colocan 2-5 g de heces en frascos de vidrio y se llenan con una solución de NaCl, se agitan y después de 45 minutos se retira la película formada con un asa de metal y se coloca una gota de glicerol en un portaobjetos de vidrio. Examinar bajo un microscopio. La desventaja del método es el retraso en la aparición de huevos de varios helmintos, tenia enana, después de 15 a 20 minutos, lombrices intestinales, 1,5 horas, tricocéfalos, 2 a 3 horas.

2) Método Kalantariano - También es un método de enriquecimiento, pero se utiliza una solución saturada de NaNO 3 (densidad 1,38). La mayoría de los huevos flotan y no es necesario examinar el sedimento. La desventaja es que los huevos se mantienen en solución durante mucho tiempo, lo que hace que algunos huevos comiencen a hincharse y depositarse en el fondo, desapareciendo de la película superficial.

3. El método de Goryachev - basado en el principio de deposición de huevos, detección de pequeños huevos de trematodos. Se utiliza una solución saturada de NaCl como solución y se colocan con cuidado 3-4 ml de solución de heces encima. Después de 15 a 20 horas, los huevos de trematodo se depositan en el fondo. El líquido se drena, se sedimenta en un portaobjetos de vidrio y bajo un microscopio.

4. Método de torsión de Shulman – para detectar larvas de helmintos en las heces. Examine únicamente las heces recién aisladas. Se colocan 2-3 g en un frasco de vidrio y se vierte 5 veces la cantidad de agua, se agita rápidamente con un palo, sin tocar las paredes del frasco - 20-30 minutos, luego se retira rápidamente el palo y se deja caer una gota de El líquido al final se transfiere a un portaobjetos de vidrio y se observa al microscopio.

5. Método Berman - se basa en la capacidad de las larvas de helmintos para migrar hacia el calor y sirve para identificarlos en las heces.

6. Método de Harada y Mori (método de cultivo de larvas) y se recomienda para realizar pruebas de anquilostomiasis. El método se basa en el hecho de que, con el calor y sobre papel filtrado húmedo, los huevos de anquilostoma se convierten en larvas filariformes, que pueden detectarse fácilmente. Se aplican 15 g de heces en el medio de una tira de papel filtrado, el papel con las heces se coloca en un frasco, de modo que el extremo inferior se sumerja en agua y el extremo superior se fije con un corcho. El frasco se mantiene en un termostato a 28 0 C durante 5-6 días. Las larvas filariformes se desarrollan durante este tiempo y descienden al agua. El líquido se examina con una lupa. Si es difícil de detectar, el líquido se centrifuga, después de matar las larvas calentándolas a 60 0. El técnico de laboratorio debe utilizar guantes.

7. Métodos para la enterobiasis. – identificación de huevos de oxiuros y tenia bovina.

a) raspado de los pliegues perianales - con un hisopo de algodón bien enrollado sobre un palo de madera y humedecido con una solución de glicerina al 50%. En el laboratorio, el hisopo se lava con 1-2 gotas de una solución acuosa de glicerol al 50%.

b) método de los ácaros pegajosos (método Graham)

La cinta adhesiva se aplica a los pliegues perianales, luego con una capa adhesiva al portaobjetos de vidrio y se observa al microscopio.

C) raspado con ayuda de palitos para los ojos (método de Rabinovich). Para el raspado perianal se utilizan palitos de vidrio para los ojos, cuya parte más ancha está cubierta con un pegamento especial, que permite sujetar los huevos de oxiuros.

Examen de sangre, bilis, esputo y músculos.

Microscopía de sangre: se detectan larvas de filaria.

Examen de esputo: huevos de paraganim, larvas de lombrices intestinales, necator, estrongiloide, elementos de la vejiga equinocócica.

Examen de los músculos: si se sospecha triquinosis, se examinan los músculos del paciente o del cadáver, así como la carne que supuestamente causó la infección de la persona. Para realizar la triquinoscopia, el músculo se corta en trozos pequeños y se coloca en compresores, estos son dos vasos anchos y gruesos que aplastan los músculos y las larvas de Trichinella se encuentran en forma de cápsulas: el método de compresión.

Método de digestión: los músculos se vierten con jugo gástrico artificial (solución de ácido clorhídrico y pepsina). Los músculos se digieren y las larvas se identifican fácilmente. Determinación de la intensidad de la invasión: el número de larvas hasta 200 por 1 g. Tejido muscular– intensidad moderada de la invasión; hasta 500 - intensivo; más de 500 - invasión superintensiva.

