Mikroskopické vyšetrenie stolice. Intravitálna diagnostika helmintiáz

Priame metódy: detekcia samotných helmintov, ich fragmentov, vajíčok, lariev vo výkaloch, moči, dvanástnikových sekrétoch, spúte, nazálnom a vaginálnom hliene, obsahu subunguálnych priestorov, bioptované kúsky tkaniva.

Pri diagnostike nie je možné identifikovať vajíčka alebo larvy všetkých druhov helmintov žijúcich v nich zažívacie ústrojenstvo osoba. Pri použití flotačnej metódy teda vajíčka motolice a v niektorých prípadoch aj neoplodnené vajíčka škrkaviek neplávajú do povrchového filmu (kvôli ich vysokej špecifickej hmotnosti). Je veľmi zriedkavé nájsť vajíčka červov a onkosféry taenidov vo výkaloch, ktoré sa zisťujú pomocou špeciálnych výskumných metód: zoškrabanie z perianálnych záhybov pre červy a taeniidy, sedimentačné metódy pre motolice (vajíčka opistorchidov atď.). Preto pri cielenom vyšetrení pacienta na helmintické infekcie musí lekár v odporúčaní uviesť, na ktorých helmintov sa má zamerať (diagnostika), čo laborantovi umožní zvoliť vhodnú techniku ​​na identifikáciu tohto typu helmintov. Výkaly odobraté z rôzne miesta stolicu v množstve najmenej 50 gramov (čajová lyžička) v čistej sklenenej nádobe je potrebné zaslať do laboratória najneskôr do 24 hodín po defekácii a v deň prevzatia vyšetriť.

Ak je potrebné konzervovať stolicu do ďalší deň umiestnite na chladné miesto (0-4°C) alebo naplňte niektorým z konzervačných látok.

Pred vyšetrením sa výkaly zmiešajú s tyčinkou tak, aby boli vajíčka helmintov rovnomerne rozložené v celkovej hmote.

Ak sa v prípravku nájdu vajíčka akéhokoľvek helminta, prezeranie sa nezastaví, pretože môže dôjsť k dvojitej alebo trojitej invázii.

Monitorovanie účinnosti liečby hlístových infekcií sa vykonáva vyšetrovaním vajíčok hlíst vo výkaloch 2-3 týždne alebo 2-3 mesiace po liečbe, v závislosti od zisteného helminta.

Makroskopické metódy sa používajú na detekciu celých dospelých helmintov alebo ich fragmentov vo výkaloch voľným okom alebo pomocou ručnej lupy.

Na povrchu výkalov po defekácii je často možné vidieť aktívne lezúce červy; škrkavky sa vylučujú výkalmi; Niekedy si ľudia sami všimnú prechod helmintov. U pacientov s diphyllobotriázou sa môžu uvoľniť fragmenty pásomnice strobili (vo forme „rezancov“) a u tých, ktorí sú infikovaní taeniidmi (bravčová alebo hovädzia pásomnica), segmenty helmintov často odchádzajú s výkalmi (vo forme „bielych výstrižky“) alebo aktívne vyliezajú von konečník.

Makroskopická metóda je hlavnou metódou na diferenciálnu diagnostiku taeniasis a taeniarynchózy (v kombinácii s prieskumom).

Zo špeciálnych makroskopických metód sa používa metóda sekvenčného umývania výkalov.

Feces sa zmiešajú vo vode, aby sa získala jednotná suspenzia, po ktorej dobré osvetlenie starostlivo sa skúmajú v oddelených malých častiach v čiernych fotografických kyvetách alebo na nich tmavé pozadie v Petriho miskách. Pomocou pinzety alebo pitevnej ihly odstráňte všetky podozrivé biele častice, veľké útvary podozrivé z úlomkov helmintov a preskúmajte ich pod lupou medzi dvoma sklíčkami. Malé helminty alebo hlavy pásomníc sa vyšetrujú pod lupou v kvapke glycerínu alebo pod mikroskopom.

Pri použití tejto metódy na diagnostikovanie segmentov pásomnice bravčovej, pásomnice hovädzej a pásomnice širokej sa umyté segmenty vložia medzi dva poháre a pri pohľade na svetlo pod lupou alebo mikroskopom s malým zväčšením sa druh určí podľa štruktúry maternice (v zrelom segmente pásomnice bravčovej, 8-12 bočných vetiev a hovädzia pásomnica 18-32, častejšie 28-32, u širokej pásomnice sú segmenty širšie a maternica v strede je vo forme „rozety“). Ak je maternica ťažko viditeľná, môže sa najprv nejaký čas uchovávať v 50% roztoku glycerínu, po ktorom je možné jasne vidieť aj prázdne kmene maternice.

Pri identifikácii týchto cestód podľa štruktúry oddelených hlavičiek sa tieto opatrne umiestnia krkom do kvapky glycerínu medzi sklíčka (alebo sa prekryjú krycím sklíčkom) a bez stláčania sa skúmajú pod mikroskopom pri malom zväčšení.

Mikroskopické metódy sa delia na jednoduché, zložité a špeciálne.

Medzi jednoduché patria metódy natívneho náteru, natívneho náteru Lugolovým roztokom, metódy hrubého náteru pod celofánom podľa Kata, krútenia (podľa Shulmana) a perianálneho škrabania.

Komplexné metódy sú účinnejšie a sú založené na koncentrácii vajec v prípravkoch. Zahŕňajú predbežnú úpravu výkalov kvapalnými činidlami, v dôsledku čoho sa vajíčka helmintov buď vyzrážajú, alebo plávajú na povrch kvapaliny.

Komplexné metódy zahŕňajú metódy obohatenia:

a) flotácia (keď špecifická hmotnosť vajcia majú menšiu špecifickú hmotnosť soľný roztok a vajcia plávajú na povrchový film);

b) sedimentácia (keď je špecifická hmotnosť vajec väčšia ako špecifická hmotnosť soľných roztokov a vajcia sa usadzujú v sedimente).

Špeciálnymi metódami zisťovania vajíčok a lariev helmintov, cýst a vegetatívnych foriem prvokov sú metódy zoškrabovania, flotácie, sedimentácie, larvoskopie, protozooskopie, vyšetrenia žlče a metódy farbenia náterov výkalov, spúta atď.

Jednoduché metódy fekálne vyšetrenia

Natívny náter. Z rôznych častí podávanej porcie sa drevenou tyčinkou odoberie malá čiastočka výkalov, dobre sa rozotrie na podložnom sklíčku v kvapke 50% roztoku glycerolu a na 2-3 podložných sklíčkach sa urobí tenký náter. Najmenej 3 preparáty sa skúmajú pod mikroskopom. Nevýhoda metódy: pozerá sa na malé množstvo materiálu, preto sa nepoužíva ako samostatná metóda.

Metóda krútenia(Shulman). 2,0 až 3,0 g výkalov sa umiestni do pohára, dôkladne sa premieša sklenenou tyčinkou s 5-násobným objemom fyziologického roztoku alebo destilovanej vody, pričom sa rýchlo pohybujú 2 až 3 minúty a tyčinka sa rýchlo vyberie zo zmesi. Kvapka zmesi na konci tyčinky sa prenesie na sklíčko a skúma sa pod mikroskopom. Princíp odstredivej sily spôsobuje hromadenie vajíčok a lariev na palici.

Metóda hrubého rozmazania Kato s celofánom. Chemické činidlá: 100% glycerín, 6% roztok fenolu (100 ml vody + 6 g fenolu), 3% roztok malachitovej zelene (2,5 ml destilovanej vody + 75 ml malachitovej zelene).

Príprava pracovného roztoku: 100 ml 6% roztoku fenolu + 100 ml čistého glycerínu + 1,2 ml 3% roztoku malachitovej zelene.

Príprava celofánových prúžkov: Nastrihajte celofánové prúžky, ktorých veľkosť zodpovedá podložnému sklíčku. Celofán musí byť hydrofilný (vhodný je celofán, ktorý horí, ak sa roztopí, je nevhodný). V pracovnom roztoku je možné spracovať až 5 tisíc pásov. Doba expozície celofánových pásikov, kým nie sú pripravené na použitie v pracovnom roztoku, je najmenej 24 hodín.

Priebeh štúdie. 50 mg výkalov (približne veľkosti veľkého hrášku) sa nanesie na podložné sklíčko, rozotrie sa jednotlivou tyčinkou (sklenená, drevená), prikryje sa celofánovým prúžkom a navrchu sa rozotrie gumenou zátkou, až kým nevznikne jednotný hustý náter. získané. Prípravok sa suší pri izbovej teplote počas 1 hodiny alebo v termostate pri 40°C 20-30 minút a skúma sa mikroskopicky (čas expozície sa môže predĺžiť pri izbovej teplote na 5-6 hodín alebo viac).

Z hľadiska účinnosti je táto metóda blízka metóde flotácie, ale odhaľuje intenzívnu a stredne intenzívnu inváziu.

Používa sa ako nezávislá diagnostická metóda a odporúča sa na hromadný skríning populácie.

V klinických diagnostických laboratóriách sa používa ako jednotná metóda diagnostiky helmintov pri absencii špecifických diagnóz v odporúčaniach lekárov.

Metódy perianálneho škrabania a natívneho náteru Lugolovým roztokom sú popísané v časti špeciálne metódy.

Sofistikované metódy obohacovania výkalov

Metódy obohatenia sú založené na rozdiele v špecifickej hmotnosti vajíčok helmintov a použitom fyziologickom roztoku.

Pri použití flotačnej metódy je možné použiť nasledujúce soľné roztoky:

1. Roztok dusičnanu olovnatého PbNO3 (dusičnan olovnatý) s hustotou 1,5. Pripravené rýchlosťou 650 g látky na 1 liter vody. Soľ sa po častiach rozpustí v horúcej vode v smaltovanej miske, zahrieva sa na sporáku a neustále sa mieša, kým sa úplne nerozpustí. Roztok nie je potrebné filtrovať. Roztok sa pripravuje v deň štúdie, pretože v priebehu času vytvára zrazeninu a jej hustota začína klesať po 24 hodinách. Ak sa roztok pripravuje vo veľkých množstvách, potom sa v nasledujúcich dňoch pred štúdiom zahreje, miešanie sedimentu. Roztok sa pripravuje v digestore, pretože dusičnan olovnatý je soľ ťažkého kovu.

2. Roztok dusičnanu amónneho NH4NO3 (granulovaný alebo obyčajný dusičnan amónny) s hustotou 1,3 sa pripraví rovnakým spôsobom ako predchádzajúci, ale v množstve 1500 g látky na 1 liter. horúca voda.

3. Pripraví sa roztok dusičnanu sodného NaNO3 alebo dusičnanu sodného s hustotou 1,38-1,4 v množstve 1000 g látky na 1 liter horúcej vody.

4. Pripraví sa roztok tiosíranu sodného Na2S2O3×5H2O (hyposiričitan sodný) s hustotou 1,4 v množstve 1750 g látky na 1 liter horúcej vody.

5. Pripraví sa roztok síranu sodného Na2SO4 (Epsomská soľ) s hustotou 1,26-1,28 v množstve 920 g látky na 1 liter horúcej vody.

6. Pripraví sa roztok chloridu zinočnatého ZnCl2 (chlorid zinočnatý) s hustotou 1,82 v množstve 2000 g látky na 1 liter horúcej vody. Ochladený roztok nekryštalizuje.

7. Nasýtený roztok chloridu sodný NaCl(kuchynská soľ) s hustotou 1,18-1,2. Na! l vody, po častiach pridajte 400 - 420 g soli do smaltovaného vedra s vriacou vodou za stáleho miešania, kým sa úplne nerozpustí. Ako sa roztok ochladzuje, vyzrážajú sa kryštály chloridu sodného.

Merná hmotnosť flotačných roztokov sa meria aerometrom až po úplnom ochladení roztoku pri izbovej teplote.

Flotačné metódy sú najúčinnejšie na detekciu vajíčok pásomnice trpasličej, vretenice, hákovca, škrkavky a pásomnice.

Povrchovú fóliu je možné odstrániť pomocou drôtenej slučky alebo podložného skla.

V nasýtenom roztoku stolová soľ film je možné preskúmať po 30-40 minútach v roztoku dusičnanu amónneho - po 10-20-30 minútach po usadení.

Pri odstraňovaní filmu pomocou drôtenej slučky sa skúma najmenej 8 kvapiek.

Sklíčka odstránia z filmu viac vajec ako drôtené slučky. Sklo musí byť v kontakte s kvapalinou flotačného roztoku, ktorá sa pridáva do kadičky pomocou pipety. Po usadení sa sklo vyberie a položí navlhčeným povrchom nahor na sklo. väčšia veľkosť a skúmané pod mikroskopom. Sklíčka musia byť pred použitím odmastené.

Na vykonanie výskumu musíte mať: podložné sklíčka, kadičky, drôtené slučky, kyvety, Petriho misky, pipety, žiarovky, sklenené alebo drevené tyčinky.

Priebeh štúdie. 5 g výkalov sa zaleje 10-násobným množstvom flotačného roztoku (výhodne merná hmotnosť 1,38-1,40), dôkladne sa premieša, veľké nerozpustné častice sa zhora odstránia a suspenzia sa nechá 10-15 minút. Film sa potom odstráni buď pomocou slučky na podložnom sklíčku alebo pomocou podložného skla. Na riedenie výkalov je lepšie vziať poháre s objemom 30-50 ml, naliať roztok zarovnaný s okrajmi (alebo podplniť 2-3 mm) a prikryť zmes podložným sklíčkom a potom pridať flotačný roztok pipetou, kým sa nedostane do kontaktu s podložným sklom. Po 10-20 minútach sklo rýchlo vyberte a mikroskopujte zvyšný film na ňom bez krycieho skla.

Sedimentačné metódy

Sedimentačné metódy sa používajú na detekciu vajíčok geohelmintov, biohelmintov vo výkaloch a ako špeciálne metódy na testovanie opisthorchiázy.

Goryachev-Zolotukhin metóda(zjednodušená Gorjačovova metóda). Asi 1,5 g výkalov sa rozmieša v kadičke v 3-4 ml vody. Výsledná suspenzia sa prefiltruje cez dve vrstvy gázy do centrifugačnej skúmavky, pričom sa opatrne navrství na 4 až 5 ml nasýteného roztoku chloridu sodného, ​​ktorý je v nej prítomný. Skúmavky sa umiestnia do stojana na 15-20 hodín.Počas tejto doby sa usadia ťažké vajíčka motolice. Získajú sa dve jasne ohraničené vrstvy. Sediment sa mikroskopicky skúma.

Éter-formalínová metóda. Používa sa na diagnostiku všetkých črevných invázií a ako špeciálna metóda pre vajíčka prvokov a opisthorchidov.

Vybavenie: odstredivka pri 3000 ot./min.; odstredivkové odmerné skúmavky, lieviky; kovové sitko (čajové sitko) alebo dvojvrstvový obväz; sklíčka a krycie sklíčka; drevené (alebo sklenené) palice; vata, obväz.

Chemické činidlá: 10 % roztok formalínu (1 diel farmaceutického roztoku formalínu a 4 diely destilovanej vody); etyléter (liečivý).

7 ml 10% roztoku formalínu sa naleje do centrifugačných skúmaviek a umiestni sa 1 g výkalov (také množstvo výkalov, že roztok v skúmavke stúpne na 8 ml). Výkaly sa miešajú s formaldehydom, kým nevznikne homogénna zmes, a potom sa prelejú cez kovové sitko (alebo dvojvrstvovú gázu, obväz) do ďalšej skúmavky odstredivky (ak na sitku zostanú výkaly, je potrebné sitko prepláchnuť formaldehydom). Do tejto centrifugačnej skúmavky pridajte 2 ml éteru, uzavrite uzáverom a silno pretrepávajte 30 sekúnd.

Zmes sa centrifuguje pri 3000 otáčkach za minútu počas jednej minúty (alebo počas dvoch minút pri 1500 otáčkach za minútu). V dôsledku éter-formalínovej reakcie sa proteíny zrážajú vo forme zátky na vrchu skúmavky a vyzrážajú sa vajíčka hlíst. Vrstva koagulantu sa odstráni, supernatant sa vypustí, sediment sa nanesie na podložné sklíčko priamo zo skúmavky alebo Pasteurovou pipetou, prikryje sa krycím sklíčkom a pozoruje sa pod mikroskopom.

Metóda zrážania éterom a octom. Princíp éterovo-octovej sedimentácie vajíčok helmintov spočíva v postupnom ošetrení vzoriek výkalov 10 % vodným roztokom octová kyselina a éter. Kyselina octová je lepšia ako ostatné chemické zlúčeniny emulguje vzorky výkalov. Preniká do nestrávených častíc pozostávajúcich najmä z vlákniny, ktorá keď skvelý obsah zasahovať do výskumu zrážaním po odstredení. Následné pridanie éteru do skúmavky a miešanie vedie k extrakcii kyseliny octovej z obsahu skúmavky spolu s časticami výkalov, ktoré sú v nej nasiaknuté. Keďže špecifická hmotnosť zmesi éteru a kyseliny octovej je menšia ako merná hmotnosť vody, vzorky stolice ošetrené týmito látkami plávajú a usadzujú sa vajíčka helmintov, ktoré majú vysokú špecifickú hmotnosť.

Množstvo sedimentu získaného po vyzrážaní éterom a octom je 3-4 krát menšie ako po vyzrážaní éterom a formalínom. To značne uľahčuje detekciu vajíčok helmintov v ňom a umožňuje preskúmať celý sediment s odváženým množstvom 0,5-1 g Toxicita éterovo-octovej metódy je 5-krát nižšia.