Métodos serológicos

Capítulo III. Diagnóstico de helmintiasis y métodos de investigación helmintológica.

Es necesario examinar en busca de helmintiasis a todos los pacientes que buscan ayuda médica, y especialmente a los pacientes que acuden a un pediatra, internista y neuropatólogo con quejas de fenómenos del tracto gastrointestinal. sistema nervioso y con anemia. Si el médico no siempre puede aplicar métodos de investigación de laboratorio, todo trabajador médico que brinde asistencia en una clínica u hospital para pacientes ambulatorios está obligado a entrevistar al paciente sobre la liberación de helmintos.

En presencia de los que figuran en los capítulos correspondientes. indicaciones clínicas el diagnóstico debe aclararse mediante pruebas de laboratorio para detectar helmintiasis.

Debido al predominio helmintiasis intestinales mayor valor práctico tiene un estudio de las deposiciones.

Métodos para el estudio de heces para helmintiasis.

Las heces se entregan al laboratorio en recipientes de vidrio limpios (aproximadamente un cuarto de taza de heces extraídas de diferentes lugares en una porción); durante un examen de rutina se permite la entrega de heces al laboratorio en cajas de cerillas o estampas populares.

Para controlar la desparasitación se entrega toda la porción de heces recolectadas después de la ingesta (según prescripción médica). antihelmíntico y laxante (en grandes frascos de vidrio cerrados, baldes).

El examen microscópico de las heces es el principal en el diagnóstico de helmintiasis intestinales; siempre debe ir precedido de un examen macroscópico general de las heces para detectar segmentos de grandes cestodos, oxiuros, nematodos, etc.

Las heces deben ser frescas o enlatadas (en una solución de formalina al 5%), ya que el secado cambia drásticamente la estructura de los huevos. Además, cuando se producen heces reposadas. rápido desarrollo huevos de algunos helmintos (por ejemplo, anquilostomas), lo que dificulta el diagnóstico.

De acuerdo con las instrucciones del Ministerio de Salud de la URSS, es necesario examinar las heces simultáneamente utilizando el método Fülleborn y un frotis nativo.

frotis nativo

Frotis nativo: un pequeño trozo de heces (del tamaño de un guisante), tomado con una cerilla, un vaso o un palo de madera de diferentes lugares de la porción entregada, se tritura cuidadosamente en un portaobjetos de vidrio en una gota de solución de glicerol al 50% o en solución salina o en agua. Cubrir con un cubreobjetos, presionando ligeramente este último (con una aguja de disección). El frotis debe ser fino, transparente y uniforme. Se utiliza únicamente como complemento de otros métodos que enriquecen el fármaco. Se deben considerar al menos dos preparaciones.

Para detectar larvas de helmintos (así como sus huevos), se realiza un frotis nativo. de la siguiente manera(según Shulman): Se mezclan bien 2-3 g de heces "girando" con una varilla de vidrio hasta obtener una emulsión con cinco veces la cantidad de agua pura o solución salina. Durante la agitación, las larvas se acumulan en la varilla de vidrio, por lo que inmediatamente después de finalizar la agitación, se transfiere rápidamente una gota de la emulsión con una varilla de vidrio a un portaobjetos de vidrio, se cubre con un cubreobjetos y se examina. S. D. Lyubchenko (1936) demostró que el método de torsión es más eficaz que el método de frotis, especialmente en lo que respecta a los huevos de áscaris. Basándonos en el trabajo de S. D. Lyubchenko, consideramos apropiado sustituir el método de frotis por el método de torsión.

método fullborn

Método Fülleborn: se colocan 5-10 g de heces extraídas de diferentes lugares en un frasco con una capacidad de 50-100 ml y se trituran cuidadosamente con una varilla de vidrio o madera en una solución saturada de cloruro de sodio (se disuelven 400 g de esta sal). en 1 litro de agua, calentada hasta ebullición y filtrada a través de una capa de algodón o gasa; la solución se utiliza fría: gravedad específica 1,2). La solución se vierte gradualmente hasta obtener una suspensión uniforme y la cantidad total de solución vertida debe ser aproximadamente 20 veces la cantidad de heces. Fülleborn recomendó utilizar vasos de té para mezclar las heces, pero es más conveniente preparar la suspensión en frascos de pomada de 50-100 ml, utilizando dos frascos para cada análisis (o en vasos de 100 ml).