Priebeh štúdie. 7 ml 10 % roztoku kyseliny octovej sa naleje do odstredivej skúmavky a pridá sa 1 g vzorky stolice (t. j. množstvo stolice, pri ktorom roztok kyseliny octovej stúpne na 8 ml). Dôkladne premiešajte pohárom alebo drevenou vareškou. Preceďte cez lievik s dvoma vrstvami gázy do inej centrifugačnej skúmavky. Pridajte 2 ml k emulzátu etyléter(t.j. do 10 ml). Skúmavky sa uzavrú gumenou zátkou (z fľaštičky s penicilínom) a pretrepávajú sa 15 sekúnd. Po odstránení zátky sa skúmavky odstreďujú jednu minútu pri 3000 otáčkach za minútu počas 2 minút. Supernatant zo skúmavky sa vypustí. V niektorých prípadoch výsledná fekálna zátka interferuje s odtokom supernatantu. V tomto prípade použite sklenenú alebo drevenú tyčinku na oddelenie zátky od stien skúmavky. Celý sediment sa napipetuje na podložné sklíčko a mikroskopicky sa skúma pod krycím sklíčkom pri malom zväčšení. Sediment je zvyčajne malý a bezfarebný. Vajíčka hlíst, najmä malé vajíčka motolice, sa dajú ľahko zistiť.

Chemická sedimentačná metóda. Princíp štúdie je založený na vyzrážaní vajíčok zo vzorky výkalov vo fyziologickom roztoku so špecifickou hmotnosťou 1,15. Podstatou metódy je priame odstreďovanie skúmavky, pri ktorej sa zátka výkalov emulgovaná v 1% roztoku kyseliny octovej navrství na roztok dusičnanu sodného (merná hmotnosť 1,16). Vysoká špecifická hmotnosť fyziologického roztoku a bublinky uvoľnené v dôsledku chemickej reakcie, ktoré prenikajú vrstvou homogenizovaného trusu, zabraňujú jeho sedimentácii. Vajíčka helmintov sa vyzrážajú s malým množstvom vlákniny. Sediment je možné vyčistiť od zvyšného detritu tak, že sa naň pôsobí 10 % roztokom kyseliny octovej a éteru. V tomto prípade zostáva iba jedno helmintové vajcia, čo značne uľahčuje ich identifikáciu.

Priebeh štúdie. 6 ml roztoku dusičnanu sodného so špecifickou hmotnosťou 1,15 sa naleje do odmernej centrifugačnej skúmavky. 7 ml 1% roztoku kyseliny octovej sa naleje do inej skúmavky. Pridajte vzorku stolice (až po značku 7,5 ml pre 0,5 g vzorku a do 8 ml pre 1,0 g vzorku). Vzorku dôkladne premiešajte sklenenou tyčinkou. Precedíme cez lievik s jednou vrstvou gázy a navrstvíme na roztok dusičnanu sodného. Skúmavka s vrstveným filtrátom sa 5 minút odstreďuje pri 1500-2000 ot./min. Kvapalina supernatantu sa vypustí rýchlym prevrátením skúmavky. Do skúmavky so sedimentom pridajte 3-4 ml 10% roztoku kyseliny octovej a 0,5 ml éteru, uzatvorte gumovou zátkou a pretrepte. Opakované odstreďovanie sa uskutočňuje 1 minútu. Tekutý supernatant zlikvidujte. Sediment sa prenesie na podložné sklíčko, prikryje sa krycím sklíčkom a vyšetrí sa pod mikroskopom.

HELMINTOLOGICKÉ ŠTÚDIE ŽLČU, OBSAHU DVANÁSTORNÍKA, Spúta, KRVI, MOČU A SVALOV

Detekcia vajíčok a lariev helmintov v obsahu dvanástnika a žlči. Štúdia obsahu žlče a dvanástnika sa vykonáva pri podozrení na helmintiázu pečene a žlčníka (opistorchiáza, klonorchiáza, dikrocelióza) a dvanástnik(strongyloidóza).

Priebeh štúdie. Obsah dvanástnika a žlč (časti A, B, C) sa získajú obvyklým spôsobom pomocou intubácie. Pre časť B sa odporúča získať reflex žlčníka podaním 33 % roztoku cez sondu. síran horečnatý. Z testovanej kvapaliny sa vyberú vločky, ktoré v nej plávajú, a skúmajú sa pod mikroskopom a potom sa zmiešajú s rovnakým množstvom éteru síry. Zmes sa dôkladne pretrepe a odstredí. Supernatant sa vyhodí a celý sediment sa skúma pod mikroskopom.

Pri absencii hnisu a hlienu sa obsah žlče a dvanástnika odstredí bez zmiešania s éterom.

Vyšetrenie spúta. V helmintologickej praxi sa vyšetrenie spúta vykonáva na laboratórnu diagnostiku paragonimiázy. Niekedy sa zistia vajíčka schistosome, larvy škrkaviek a prvky echinokokového močového mechúra.

Zo spúta sa pripraví natívny náter na podložnom skle, ktorý sa skúma pod mikroskopom.

Ak je v spúte veľké množstvo hnisu, zmieša sa s 0,5% roztokom hydroxidu sodného alebo hydroxidu draselného, ​​pretrepáva sa 5 minút a odstredí sa. Sediment sa mikroskopicky skúma.

Krvný test. Krv sa vyšetruje, ak má pacient podozrenie na filariózu.

Vzhľadom na to, že pri niektorých typoch filarióz (loiáza, wuchererióza spôsobená subperiodickým kmeňom) sa larvy (mikrofilárie) vyskytujú v periférnej krvi len počas dňa a pri niektorých (brugióza, wuchererióza spôsobená periodickým kmeňom) - len v noci, respektíve v tomto čase sa odoberá krv na rozbor.

Technika odberu krvi, príprava preparátov (tenký náter a hustá kvapka), ich farbenie (podľa Romanovského) a testovanie sú podobné ako pri laboratórnej diagnostike malárie.

Mikrofilárie rôznych druhov sa vyznačujú dĺžkou, šírkou, zakrivením tela, prítomnosťou alebo absenciou čiapky, tvarom chvosta, umiestnením jadrovej látky v tele a chvostovou oblasťou lariev.

Priebeh štúdie. Potom sa moč nechá sedieť aspoň 30 minút vrchná vrstva vypustite, pričom zostane 10-15 ml sedimentu, ktorý sa naleje do centrifugačných skúmaviek a odstreďuje sa 1-2 minúty. Po vypustení supernatantu sa sediment prenesie na podložné sklíčko a skúma sa pod mikroskopom.

ŠTÚDIA SVALOVÝCH BIOPTIEK

Trichinoskopická metóda. Potreba vyšetrenia svalových biopsií pacienta vzniká pri podozrení na trichinelózu.

Biopsia sa vykonáva podľa všeobecných pravidiel. Zvyčajne sa vykonáva biopsia deltového svalu. Pri patologickom vyšetrení možno urobiť biopsiu svalov bránice, pažeráka, jazyka, žuvacích a medzirebrových svalov, ohýbačov končatín, svalov očná buľva, keďže sú najintenzívnejšie zasiahnuté larvami Trichinella.

V laboratóriu sa bioptovaný kúsok svalu rozreže na veľmi malé kúsky (mikrotómom), ktoré sa vložia medzi dva poháre, rozdrvia svalové vlákna a skúmajú sa pod mikroskopom. V súčasnosti sa na tento účel široko používajú špeciálne mikroskopy - trichineloskopy.

V prípade trichinelózy trichinoskopia odhaľuje výrazne výrazné znaky pozdĺž svalových vlákien. oválny tvar kapsuly na trichinelózu (podobné citrónu). priemerná hodnota kapsuly u ľudí je 0,4 x 0,26 mm. Kapsula spravidla obsahuje jednu Trichinelu špirálovito stočenú do 2,5 závitu. Pri vysokej intenzite invázie môžu byť v jednej kapsule 2 alebo 3 larvy. Svalové vlákna susediace s kapsulou strácajú svoje priečne ryhy a nadobúdajú homogénny vzhľad.

Rovnakým spôsobom sa skúma mäso alebo mäsové výrobky, ktoré spôsobili infekciu.

Metóda trávenia svalov. Metóda je efektívnejšia.

Priebeh štúdie. Svaly, ktoré sa skúmajú, sú jemne mleté ​​a naplnené umelými tráviace šťavy v pomere 1:15-20. Výsledná zmes sa umiestni na 12-16 hodín do termostatu pri 37°C.Po tejto dobe sa mikroskopicky skúma sediment, v ktorom sa medzi masou zvyškov natrávených svalových vlákien nachádzajú vo voľnom stave larvy Trichinella.

Umelá žalúdočná šťava sa dá kúpiť v lekárni alebo pripraviť v laboratóriu. Za týmto účelom pridajte 10 ml koncentrovanej kyseliny chlorovodíkovej do 1 litra destilovanej vody; Pred použitím pridajte 30 g pepsínu do 1 litra zriedenej kys.

KVANTITATÍVNE VÝSKUMNÉ METÓDY

Kvantitatívne metódy výskum slúži na zisťovanie intenzity invázie, hodnotenie účinnosti rôznych antihelmintík, zisťovanie kvality odčervenia, sledovanie prebiehajúcej hromadnej liečby a preventívnych opatrení atď.

Kvantitatívne stanovenie vajíčok helmintov sa uskutočňuje dvoma metódami: metódou Stoll a metódou Krasilnikova a Volkovej (1974).

Stollova metóda. Na vykonanie štúdie musíte mať mikroskop, sklenenú banku s označením 56 a 60 ml, odmerný valec, sklenené guľôčky, gumenú zátku do banky, odmerné pipety, podložné sklíčka a 0,4 % roztok hydroxidu sodného.

Priebeh štúdie. Do banky sa pomocou odmerného valca naleje desaťnormálny roztok hydroxidu sodného (koncentrácia približne 0,4 %) po značku 56 ml a pridávajú sa výkaly, kým hladina kvapaliny nedosiahne 60 ml (t.j. 4 ml výkalov). Zmes sa dôkladne pretrepáva so sklenenými guľôčkami počas 1 minúty, pričom nádoba sa uzatvorí gumovou zátkou (môžete miešať aj tyčinkou). Ihneď po pretrepaní odoberte 0,075 ml zmesi odmernou pipetou (obsahuje 0,005 ml výkalov), preneste na podložné sklíčko a pod mikroskopom spočítajte počet vajíčok v prípravku. Na určenie počtu vajíčok v 1 g výkalov sa zistený počet vynásobí 200.

Porovnanie počtu vajíčok v prípravku nájdených u pacienta pred a po liečbe umožňuje posúdiť účinnosť odčervenia.

Stollova metóda je jednoduchá, dáva porovnateľné výsledky pre všetky helmintiázy, ktorých patogény systematicky uvoľňujú vajíčka do pacientových čriev. Nevýhodou metódy však je, že je relatívne nízka citlivosť, najmä pri nízkej intenzite invázie.

Krasilnikov-Volkova metóda. Pri štúdiu touto metódou sa minimálne 1 g výkalov zmieša v sklenenej banke alebo veľkej skúmavke s 1% roztokom Lotus (alebo 1,5% roztokom Extra) v pomere 1:10. Suspenzia sa dôkladne pretrepáva, kým sa nevytvorí homogénna suspenzia, potom sa rýchlo odoberie 0,1 ml suspenzie (čo zodpovedá 0,01 g stolice) pomocou odmernej pipety a prenesie sa na podložné sklíčko. Prípravok sa prikryje krycím sklom alebo celofánovou platňou (20 x 30 mm), uchováva sa najmenej jeden deň pri 50 % vodný roztok glycerín.

Spočítajte počet vajec v celej príprave. Na výpočet počtu vajec v 1 g výkalov je potrebné výsledné číslo vynásobiť 100.

Táto metóda má oproti Stollovej metóde množstvo výhod. Po prvé, je citlivejší a umožňuje vám odhaliť helminty, kedy slabý stupeň zamorenia. Po druhé, je to veľmi výhodné pre hromadné skúšky, pretože roztoky detergentov, ktoré sú konzervačnými látkami pre vajíčka hlíst, umožňujú vykonávať výskum nie úplne čerstvého materiálu. Avšak predpokladom Ide o zber výkalov priamo do roztoku čistiaceho prostriedku.

Pre kvantitatívny výskum Môžete použiť ktorúkoľvek z opísaných jednotných kvalitatívnych metód založených na princípe plávajúcich vajec. V tomto prípade sa však na analýzu musí odobrať rovnaké množstvo výkalov a rovnaký objem flotačného roztoku. Stupeň invázie možno vypočítať na základe znalosti počtu vajíčok v 1 g výkalov podľa nižšie uvedenej tabuľky.

Intenzita invázie v závislosti od počtu vajíčok helmintov

v 1 g výkalov

METÓDY SÉROLOGICKEJ DIAGNOSTIKY

Tieto metódy, založené na detekcii špecifických protilátok v krvnom sére, sa používajú na diagnostické a skríningové účely.

Sérologické metódy zahŕňajú:

kruhová precipitačná reakcia (RCR) (trichinóza, cysticerkóza);

Reakcia zrážania krúžku v skúmavkách v chlade (trichinóza, cysticerkóza);

Reakcia mikroprecipitácie na živých larvách (trichinóza, askarióza);

Nepriama hemaglutinačná reakcia (IRHA) (trichinóza, echinokokóza, alveokokóza, cysticerkóza atď.);

Latexová aglutinačná reakcia (LAR) (echinokokóza, alveokokóza, trichinelóza, teniarinchiáza atď.);

Reakcia fixácie komplementu (FFR) (trichinóza, echinokokóza, cysticerkóza);

Enzýmom značená protilátková reakcia (ERA) (echinokokóza, onchocerciáza, schistozomiáza, trichinelóza, toxokaróza);

Prepojený imunosorbentový test(ELISA) (trichinóza, opisthorchiáza, toxokaróza, toxoplazmóza atď.).

Na uskutočnenie sérologických reakcií sa štandardné antigény vyrábajú alebo sa pripravujú nezávisle (napríklad z echinokokových mechúrov oviec) a vyrábajú sa špeciálne testovacie systémy pre ELISA.

Špeciálne metódyštúdie na enterobiázu, teniarinhoz, taeniazu

Škrabanie z perianálnych záhybov. Na získanie škrabancov z perianálnych záhybov môžete použiť drevenú špachtľu, celofánový pásik, celulózový papier alebo pásku, tyčinky na oči so špeciálnou lepiacou vrstvou:

a) škrabanie drevenou špachtľou (špachtľa je sploštená zápalka alebo palica), navlhčenou 1 % roztokom glycerínu (alebo 0,5 % roztokom prášok na pečenie), sa vykonáva ľahkým zoškrabaním z povrchu perianálnych záhybov po celom obvode konečníka. Výsledný zoškrab sa prenesie okrajom krycieho skla z konca špachtle na podložné sklíčko do kvapky 50 % roztoku glycerolu, prekryje sa rovnakým krycím sklom a podrobí sa mikroskopii. Nevýhodou tejto metódy je nedostatočná detekcia vajec a dráždivý účinok;

b) podľa Torgushinovej metódy sa urobí oplach vatovým tampónom na drevenej alebo inej stierke navlhčenej 50 % roztokom glycerínu a na podložnom sklíčku sa pripraví náter v kvapke glycerínu;

c) podľa Kevorkovej metódy sa asi 5 ml naleje do centrifugačnej skúmavky prevarená voda, vložte do nej špachtľu (tyčinku) s vatovým tampónom. Pred odberom materiálu sa tampón zľahka pritlačí k vnútornej stene skúmavky, pretrie sa ním perianálne záhyby a špachtľa s tampónom sa vloží do skúmavky. Tampón sa dôkladne pretrepe v skúmavke, výplach sa centrifuguje 3 minúty a výsledný sediment sa skúma pod mikroskopom;

d) zoškrabanie lepiacou páskou podľa Grahama. Kúsok lepiacej pásky (priehľadná polyetylénová páska s lepiacou vrstvou na detská kreativita, ale je lepšie použiť chirurgickú fóliu LPO-1, LPO-2) s dĺžkou 8-10 cm, prilepiť ju lepiacou vrstvou na perianálne záhyby kože, držať ju za konce a potom ju preniesť do pohára posúvajte lepiacou vrstvou nadol (konce pásky presahujúce okraje skla sú odrezané), okuliare sú očíslované a údaje pacienta a číslo skla sú zaznamenané do denníka. V laboratóriu sa páska na jednom konci na veľkú vzdialenosť odlepí a nakvapká sa pod ňu 1-2 kvapky. vazelínový olej alebo glycerín (na odstránenie optických defektov) a mikroskop;

e) škrabanie pomocou sklenených očných tyčiniek, ktorých povrch je potiahnutý špeciálnou lepiacou kompozíciou. Očné tyčinky sú inštalované v špeciálnom statíve. Materiál sa zbiera dotykom plochej časti špachtle na kožu perianálneho otvoru. Potom sa prútik znova pripojí k statívu na prepravu. Mikroskopia sa vykonáva priamo na špachtli na oboch stranách (bez podložných sklíčok a krycích skiel) s predbežnou montážou v kazetách pri malom zväčšení (okulár x 10, objektív x 8). Na konci práce sa palice dezinfikujú vyvarením v mydlovom roztoku a statív a kazety sa ošetria alkoholom a umyjú sa roztokom mydla a sódy. Zloženie lepidla: cleol – 10 g, Ricínový olej– 2,5 g, etyléter – 5 g, etanol 96 % - 2,5 g.

Špachtle sa ponoria do roztoku lepidla a potom sa sušia na vzduchu pri izbovej teplote. Priľnavý film vytvorený na povrchu vydrží niekoľko dní.

Metóda je vhodná na hromadný skríning detí na enterobiázu a dospelých na taeniazu.

Okrem metódy škrabania na teniarhynchózu a taeniazu sa používa aj metóda prieskumu a makroskopická metóda opísaná vyššie (pri identifikácii segmentov).

Špeciálne metódy výskumu strongyloidózy

Éterovo-octová metóda sa používa na detekciu vajíčok (pozri vyššie) a Bermanova metóda na detekciu lariev vo výkaloch.