Inmediatamente después de la preparación de la suspensión, las partículas grandes que han flotado en la superficie se eliminan de la superficie con una espátula, una pala de metal o un trozo de papel limpio ( formaciones vegetales, residuos de alimentos no digeridos, etc.), tras lo cual la mezcla se deja reposar durante 1-1,5 horas. Pasado este tiempo, se retira toda la película de la superficie de la mezcla tocando un alambre o bucle de platino (plano) con un diámetro no superior a 1 cm, doblado en ángulo recto; La película se sacude sobre un portaobjetos de vidrio y se cubre con un cubreobjetos. Debajo de cada cubreobjetos (18x18 mm) coloque 3-4 gotas. En total se deben preparar al menos 4 preparaciones (un cubreobjetos para cada preparación). El asa se calcina al fuego y se lava con agua después de cada análisis.

Según el método Fülleborn, los huevos de todos los nematodos (a excepción de los huevos de lombrices intestinales no fertilizados) y los huevos de tenia enana se detectan rápida y fácilmente.

El método Berman se utiliza para estudiar las heces en busca de larvas de helmintos (con estrongiloidiasis). Este método es el siguiente: se colocan 5 g de heces en una rejilla metálica (para este propósito es conveniente un colador de leche) en un embudo de vidrio sujeto a un trípode. Se coloca un tubo de goma con una abrazadera en el extremo inferior del embudo.

Se levanta la malla con heces y se vierte agua calentada a aproximadamente 50 ° en el embudo de modo que la parte inferior de la malla con heces quede sumergida en agua. Las larvas se mueven activamente hacia el agua y se acumulan en la parte inferior del tubo de goma. Después de 2 a 4 horas, se abre la pinza y se introduce el líquido en uno o dos tubos de centrífuga.

Después de la centrifugación durante 1-2 minutos, la parte superior del líquido se drena rápidamente y el precipitado se aplica en gotas sobre portaobjetos de vidrio y se examina con cubreobjetos o se distribuye en una capa fina sobre 2-3 portaobjetos grandes y luego se examina sin cubreobjetos.

El método Berman también se utiliza para examinar el suelo en busca de larvas de anquilostoma.

Método Stoll

El método Stoll se utiliza para determinar la intensidad de la invasión. Se vierte una solución decinormal de hidróxido de sodio en un matraz de vidrio especial hasta la marca de 56 cm 3, y luego se agregan heces hasta que el nivel del líquido alcanza los 60 cm 3, es decir, 4 cm 3. Después de agitar con perlas de vidrio, se toman 0,075 ml de la mezcla para examinarlos y examinarlos bajo uno o dos cubreobjetos ordinarios. La cantidad resultante se multiplica por 200 para obtener el número de huevos contenidos en 1 cm 3 de heces.

Estudio del contenido duodenal.

El jugo duodenal y la bilis quística, obtenidos de la forma habitual mediante sondaje (y la bilis quística y después de un reflejo de la vesícula biliar), se mezclan completamente con un volumen igual de éter etílico; la mezcla se centrifuga y luego el precipitado se examina al microscopio. Además de sedimentos examinación microscópica Los copos que flotan en el líquido y que pueden contener huevos de helmintos quedan necesariamente expuestos. Al examinar los huevos de helmintos del jugo gástrico y el vómito, se puede utilizar la misma técnica.

Se debe realizar un examen del jugo duodenal y del contenido del estómago si se sospecha enfermedades helmínticas hígado, vesícula biliar (opistorquiasis, fascioliasis, dicroceliosis) y duodeno (estrongiloidiasis).

examen de esputo

El esputo se frota sobre una placa de vidrio, se cubre herméticamente con otra placa de vidrio y se examina a simple vista sobre un fondo claro y negro, así como con una lupa y luz transmitida. Se aplican trozos separados de esputo (acumulaciones “oxidadas”, restos de tejido, etc.) en una capa delgada sobre un portaobjetos de vidrio, se cubren herméticamente con un cubreobjetos y se examinan con un microscopio de bajo y alto aumento.

a) Para el diagnóstico de cisticercosis de la piel, tejido subcutáneo o músculos, primero se examina a simple vista un trozo del tejido correspondiente cortado asépticamente. Las secciones de tejido se separan con la ayuda de agujas de disección para detectar una vesícula visible a simple vista: un cisticerco (foto A); su longitud es de 6 a 20 mm y su ancho es de 5 a 10 mm. Cuando se encuentra una burbuja sospechosa de cisticerco, se tritura entre dos portaobjetos de vidrio y se examina con un microscopio. Cysticercus (Cistycercus cellulosae) está determinado por la presencia de un escólex con cuatro ventosas y un halo de ganchos (foto B).