Bermanova metóda. Preskúmajte čerstvú stolicu, najlepšie po užití preháňadla. Vzorka stolice s hmotnosťou 5 g sa umiestni na kovové sito (sieťka vo vnútri je vystlaná dvoma vrstvami gázy) v sklenenom lieviku namontovanom na stojane. Na spodnom konci lievika je umiestnená gumená hadica so svorkou (Bermanov aparát).

Sieťka s výkalmi sa zdvihne a do lievika sa naleje voda zohriata na 40-50°C tak, aby Spodná časť sieťka bola ponorená do vody a výkaly boli úplne pokryté vodou. Po 2-4 hodinách sa svorka na gumenej trubici rýchlo otvorí a kvapalina sa vypustí do odstredivkovej trubice. Po odstredení (1-2 minúty) sa horná časť kvapaliny rýchlo scedí a sediment v množstve 1 ml sa nanesie v tenkej vrstve na podložné sklíčko a pod mikroskopom s malým zväčšením sa mikroskopuje.

Metóda IMP a TM. Časť výkalov veľkosti orecha sa vloží do kadičky, zaleje sa teplým 40 °C soľným roztokom tak, aby sa výkaly pokryli roztokom, a nechá sa 20 minút. Po 20 minútach sa kvapalina naleje do Petriho misky a pozoruje sa pod MBS binokulárnym mikroskopom.

Na diagnostiku strongyloidózy, najmä na sledovanie účinnosti liečby, sa odporúča kombinovať Bermanovu metódu so štúdiom obsahu dvanástnika.

Špeciálne metódy výskumu háďatiek

Nematózy

Ascariáza

História upozorňuje na postoj k záhradkárstvu a záhradkárstvu. Jesť surovú zeleninu a šaláty z tejto zeleniny.

Klinické prejavy skorá fáza Ascariáza je spôsobená alergickými zmenami v tele. Skoré alebo migrujúce larválne štádium askariózy sa často vyskytuje v prítomnosti horúčky s telesnou teplotou do 38° a viac, s komplexom symptómov poškodenia pľúc a s výraznou krvnou eozinofíliou. Vo väčšine prípadov sú u detí prvými príznakmi choroby malátnosť, slabosť, periodické bolesti hlavy, potenie a niekedy bolesti svalov a kĺbov. Často sa objaví hojná vyrážka ako žihľavka so silným alebo stredne závažným svrbením. Diagnózu včasnej fázy potvrdzujú röntgenové štúdie na prítomnosť prchavých látok v pľúcach eozinofilné infiltráty Leffler. Nátery čerstvo vylučovaného spúta často obsahujú eozinofilné bunky, červené krvinky, Charcot-Leydenove kryštály a larvy škrkaviek.

V črevnom imaginárnom štádiu askariózy sa môže vyskytnúť kombinácia gastrointestinálnych a astenické syndrómy, enterokolické symptómy bolesti. U detí často dochádza k úbytku hmotnosti, niekedy dosť výrazne. Nevoľnosť, zvýšené slinenie, podráždenosť, oneskorený psychomotorický vývoj, znížená inteligencia.

Na laboratórnu diagnostiku črevnej st.

Protozoá sú rozdelené do 4 tried:

Pri encystácii mikroorganizmus získava zaoblený tvar a pokryté ochranným plášťom. Vo forme cysty sa prvoky stávajú menej náchylnými na nepriaznivé faktoryživotné prostredie.

Nasledujúce položky môžu byť predmetom výskumu:

Poznámka:Existuje mnoho typov diagnostiky, zvážime tie typy, ktoré sú v klinickej laboratórnej praxi najbežnejšie.

Súkromné ​​typy diagnostiky

V každom konkrétnom prípade má laborant za úlohu nájsť konkrétny patogén, niekedy sú spolu s hlavným patogénom objavené aj iné.

V ľudskom čreve je schopných žiť 6 druhov tohto mikroorganizmu. Klinický význam má len dyzenteriálna améba, ktorá sa vyskytuje vo vegetatívnej forme a vo forme cýst.

Okrem toho sa používajú imunologické metódy:

• nepriama imunofluorescencia;
• nepriama aglutinácia (INA);
• radiálna imunodifúzia.

Poznámka: sérologické metódy sú neinformatívne a používajú sa len ako doplnok k hlavným v pochybných prípadoch.

Diagnostika riasiniek (ciliates)

Patogénnou formou mikroorganizmov tohto rodu je balantidium. Ide o mikrób, ktorý spôsobuje balantidiázu, ochorenie sprevádzané ulceróznym procesom hrubého čreva. Patogén sa deteguje v natívnom nátere vo forme vegetatívnej formy a cysty. Materiál na náter (výkaly a hlien) sa odoberie počas sigmoidoskopického vyšetrenia a vysieva sa na špeciálne médiá.

Diagnóza bičíkovcov (Leishmania, Giardia, Trypanozómy, Trichomonas)

Leishmania, trypanozómy, lamblia a trichomonas sú pre ľudí nebezpečné.

Leishmania- mikróby, spôsobujúce leishmaniózu, sa vyšetrujú v krvných náteroch, materiáloch kostná dreň, škrabance z kožných infiltrátov. V niektorých prípadoch sa pri diagnostike leishmánie používa kultivácia na živných médiách.

trypanozómy– patogény spavá choroba(Americká/africká trypanozomiáza alebo Chagasova choroba).

Africký variant je definovaný v počiatočné obdobie pri štúdiu periférnej krvi. S progresiou ochorenia sa patologické mikróby nachádzajú v materiáli punkcií lymfatických uzlín av pokročilých štádiách - v cerebrospinálnej tekutine.

Na diagnostiku trypanozómov v prípade podozrenia na Chagasovu chorobu sa skúmaný materiál skúma pod mikroskopom pri malom zväčšení. V tomto prípade sú šmuhy a hustá kvapka vopred zafarbené.

Trichomonas(črevné, orálne,) sa zisťujú mikroskopiou materiálov odobratých z postihnutých slizníc.

Identifikácia sporozoanov (malarické plazmodium, pôvodca kokcidózy atď.)

Najbežnejším a najnebezpečnejším druhom pre ľudí je malarické plazmodium, ktoré má 4 hlavné typy patogénu: patogén terciánskej malárie, štvordňová malária, tropická malária a ovál malárie.

Sexuálny vývoj Plasmodium (sporogónia) prebieha u komárov rodu Anopheles. Asexuálna (schizogónia tkanív a erytrocytov) - v ľudskom pečeňovom tkanive a erytrocytoch. Tieto vlastnosti životného cyklu sa musia brať do úvahy pri diagnostike malarického plazmódia.

V krvi čerstvo chorého pacienta sa teda dajú zistiť zárodočné bunky sporogónneho cyklu. Ale na vrchole malarických záchvatov sa schizonty objavujú vo veľkom počte v krvi.

Navyše v rôzne fázy malarickú horúčku objaviť rôznych tvarov plazmodium:

• počas obdobia chladu sa krv naplní merozoitmi, typom schizontu;
• pri zvýšených teplotách sa v erytrocytoch hromadia prstencové trofozoity;
• pokles teploty je charakterizovaný prevahou amébovitých trofozoitov;
• počas obdobia normálneho stavu krv obsahuje dospelé formy schizontov.

Štúdium pôvodcu malárie (malarické plazmodium) sa uskutočňuje v nátere a v hustej kvapke.

Poznámka:Diagnóza malárie vyšetrením sterov a hustých kvapiek krvi je niekedy chybná. Krvné doštičky môžu byť v niektorých prípadoch mylne pripísané malarickému patogénu. Tiež niekedy fragmenty leukocytov a iných buniek simulujú plazmodium.

Základné metódy štúdia prvokov

Pozrime sa v krátkosti na najbežnejšie metódy výskumu prítomnosti prvokov.

Diagnostika prvokov pomocou natívneho náteru a náteru zafarbeného Lugolovým roztokom (v stolici)

Liečivo sa pripravuje z emulzie výkalov v izotonickom roztoku. Na podložné sklíčko sa nanesú dve kvapky chlóru sodného a Lugolov roztok. Testovaný materiál sa pridá k obom kompozíciám drevenou tyčinkou a po prekrytí sklom sa pozoruje pri rôznych rozlíšeniach mikroskopu.

Nájdené prvoky sa zaznamenávajú na základe určitých charakteristík. Pre presnosť pripravte 2-3 prípravky z rovnakého materiálu. V pochybných prípadoch sa analýza opakuje niekoľkokrát počas 2-3 týždňov.

Metóda môže odhaliť vegetatívne a cystické formy:

• lamblia;
• balantidium;
• dysenterická améba.

Spolu s patogénnymi formami sú identifikované aj nepatogénne prvoky. Aj u zdravých nosičov existujú luminálne a cystické formy.

Dôležité:výskum by sa mal vykonávať opakovane, aby sa predišlo nepresnostiam a chybám.

Výsledok diagnostiky prvokov pomocou metódy natívneho a farbeného náteru by mal obsahovať popis formy patogénu (luminál, cysta, tkanivo).

Požiadavky na výskum:

• materiál odobratý na analýzu (tekuté výkaly) sa vyšetrí najneskôr 30 minút po defekácii;
• formalizovaná stolica musí byť diagnostikovaná do 2 hodín po defekácii;
• materiál by nemal obsahovať nečistoty ( dezinfekčné prostriedky, voda, moč);
• na prácu s materiálom používajte iba drevené palice, sklenené nie sú vhodné kvôli šmýkaniu hlienu;
• Tyčinky je potrebné ihneď po použití spáliť.

Konzervačná metóda (vyšetrenie stolice) na diagnostiku prvokov

Štúdia sa uskutočňuje fixáciou prvokov pomocou konzervačnej látky. Rozdiel medzi touto metódou a predchádzajúcou je v tom, že konzervačné látky vám umožňujú uchovávať liek na dlhú dobu.

Použité konzervačné látky:

• Barrow. Obsahuje konzervačné zložky: 0,7 ml chloridu sodného, ​​5 ml formalínu, 12,5 ml 96% alkoholu, 2 g fenolu a 100 ml destilovanej vody. Farbiace zloženie: 0,01% roztok tionínu (azura).
• Safarlievovo riešenie. Zloženie: 1,65 g síranu zinočnatého, 10 ml formalínu, 2,5 g kryštalického fenolu, 5 ml kyseliny octovej, 0,2 g metylénovej modrej, 100 ml vody. Tento konzervačný prostriedok sa používa v prípadoch, keď sa materiál musí skladovať dlhšie ako mesiac.

Prázdne fľaše sa naplnia konzervačným prostriedkom, materiál sa do nich prenesie v pomere 3:1, v prípade potreby sa pridá farbivo. Výsledky sa hodnotia štúdiom 2-3 liekov.

Metóda obohatenia formalínom a éterom (analýza prítomnosti prvokov vo výkaloch)

Táto diagnostická metóda umožňuje oddeliť a koncentrovať cysty prvokov. Na analýzu sú potrebné tieto zložky: formalín (10 ml), 0,85 g izotonického roztoku, destilovaná voda, éter sírový, Lugolov roztok.

Zmes biomateriálu s uvedenými kvapalinami sa premieša a odstredí. Sediment získaný na dne skúmavky sa zafarbí Lugolovým roztokom a vyšetrí sa na prítomnosť cýst a vegetatívnych foriem.

Metóda detekcie Leishmania (náter z kostnej drene)

Na diagnostiku leishmaniózy sa používajú nasledujúce činidlá: Nikiforovova zmes (éter síry a etylalkohol), fosfátový pufor, Azur-eozín podľa Romanovského.

Látka kostnej drene sa po špeciálnej príprave veľmi opatrne umiestni na podložné sklo. Používa sa mikroskop s imerzným systémom.

IN akútne obdobie choroby, veľké množstvo leishmánií sa nachádza v bodkovanej.

Poznámka:Niekedy krvné bunky môže pripomínať spracovanú Leishmániu, preto je veľmi dôležité, aby bol laboratórny technik opatrný a mal dostatočné skúsenosti na vykonávanie nezávislého výskumu.

Metóda detekcie leishmánie v nátere z kožného infiltrátu

Požadované činidlá sú podobné predchádzajúcej analýze.

Testovaný materiál sa získa z existujúceho tuberkulózneho alebo ulcerózneho obsahu. Pri podozrení na leishmaniózu sa škrabanie robí veľmi opatrne skalpelom, bez krvi. Potom sa prípravok pripraví na sklo. Na zabezpečenie presnosti získaných výsledkov sa súčasne skúma niekoľko prípravkov.

V prítomnosti ochorenia sa leishmánia deteguje aj medzi makrofágmi, fibroblastmi a lymfoidnými bunkami prítomnými v testovanom materiáli.

Spôsob izolácie čistej kultúry Leishmania získanej zoškrabaním patologických tkanív

Pri tejto metóde diagnostiky prvokov sa tkanivové zoškraby vložia do špeciálneho živného média, v ktorom sa Leishmania aktívne množí.

Pred odberom škrabania sa koža dôkladne ošetrí alkoholom, potom sa urobí rez do tuberkulózy, z ktorej sa odstráni obsah a umiestni sa do skúmavky s médiom. Materiál sa odoberie niekoľkokrát, potom sa umiestni do rôznych skúmaviek. Potom prebieha kultivácia v termostate pri teplote 22-24 stupňov. Výsledky sa hodnotia pod mikroskopom. Táto metóda sa používa vtedy, keď sú iné, lacnejšie a rýchlejšie metódy diagnostiky prvokov neúčinné.

Ako sa v praxi dešifrujú testy na prítomnosť prvokov pomocou kvapky krvi, si môžete pozrieť vo videorecenzii:

Lotin Alexander, lekársky publicista

Stoličky sa vyšetrujú dvoma spôsobmi:

1. Makroskopický – odhaliť helminty, ich hlavy, segmenty, úlomky strobil. Malé porcie výkalov sa zmiešajú s vodou na plochom podnose alebo Petriho miske a prezerajú sa v dobrom svetle na tmavom pozadí, ak je to potrebné, pomocou lupy. Všetky podozrivé útvary prenesieme pinzetou do iného pohára s vodou alebo na podložné sklíčko v kvapke zriedeného glycerolu.

S metódou brániťČasť testovaných výkalov sa zmieša s vodou v sklenenom valci a po usadení sa vrchná vrstva vody vypustí. Toto sa opakuje niekoľkokrát. Keď sa kvapalina stane priehľadnou, vypustí sa a sediment sa preskúma v Petriho miske.

2. Mikroskopické – na detekciu vajíčok a lariev helmintov. Existuje mnoho výskumných metód.

1). Natívny náter – najbežnejšia a technicky dostupná metóda výskumu. Je možné zistiť vajíčka a larvy všetkých helmintov. Pri malom počte vajec ich však nie je vždy možné nájsť. Preto sa používa metóda obohacovania.

1). Fülleborgova metóda – ide o metódu obohacovania založenú na plávaní vajíčok helmintiózy v nasýtenom roztoku NaCl (1,2 – hustota; 400 g NaCl na 1 liter vody; 40 % roztok NaCl). Metóda je účinnejšia ako natívny náter. 2-5 g výkalov sa umiestni do sklenených nádob a naplní sa roztokom NaCl, premieša sa a po 45 minútach sa výsledný film odstráni kovovou slučkou a na podložné sklíčko sa umiestni kvapka glycerínu. Preskúmajte pod mikroskopom. Nevýhodou metódy je pomalé vzchádzanie vajíčok rôznych helmintov, pásomnice trpasličej - po 15-20 minútach, škrkavky - 1,5 hodiny, vretenice - 2-3 hodiny.

2) Kalantariánska metóda – aj metóda obohacovania, ale používa sa nasýtený roztok NaNO 3 (hustota 1,38). Väčšina vajec pláva; testovanie sedimentov sa nevyžaduje. Nevýhodou je, že dlhodobé udržiavanie vajec v roztoku vedie k tomu, že niektoré vajcia začnú napučiavať a usadzovať sa na dne, pričom miznú z povrchového filmu.

3. Goryachevova metóda – na princípe ukladania vajíčok, detekcia vajíčok motolice. Ako roztok sa použije nasýtený roztok NaCl a na vrch sa opatrne navrství 3-4 ml roztoku stolice. Po 15-20 hodinách sa vajíčka motolice usadia na dne. Kvapalina sa vypustí a sediment sa umiestni na podložné sklíčko a pod mikroskop.

4. Shulmanova metóda krútenia – na detekciu lariev helmintov vo výkaloch. Vyšetrujú sa len čerstvo vylúčené výkaly. 2-3 g sa umiestnia do sklenenej nádoby a pridá sa 5-násobné množstvo vody, rýchlo sa premieša tyčinkou bez toho, aby sa dotkla stien nádoby - 20-30 minút, potom sa tyčinka rýchlo vyberie a kvapka kvapalina na konci sa prenesie na podložné sklíčko a podrobí sa mikroskopii.

5. Bermanova metóda – je založená na schopnosti lariev helmintov migrovať do tepla a slúži na ich identifikáciu vo výkaloch.

6. Harada a Mori metóda (metóda odchovu lariev) a odporúča sa na testovanie infekcií machovcami. Metóda je založená na tom, že v teple a na vlhkom prefiltrovanom papieri sa z vajíčok háďatiek vyvinú filariformné larvy, ktoré sa dajú ľahko odhaliť. Do stredu prúžku prefiltrovaného papiera sa nanesie 15 g fekálií, papier s fekáliami sa vloží do téglika tak, že dolný koniec je ponorený vo vode a horný koniec sa zaistí zátkou. Nádoba sa uchováva v termostate pri 28 0 C počas 5-6 dní. Počas tejto doby sa vyvíjajú filariformné larvy a zostupujú do vody. Kvapalina sa skúma pod lupou. Ak je ťažké ju zistiť, kvapalina sa odstredí, pričom sa larvy najskôr usmrtia zahriatím na 60 °C. Laboratórny asistent musí nosiť rukavice.