Foto. A - cisticercos con escólex hacia afuera; B - Cabeza de tenia del cerdo.

b) Para diagnosticar la triquinosis, se tritura cuidadosamente un trozo de músculo cortado asépticamente (bíceps o gastrocnemio) en una solución de glicerol al 50% hasta obtener las fibras más finas utilizando agujas de disección. Los músculos triturados se comprimen entre dos portaobjetos de vidrio y se examinan con un aumento bajo del microscopio en un campo de visión oscuro. Se recomienda realizar un examen de los músculos para detectar triquinosis no antes del octavo día de la enfermedad. Las larvas de Trichinella se encuentran en los músculos en posición enrollada: están encerradas en cápsulas con forma de limón.

Foto. A - larvas de Trichinella en los músculos; B - Cápsulas calcificadas de Trichinella.

Fluoroscopia

Muy a menudo, la fluoroscopia se utiliza para diagnosticar la equinococosis y, con menos frecuencia, la cisticercosis. Los cisticercos se detectan mediante fluoroscopia sólo después de la calcificación (en los casos enfermedad prolongada). En los últimos años, la fluoroscopia también se ha utilizado para diagnosticar la ascariasis tanto en la fase larvaria temprana como parcialmente en la intestinal.

Durante el período de migración de las larvas de áscaris (y uncinarias) a los pulmones, se detectan focos inflamatorios inestables, a veces múltiples; al mismo tiempo, aparece una eosinofilia significativa en la sangre.

Los gusanos redondos sexualmente maduros son claramente visibles en la fluoroscopia de los intestinos de los individuos afectados. Este método, a pesar de su complejidad y complejidad, debe utilizarse como método adicional para el diagnóstico de ascariasis en los casos con análisis escatológico negativo. Según E. S. Geselevich, de 180 pacientes con ascariasis identificados mediante fluoroscopia, 54 huevos de áscaris no se encontraron en las heces (ver).

7.7. Métodos para determinar la viabilidad de huevos y larvas de helmintos.

La viabilidad de los huevos de helmintos está determinada por su apariencia, por la tinción con tintes vitales, por el cultivo en condiciones óptimas y preparación de una muestra biológica.

7.7.1. Determinación de la viabilidad de huevos o larvas de helmintos por apariencia.

Los huevos de helmintos se examinan al microscopio primero con un aumento bajo y luego con un aumento alto. En los huevos de helmintos deformados y muertos, la cáscara se rompe o se dobla hacia adentro, el plasma está turbio y se afloja. En los huevos segmentados, las bolas de escisión (blastómeros) son de tamaño desigual, de forma irregular y, a menudo, desplazadas hacia un polo. A veces se encuentran óvulos anormales que, al tener deformidades externas, se desarrollan normalmente. En las larvas vivas de lombrices intestinales, la granularidad fina está presente solo en la parte media del cuerpo; a medida que mueren, se propaga por todo el cuerpo y aparecen grandes vacuolas hialinas brillantes, los llamados "cordones de perlas".

Para determinar la viabilidad de los huevos maduros de lombrices intestinales, tricocéfalos y oxiuros, se debe llamar movimientos activos larvas calentando ligeramente la preparación (a una temperatura que no exceda los 37 ° C). Es más conveniente observar la viabilidad de las larvas de áscaris y tricocéfalos después de aislarlas de la cáscara del huevo presionando el cubreobjetos de la preparación con una aguja de disección o unas pinzas.

En las larvas invasoras de ascáridos, a menudo se ve una tapa que se ha desprendido en el extremo de la cabeza, y en las larvas de tricocéfalos que han completado su desarrollo en el huevo, se encuentra un estilete en este lugar con gran aumento. Las larvas muertas de helmintos, independientemente de su ubicación (dentro del huevo o fuera de él), notan la descomposición del cuerpo. Donde estructura interna la larva se vuelve grumosa o granular y el cuerpo está turbio y opaco. Las vacuolas se encuentran en el cuerpo y las roturas se encuentran en la cutícula.

La viabilidad de las oncosferas de los teniidos (tenia bovina, porcina, etc.) está determinada por el movimiento de los embriones cuando se exponen a enzimas digestivas. Los huevos se colocan vidrio de reloj con jugo gástrico de perro o jugo duodenal artificial. La composición de este último: pancreatina - 0,5 g, bicarbonato de sodio - 0,09 g, agua destilada - 5 ml. Los vasos de reloj con huevos se colocan en un termostato a 36 - 38 ° C durante 4 horas. En este caso, los embriones vivos se liberan de las membranas. Las capas de las oncosferas vivas también se disuelven en pepsina acidificada y en Solución alcalina tripsina después de 6-8 horas en un termostato a 38 °C.