7. Metódy pre enterobiázu – identifikácia vajíčok červotoča a pásomnice hovädzieho dobytka.

a) škrabanie z perianálnych záhybov – vatovým tampónom pevne navinutým na drevenej tyčinke a navlhčeným 50% roztokom glycerínu. V laboratóriu sa tampón zmyje 1-2 kvapkami 50% vodného roztoku glycerínu.

b) metóda lepkavých roztočov (Grahamova metóda)

Lepiaca páska sa aplikuje na perianálne záhyby, potom sa lepiaca vrstva nanesie na podložné sklíčko a vyšetrí sa pod mikroskopom.

C) škrabanie pomocou očných tyčiniek (Rabinovichova metóda). Na perianálne škrabanie sa používajú sklenené očné tyčinky, ktorých široká časť je pokrytá špeciálnym lepidlom, ktoré umožňuje uchovanie vajíčok červov.

Vyšetrenie krvi, žlče, spúta a svalov

Krvná mikroskopia odhaľuje larvy filárií.

Vyšetrenie spúta - vajíčka paraganimu, larvy škrkavky, necator, strongyloid, prvky echinokokového mechúra.

Vyšetrenie svalov – pri podozrení na trichinelózu sa vyšetrujú svaly pacienta alebo mŕtvoly, ako aj mäso, ktoré pravdepodobne spôsobilo infekciu človeka. Na účely trichinoskopie sa sval nareže na malé kúsky a vloží do kompresora, sú to dve široké hrubé sklá, ktoré rozdrvia svaly a larvy Trichinella sa nachádzajú vo forme kapsúl - kompresná metóda.

Spôsob trávenia – svaly sa naplnia umelou žalúdočnou šťavou (roztok kyseliny chlorovodíkovej a pepsín). Svaly sú trávené a larvy sa dajú ľahko identifikovať. Stanovenie intenzity invázie: počet lariev do 200 na 1 g svalové tkanivo– mierna intenzita invázie; do 500 – intenzívne; nad 500 – superintenzívna invázia.

Sérologické metódy

Kapitola III. Diagnóza helmintiázy a metódy helmintologického výskumu

Je potrebné vyšetriť na helmintiázu všetkých pacientov, ktorí hľadajú lekársku pomoc, a najmä pacientov, ktorí sa obracajú na pediatra, terapeuta a neurológa so sťažnosťami na javy z gastrointestinálneho traktu, nervový systém a s anémiou. Ak lekár nie je vždy schopný použiť laboratórne metódy výskumu, potom každý zdravotnícky pracovník poskytujúci starostlivosť v ambulancii alebo nemocnici je povinný pohovor s pacientom o izolácii helmintov.

Ak sú k dispozícii, uvedené v príslušných kapitolách klinické indikácie Diagnóza by sa mala objasniť pomocou laboratórnych metód na testovanie helmintiázy.

Vzhľadom na prevahu črevné helmintiázy najväčší praktický význam má vyšetrenie stolice.

Metódy testovania stolice na helmintiázu

Stolica sa dodáva do laboratória v čistej sklenenej nádobe (asi štvrtina šálky stolice odobratej z rôznych miest v jednej porcii); Pri rutinnom vyšetrení je dovolené dodávať stolicu do laboratória v zápalkových škatuľkách alebo dlahových krabičkách.

Na kontrolu odčervovania sa dodáva celá časť výkalov zozbieraných po podaní (podľa predpisu lekára). antihelmintikum a preháňadlo (vo veľkých uzavretých sklenených nádobách, vedierkach).

Mikroskopické vyšetrenie stolice je základom diagnostiky črevnej helmintiázy; vždy by mu malo predchádzať celkové makroskopické vyšetrenie trusu na zistenie segmentov veľkých pásomníc, škrkaviek, škrkaviek atď.

Stolica by mala byť čerstvá alebo konzervovaná (v 5% roztoku formaldehydu), pretože sušenie výrazne mení štruktúru vajec. Okrem toho, keď stoja výkaly, rýchly vývoj vajíčka niektorých helmintov (napríklad hákovitých), čo sťažuje diagnostiku.

Podľa pokynov Ministerstva zdravotníctva ZSSR je potrebné súčasne vyšetrovať stolicu Fullebornovou metódou a natívnym náterom.

Natívny náter

Natívny náter: malý kúsok trusu (asi ako hrášok) odobratý zápalkou, sklenenou alebo drevenou tyčinkou z rôznych miest v dodanej porcii sa dôkladne rozomelie na podložnom sklíčku v kvapke 50% roztoku glycerolu resp. vo fyziologickom roztoku alebo vo vode. Prikryte krycím sklíčkom, pričom naň zľahka zatlačte (preparovacou ihlou). Náter by mal byť tenký, priehľadný a jednotný. Používa sa len ako doplnok k iným metódam, ktoré poskytujú obohatenie lieku. Mali by sa preskúmať aspoň dva lieky.

Na zistenie lariev helmintov (ako aj ich vajíčok) sa urobí natívny náter nasledujúcim spôsobom(podľa Shulmana): 2-3 g fekálií sa dôkladne premiešajú „zakrútením“ sklenenej tyčinky do emulzie s päťnásobným množstvom čistej vody alebo fyziologického roztoku. Počas miešania sa larvy hromadia v blízkosti sklenenej tyčinky, preto sa ihneď po skončení miešania kvapka emulzie rýchlo prenesie sklenenou tyčinkou na podložné sklíčko, prikryje sa krycím sklíčkom a vyšetrí sa. S. D. Lyubchenko (1936) dokázal, že metóda krútenia je účinnejšia ako metóda náteru, najmä pokiaľ ide o vajíčka škrkavky. Na základe práce S. D. Lyubchenka považujeme za vhodné nahradiť metódu rozmazania metódou krútenia.

Fulleborn metóda

Fullebornova metóda: 5-10 g výkalov odobratých z rôznych miest sa vloží do nádoby s objemom 50-100 ml a dôkladne sa rozotrie sklenenou alebo drevenou tyčinkou v nasýtenom roztoku kuchynskej soli (400 g tejto soli sa rozpustí v 1 litri vody, zahrejte do varu a prefiltrujte cez vrstvu vaty alebo gázy, roztok sa používa za studena: merná hmotnosť 1,2). Roztok sa pridáva postupne, kým sa nezíska homogénna suspenzia a celkové množstvo pridaného roztoku by malo byť približne 20-násobkom množstva stolice. Na miešanie výkalov Fulleborn odporúčal použiť čajové poháre, ale vhodnejšie je pripraviť suspenziu v nádobách na masť s objemom 50 – 100 ml, pričom na každú analýzu použite dve nádoby (alebo v pohároch s objemom 100 ml).

Ihneď po príprave suspenzie sa veľké častice, ktoré vyplávali na povrch, odstránia z povrchu špachtľou, kovovou naberačkou alebo kúskom čistého papiera ( rastlinné útvary, nestrávené zvyšky jedla a pod.), potom sa zmes nechá 1-1,5 hodiny odstáť. Po uplynutí tejto doby sa celý film odstráni z povrchu zmesi dotykom drôtenej alebo platinovej slučky (plochej) s priemerom nie väčším ako 1 cm, ohnutej v pravom uhle; Film sa pretrepe na sklíčko a prikryje sa krycím sklíčkom. Nakvapkajte 3-4 kvapky pod každé krycie sklíčko (18x18 mm). Celkovo by sa mali pripraviť aspoň 4 prípravky (na každý prípravok jedno krycie sklo). Slučka sa zahrieva nad ohňom a po každej analýze sa premyje vodou.

Pomocou metódy Fulleborn sa rýchlo a jednoducho zistia vajíčka všetkých háďatiek (s výnimkou vajíčok neoplodnených škrkaviek) a vajíčka trpasličích pásomníc.

Bermanova metóda sa používa na vyšetrenie trusu lariev helmintov (na strongyloidózu). Táto metóda je nasledovná: 5 g výkalov na kovovej sieťke (na tento účel je vhodné sitko na mlieko) sa umiestni na sklenený lievik pripevnený na statíve. Na spodnom konci lievika je umiestnená gumová trubica so svorkou.

Sieťka s výkalmi sa zdvihne a do lievika sa naleje voda zohriata na približne 50° tak, aby spodná časť sieťky s výkalmi bola ponorená do vody. Larvy sa aktívne pohybujú do vody a hromadia sa v spodnej časti gumenej trubice. Po 2-4 hodinách sa svorka otvorí a kvapalina sa vypustí do jednej alebo dvoch centrifugačných skúmaviek.

Po 1-2 minútach odstreďovania sa horná časť kvapaliny rýchlo scedí a sediment sa po kvapkách nanesie na podložné sklíčka a skúma sa pod krycími sklíčkami alebo sa rozdelí v tenkej vrstve na 2-3 veľké poháre a potom sa skúma bez krytu pošmyknutia.

Bermanova metóda sa používa aj na testovanie pôdy na prítomnosť lariev machovca.