Si los huevos de teniidos se colocan en una solución de sulfuro de sodio al 1% o una solución de hipoclorito de sodio al 20%, o en una solución de agua con cloro al 1% a 36 - 38 ° C, los embriones maduros y vivos se liberan de las cáscaras y no cambiar durante 1 día. Las oncosferas inmaduras y muertas se arrugan o hinchan y aumentan de tamaño espectacularmente y luego se "disuelven" en un plazo de 10 minutos a 2 horas. Los embriones vivos de teniidos también se mueven activamente en una mezcla de solución de cloruro de sodio al 1%, solución de bicarbonato de sodio al 0,5% y bilis a 36 - 38 ° C.

La viabilidad de Fasciolia adolescariae recolectada de plantas y otros objetos de cuerpos de agua se verifica examinándolos en un portaobjetos de vidrio en solución salina bajo un microscopio con etapa de calentamiento. Cuando se calienta, las larvas de trematodo en el quiste comienzan a moverse.

Para determinar la viabilidad de los huevos de la tenia pigmea, el método de Ionina N.S. es el más simple: en los huevos vivos, el par mediano de ganchos embrionarios es paralelo a los laterales o estos últimos forman un ángulo en la base de menos de 45° con la mediana. En los huevos muertos, los pares laterales forman un ángulo en la base con un par mediano de más de 45 °, o los ganchos están dispersos al azar (se pierde su disposición en pares); a veces hay arrugas del embrión, formación de granularidad. Un método más preciso se basa en la aparición de movimientos de la oncosfera durante un cambio brusco de temperatura: de 5 a 10 ° a 38 a 40 ° C.

La determinación de la viabilidad de los huevos de nematodos inmaduros se debe estudiar en cámara húmeda (placas de Petri), colocando los huevos de áscaris en una solución de formalina al 3% preparada en una solución isotónica de cloruro de sodio a una temperatura de 24 - 30°C, los huevos de tricocéfalo en una de 3 % de solución de ácido clorhídrico a una temperatura de 30 - 35 ° C; huevos de oxiuros en solución isotónica de cloruro de sodio a 37 °C. Las placas de Petri deben abrirse 1 o 2 veces por semana para una mejor aireación y volver a humedecer el papel de filtro. agua limpia.

Las observaciones del desarrollo de huevos de helmintos se realizan al menos 2 veces por semana. La ausencia de signos de desarrollo dentro de 2-3 meses indica su inviabilidad. Los signos del desarrollo de huevos de helmintos son, en primer lugar, las etapas de trituración, la división del contenido del huevo en blastómeros separados. Durante los primeros días se desarrollan hasta 16 blastómeros, que pasan a la segunda etapa: mórula, etc.

Los huevos de anquilostoma se cultivan en un cilindro de vidrio (50 cm de alto y 7 cm de diámetro) cerrado con un tapón. Una mezcla de volúmenes iguales Se vierte cuidadosamente arena esterilizada, carbón y heces con huevos de anquilostoma, diluidos con agua hasta obtener una consistencia semilíquida, en el fondo del cilindro utilizando un tubo de vidrio. Durante 1 a 2 días de asentamiento en la oscuridad a una temperatura de 25 a 30 ° C, las larvas rabditoides eclosionan de los huevos y después de 5 a 7 días ya se vuelven filariformes: las larvas trepan por las paredes del cilindro, donde son visibles incluso a simple vista.

Los huevos de trematodos que se desarrollan naturalmente en el agua, como opisthorchis, difilobotríidos, fasciols y otros, se colocan en un vidrio de reloj, una placa de Petri o en otro recipiente y se vierte una pequeña capa de agua corriente. Al cultivar huevos de fasciola, se debe tener en cuenta que se desarrollan más rápido en la oscuridad, mientras que el miracidio se forma en huevos vivos a una temperatura de 22 a 24 ° C después de 9 a 12 días. Cuando se examinan al microscopio los huevos de trematodos en desarrollo, los movimientos de miracidio son claramente visibles. Fasciola miracidium emerge de las cáscaras de los huevos sólo con la luz.

Método Fulleborn. Las larvas de anquilostoma y estrongílido se cultivan en agar en una placa de Petri con carbón animal. Después de mantenerlas en un termostato a una temperatura de 25 - 30 ° C durante 5 a 6 horas, las larvas se propagan sobre el agar, dejando un camino de bacterias.

Método de Harada y Mori. Se añaden 7 ml de agua destilada a los tubos de ensayo colocados en una gradilla. Tomar 0,5 g de heces con un palito de madera y extender sobre papel de filtro (15 x 150 mm) a 5 cm del borde izquierdo (esta operación se realiza sobre una hoja de papel para proteger la superficie de la mesa del laboratorio). Luego se inserta la tira con el frotis en el tubo de modo que el extremo izquierdo libre del frotis llegue al fondo del tubo. Cubre el extremo superior con un trozo de celofán y envuélvelo bien con una banda elástica. En el tubo de ensayo escribe el número, el nombre del sujeto. En este estado, los tubos de ensayo se almacenan durante 8 a 10 días a una temperatura de 28 °C. Para estudiar las larvas, retiramos y retiramos la funda de celofán y retiramos una tira de papel de filtro con unas pinzas. En este caso se debe tener cuidado, ya que un pequeño número de larvas infecciosas pueden desplazarse hasta el extremo superior del papel de filtro o hasta la pared del tubo de ensayo y penetrar bajo la superficie del celofán.

Los tubos se colocan en un baño de agua caliente a 50°C durante 15 minutos, después de lo cual se agita el contenido y se vierte rápidamente en un tubo de sedimentación larvaria de 15 ml. Después de la centrifugación, se elimina el sobrenadante y el precipitado se transfiere a un portaobjetos de vidrio, se cubre con un cubreobjetos y se observa al microscopio con bajo aumento.

Para el diagnóstico diferencial de larvas filariformes es necesario utilizar los datos de la Tabla 3.

Tabla 3

DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL DE LARVIAS FILARIADAS DE A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, trICHOStrONGYLUS SP.

larvas	Dimensiones	Rasgos característicos
A. duodenal	Longitud del cuerpo de aproximadamente 660 micrones, tapa - 720 nm	Las estrías del casquete son menos pronunciadas, la protuberancia de la boca es menos perceptible, el extremo anterior del cuerpo (pero no el casquete) es romo, el diámetro del tubo intestinal es más pequeño que el bulbo esofágico, el extremo caudal es romo
norte americano	Longitud del cuerpo de aproximadamente 590 μm, tapa - 660 nm	La vaina es notablemente estriada, especialmente en la parte caudal del cuerpo, la boca parece oscura, el extremo anterior del cuerpo (pero no la vaina) es redondeado como un extremo estrecho. Gallina, huevo, la parte anterior del tubo intestinal de un diámetro similar al del bulbo del esófago, el extremo de la cola es puntiagudo
S. stercoralis	Longitud del cuerpo alrededor de 500 µm	Larva sin sombrero, el esófago mide aproximadamente la mitad de la longitud del cuerpo, la cola es roma o ramificada
Trichostrongylus sp.	Longitud del cuerpo alrededor de 750 micrones.	La luz intestinal no es recta, sino en zigzag, el extremo caudal es redondeado y tiene forma de botón.

7.7.2. Métodos para teñir huevos y larvas de helmintos.

En la mayoría de los casos, los tejidos muertos perciben los colores más rápido que los vivos. Estas características se utilizan en helmintología para determinar la viabilidad de huevos y larvas de helmintos. Sin embargo, en algunos casos, algunas pinturas son mejor percibidas por los tejidos vivos que por los muertos.

Para la determinación diferencial de huevos y larvas vivos y muertos se utilizan las siguientes pinturas y métodos.

La leucobase de azul de metileno se utiliza a menudo para teñir tejido vivo y muerto. celula viva o el tejido reduce el azul de metileno a una leucobase incolora, el tejido muerto no tiene esta capacidad y por tanto adquiere color.

El criterio para determinar el estado del huevo es la coloración del embrión, pero no de la cáscara. Esta capacidad está relacionada con las condiciones de muerte del óvulo. En aquellos casos en los que la cáscara fibrosa del huevo muerto no pierda sus propiedades semipermeables, no dejará pasar los tintes, por tanto, el embrión muerto no se teñirá. Un embrión coloreado siempre indica la muerte del óvulo.

Para colorear los huevos de Ascaris, puede utilizar azul de metileno en una solución de ácido láctico con álcali cáustico (azul de metileno 0,05 g, sosa cáustica 0,5 g, ácido láctico - 15 ml). Los huevos vivos no perciben el color; están pintados en Color azul embriones de huevos muertos. Las larvas de áscaris se tiñen con una solución básica de pintura azul cresilo brillante en una concentración de 1:10.000 de la siguiente manera: se aplica una gota de líquido con huevos de áscaris y una gota de la solución de pintura básica a un portaobjetos de vidrio. La preparación se cubre con un cubreobjetos, que se presiona firmemente contra el portaobjetos de vidrio con ligeros golpecitos con una aguja de disección. Bajo el microscopio se observa el número de larvas nacidas y el grado de tinción; luego de lo cual se vuelve a revisar el mismo medicamento al cabo de 2 a 3 horas. Sólo se consideran vivas las larvas no deformadas que no se hayan teñido durante 2 horas. Las larvas muertas no emergen de los huevos o se tiñen cuando la cáscara se rompe (parcial o completamente).

Para determinar la viabilidad de los huevos de aves ascaridias, es posible teñir preparaciones con un 5%. solución de alcohol yodo. Cuando se aplica al fármaco, los embriones de huevos de ascáridos muertos se eliminan durante 1 a 3 segundos. están teñidos de naranja.

Los huevos muertos de opisthorchis y las oncosferas de tenia bovina se tiñen con una solución de azul de toluidina (1:1000), y las oncosferas muertas de tenia bovina se tiñen con una solución de azul de cresilo brillante (1:10000). Al mismo tiempo, los embriones y las cáscaras de los huevos vivos y muertos adquieren color. Por lo tanto, después de la tinción, los huevos y las oncosferas se lavan en agua limpia y además teñirlos con safranina (en una dilución de 1:10.000 alcohol 10°C). El alcohol quita el tinte de las cáscaras y la safranina tiñe de rojo. Como resultado, los huevos vivos se vuelven rojos; Los huevos con embriones muertos son azules y la cáscara permanece roja. Los embriones muertos de oncosferas de tenia bovina se tiñen rápidamente, en pocos minutos, de rojo brillante o rosa con safranina o de azul con azul de cresilo brillante en una dilución de 1:4000, o con índigo carmín en una dilución de 1:1000 - 1 :2000. Los embriones vivos no cambian bajo la influencia de estos colores incluso después de 2 a 7 horas.

Para determinar la viabilidad de los huevos de tenia pigmea, se recomienda utilizar las siguientes pinturas:

1. Azul creasil brillante (1:8000): después de 1 hora, la oncosfera de los huevos muertos se tiñe de manera especialmente brillante, lo que se destaca claramente sobre el fondo pálido o incoloro del resto del huevo.

2. Safranina (1:8000 durante 2 horas y 1:5000 durante 3 a 5 horas).

3. Solución al 50% de ácido pirogálico en una dilución 1:2 - cuando se expone durante 1 hora a una temperatura de 29 - 30 ° C (cuanto más baja es la temperatura, más largo es el proceso de tinción).

7.7.3. Método luminiscente para el estudio de huevos y larvas de helmintos.

La microscopía fluorescente permite diferenciar objetos vivos y muertos sin dañar el huevo. No se utiliza para fluorescencia. rayos ultravioleta, y la parte azul-violeta de la luz visible, con un microscopio ordinario y portaobjetos de vidrio; Se agrega un conjunto especial de filtros de color al iluminador OI-18.

Los huevos vivos y muertos de lombrices intestinales, oxiuros, tenia pigmea, tenia bovina, tenia y otros helmintos brillan de manera diferente. Este fenómeno se observa tanto durante la luminiscencia primaria sin el uso de colorantes como cuando se tiñe con fluorocromos (naranja de acridina, corifosfina, primulina, aurolina, sulfato de berlerina, tripaflavina, rivanol, quinacrina, etc.).

Los huevos de lombrices intestinales vivos, no teñidos y no segmentados, brillan de color verde brillante con un tinte amarillento; en los huevos muertos, la cáscara irradia luz verde mucho más brillante que la parte germinal de color verde oscuro; en los huevos de lombrices intestinales con larva, solo aparece la cáscara, mientras que en los muertos, tanto la cáscara como la larva son de color amarillo brillante.

Los huevos vivos no pigmentados y no segmentados de oxiuros y tenias enanas emiten una luz de color amarillo verdoso; en los huevos muertos, la cáscara brilla intensamente sobre el fondo de una masa embrionaria de color verde oscuro.

Con la luminiscencia secundaria (cuando se tiñe con naranja de acridina en una dilución de 1:10000 y 1:50000 de 30 minutos a 2 horas), la cáscara de nematodos, trematodos y cestodos vivos y muertos brilla de manera diferente.

La cáscara de los huevos vivos y muertos de ascáridos, toxocar, oxiuros, tenias pigmeas, tenias de rata, tenias de toro y tenias se vuelve de color rojo anaranjado. Los embriones de huevos vivos de ascaris, toxascaris, tenia de rata, tenia ancha y oncosfera de tenia bovina brillan con un color verde oscuro opaco o Verde gris. Los embriones muertos de huevos de estos helmintos emiten un color rojo anaranjado "ardiente". Las larvas vivas de oxiuros y los toxocars (cáscaras de huevo) emiten una luz gris verdosa apagada; cuando mueren, el color cambia desde la punta de la cabeza a un verde claro "ardiente", luego a amarillo, naranja y finalmente a naranja brillante.

Cuando se tiñen con fluorocromos, coryphosphyllum, primulina, huevos muertos de ascáridos y tricocéfalos muestran un brillo que va del amarillo lila al rojo cobrizo. Los huevos viables no brillan, sino que se vuelven de color verde oscuro.

Los huevos vivos de trematodos (paragonimus y clonorchis) no brillan después de teñirlos con naranja de acridina, y los huevos muertos adquieren un color verde amarillento.

El método de luminiscencia también se puede utilizar para determinar la viabilidad de las larvas de helmintos. Entonces, las larvas de estrongilato, rhabdita, fluorocromadas con una solución de naranja de acridina (1:2000) brillan: vivas - verde (con un tinte), muertas - luz naranja brillante.

Los miracidios vivos que han surgido del caparazón emiten una luz tenue y azulada con una corola de cilios de color amarillo claro apenas perceptible, pero 10 a 15 minutos después de la muerte aparecen como una luz verde brillante "ardiente" y luego una luz roja anaranjada.

7.7.4. método de ensayo biológico

Por ejemplo, para determinar la viabilidad de los huevos de áscaris (cerdos áscaris, humanos, toxocara, toxascaris, etc.) por animal (cobayas, ratones), se necesitan al menos 100 - 300 huevos con una larva desarrollada. Se pipetean huevos de Ascaris en una solución isotónica de cloruro de sodio a través de la boca de un ratón o un conejillo de indias. Después de 6-7 días, el animal se sacrifica, se abre y se examinan por separado su hígado y pulmones para detectar la presencia de larvas de áscaris. Para ello, se cortan el hígado y los pulmones en trozos pequeños con unas tijeras y se examinan según el método de Berman o Supryaga (sección 6.1.2).

Si los animales fueron infectados con huevos invasores vivos, en la autopsia se encuentran larvas de áscaris migratorias en el hígado y los pulmones.

En caso de infección, los huevos de Fasciola en las heces de animales de laboratorio se pueden detectar en conejos después de 2 meses, en conejillos de indias- después de 50 días, en ratones - después de 35 - 40 días.

Para una respuesta más rápida, los animales de laboratorio se abren después de 20 a 30 días y se examina el hígado para detectar la presencia de fasciols jóvenes.

Para determinar la viabilidad de los huevos de tenia pigmea, también se recomienda alimentarlos con ratones blancos no infectados previamente, seguido de la autopsia de los animales después de 92 a 96 horas y la detección de cisticercoides en las vellosidades intestinales o cestodos en la luz intestinal.

Para determinar la viabilidad de los huevos de opisthorchis se recomienda un método (German S.M., Beer S.A., 1984), basado en la activación fisicoquímica de la glándula de eclosión del miracidio y la estimulación. actividad del motor larvas, lo que conduce a la apertura de la tapa del huevo y a la liberación activa de miracidio en condiciones experimentales.

Se preenfría una suspensión de huevos de opisthorchis en agua a 10 - 12 ° C (todas las operaciones posteriores se llevan a cabo a temperatura ambiente de 19 a 20 ° C). Se añade 1 gota de una suspensión que contiene entre 100 y 150 huevos a un tubo de centrífuga. El tubo de ensayo se coloca en un trípode durante 5 a 10 minutos. Durante este tiempo, todos los huevos tienen tiempo de hundirse hasta el fondo. Luego, con una tira de papel de filtro, se succiona con cuidado el exceso de agua y se añaden 2 gotas de un medio especial al tubo de ensayo. El medio se prepara en tampón Tris-HCl 0,005 M; Se añaden al tampón una solución de etanol al 12 - 13% y colorante (magenta, safranina, eosina, azul de metileno, etc.). Se agita el tubo de ensayo, se transfiere su contenido con una pipeta a un portaobjetos de vidrio y se deja durante 10 minutos, agitando ligeramente. Luego agregue 2 gotas del medio indicado. La preparación está lista para microscopía bajo un microscopio óptico convencional con un aumento de 20x.

Durante este tiempo, la tapa de las larvas viables se abre y el miracidio ingresa activamente al medio indicado. Debido a la presencia de etanol, se inmovilizan después de 2 a 5 minutos y luego se tiñen con un tinte. Se pueden detectar y contar fácilmente bajo microscopía.