Stollova metóda

Na určenie intenzity invázie sa používa metóda Stoll. Decinormálny roztok lúhu sodného sa naleje do špeciálnej sklenenej banky po značku 56 cm3 a potom sa pridávajú výkaly, kým hladina kvapaliny nedosiahne 60 cm3, t.j. 4 cm3. Po pretrepaní sklenenými guľôčkami sa odoberie 0,075 ml zmesi na vyšetrenie a vyšetrí sa pod jedným alebo dvoma obyčajnými krycími sklíčkami. Výsledné množstvo sa vynásobí 200, čím sa získa počet vajíčok obsiahnutých v 1 cm 3 výkalov.

Štúdium obsahu dvanástnika

Dvanástniková šťava a žlč z močového mechúra, získané obvyklým spôsobom pomocou sondovania (a žlč z močového mechúra po reflexe zo žlčníka), sa dôkladne zmiešajú s rovnakým objemom etyléteru; zmes sa odstredí, potom sa sediment skúma pod mikroskopom. Okrem sedimentu, mikroskopické vyšetrenie vločky plávajúce v kvapaline, ktoré môžu obsahovať vajíčka helmintov, sú nevyhnutne vystavené. Pri testovaní žalúdočnej šťavy a zvratkov na vajíčka helmintov môžete použiť rovnakú techniku.

V prípade podozrenia sa má vykonať vyšetrenie duodenálnej šťavy a obsahu žalúdka helmintické ochorenia pečeň, žlčník (opistorchiáza, fasciolóza, dikrocelióza) a dvanástnik (strongyloidóza).

Vyšetrenie spúta

Spútum sa rozomelie na sklenenej platni, pevne sa prikryje ďalšou sklenenou platňou a skúma sa voľným okom na svetlom a čiernom pozadí, ako aj pod lupou v prechádzajúcom svetle. Jednotlivé kúsky spúta („hrdzavé“ nahromadenia, zvyšky tkaniva a pod.) sa nanesú v tenkej vrstve na podložné sklíčko, pevne prikryjú krycím sklíčkom a skúmajú sa pod mikroskopom s malým a veľkým zväčšením.

a) Na diagnostiku cysticerkózy kože, podkožia alebo svalu sa najprv voľným okom vyšetrí asepticky vyrezaný kúsok príslušného tkaniva. Oblasti tkaniva sa pohybujú od seba pomocou pitevných ihiel, aby sa zistil voľným okom viditeľný vezikul - cysticercus (foto A); jeho dĺžka je 6-20 mm, šírka 5-10 mm. Keď sa zistí vezikula podozrivá z cysticerku, rozdrví sa medzi dve podložné sklíčka a vyšetrí sa pod mikroskopom. Cysticercus (Cistycercus cellulosae) je determinovaný prítomnosťou skolexu so štyrmi prísavkami a korunou háčikov (foto B).

Fotografia. A - cysticerci so scolexom otočeným smerom von; B - Hlava bravčovej pásomnice.

b) Na diagnostiku trichinelózy sa asepticky vyrezaný kúsok svalu (biceps alebo gastrocnemius) opatrne rozdrví v 50% glycerínovom roztoku na najjemnejšie vlákna pomocou pitevných ihiel. Rozdrvené svaly sú stlačené medzi dvoma sklenenými sklíčkami a skúmané pod mikroskopom s nízkym výkonom v zatemnenom zornom poli. Testovanie svalov na trichinelózu sa odporúča najskôr 8. deň choroby. Larvy trichinel sa nachádzajú vo svaloch v stočenej polohe: sú uzavreté v kapsulách citrónového tvaru.

Fotografia. A - Larvy Trichinella vo svaloch; B – Kalcifikované kapsuly Trichinella.

röntgen

Najčastejšie sa fluoroskopia používa na diagnostiku echinokokózy a menej často cysticerkózy. Cysticerci sa zisťujú skiaskopiou až po kalcifikácii (v prípadoch dlhodobá choroba). V posledných rokoch sa skiaskopia používa aj na diagnostiku askariózy v ranom štádiu lariev a čiastočne aj v črevnom štádiu.

Počas obdobia migrácie lariev škrkavky (a ankylostomózy) sa v pľúcach zisťujú nestabilné, niekedy viacnásobné zápalové ložiská; súčasne sa v krvi objavuje výrazná eozinofília.

Sexuálne zrelé škrkavky sú jasne viditeľné na fluoroskopii čriev postihnutých jedincov. Táto metóda, napriek svojej zložitosti a ťažkopádnosti, by sa mala používať ako doplnková metóda na diagnostikovanie askariózy v prípadoch s negatívnym skatologickým rozborom. Podľa E. S. Geselevicha zo 180 pacientov s ascaridózou identifikovaných fluoroskopiou sa u 54 nenašli v stolici žiadne vajíčka ascaris (pozri).

7.7. Metódy stanovenia životaschopnosti vajíčok a lariev helmintov

Životaschopnosť vajíčok helmintov je určená ich vzhľadom, farbením vitálnymi farbami, kultiváciou v optimálne podmienky a nastavenie biologickej vzorky.

7.7.1. Stanovenie životaschopnosti vajíčok alebo lariev helmintov podľa vzhľadu

Vajíčka helmintov sa mikroskopujú najskôr pri malom a potom pri veľkom zväčšení. V deformovaných a mŕtvych vajíčkach helmintov je škrupina roztrhnutá alebo ohnutá dovnútra, plazma je zakalená a uvoľnená. V segmentovaných vajíčkach sú drviace gule (blastoméry) nerovnaké veľkosti, nepravidelného tvaru a často posunuté k jednému pólu. Niekedy existujú abnormálne vajíčka, ktoré sa napriek vonkajším deformáciám vyvíjajú normálne. U živých lariev škrkavky je jemná zrnitosť prítomná len v strednej časti tela, odumieraním sa šíri po tele, vznikajú veľké lesklé hyalínové vakuoly, takzvané „perličky“.

Ak chcete zistiť životaschopnosť zrelých vajíčok škrkaviek, vreteníc a škrkaviek, mali by ste zavolať aktívne pohyby lariev miernym zahriatím prípravku (na teplotu nepresahujúcu 37 °C). Vhodnejšie je sledovať životaschopnosť lariev škrkavky a vretenice po ich izolovaní z obalu vajíčka stlačením krycieho skla prípravku pitevnou ihlou alebo pinzetou.

U lariev invazívnych škrkaviek je často vidieť odlupovanie puzdra na hlavovom konci a u lariev bičíkovcov, ktoré ukončili vývoj vo vajíčku, sa na tomto mieste pri veľkom zväčšení nachádza vodič. U mŕtvych lariev helmintov, bez ohľadu na ich umiestnenie (vo vajíčku alebo mimo neho), je zaznamenaný rozpad tela. V čom vnútorná štruktúra Larva sa stáva hrudkovitou alebo zrnitou a telo sa stáva zakaleným a nepriehľadným. V tele sa nachádzajú vakuoly a na kutikule sa nachádzajú zlomy.

Životaschopnosť taeniidných onkosfér (hovädzí, bravčová pásomnica atď.) je určená pohybom embryí, keď sú vystavené tráviacim enzýmom. Vajcia sú umiestnené na hodinkové sklíčko so psou žalúdočnou šťavou alebo umelou duodenálnou šťavou. Zloženie druhého: pankreatín - 0,5 g, hydrogénuhličitan sodný - 0,09 g, destilovaná voda - 5 ml. Hodinkové sklá s vajíčkami sa umiestnia na 4 hodiny do termostatu pri 36 - 38 °C. V tomto prípade sú živé embryá uvoľnené z ich membrán. Škrupiny živých onkosfér sa rozpúšťajú aj v okyslenom pepsíne a v alkalický roztok trypsín po 6 - 8 hodinách v termostate pri 38 ° C.

Ak umiestnite teniidové vajíčka do 1% roztoku sulfidu sodného alebo 20% roztoku chlórnanu sodného alebo do 1% roztoku chlórovej vody s teplotou 36 - 38 ° C, zrelé a živé embryá sa uvoľnia z membrán a neuvoľnia sa. zmena počas 1 dňa. Nezrelé a mŕtve onkosféry sa zmenšujú alebo napučiavajú a prudko zväčšujú a potom sa „rozpustia“ v priebehu 10 minút až 2 hodín. Živé embryá taenidov sa aktívne pohybujú aj v zmesi 1% roztoku chloridu sodného, ​​0,5% roztoku hydrogénuhličitanu sodného a žlče pri 36 - 38 °C.

Životaschopnosť Adolescaria fascioli zozbieraných na rastlinách a iných objektoch vodných útvarov sa kontroluje ich skúmaním na podložnom sklíčku vo fyziologickom roztoku pod mikroskopom s vyhrievacím stolíkom. Keď sa larvy trematód zahrejú, začnú sa pohybovať.

Na určenie životaschopnosti vajíčok pásomnice je najjednoduchšia metóda N.S. Ionina: v živých vajíčkach je stredný pár embryonálnych háčikov buď rovnobežný s laterálnymi háčikmi, alebo tieto háčiky zvierajú so stredom na spodnej časti uhol menší ako 45°. V odumretých vajciach bočné páry zvierajú so stredným párom uhol na báze viac ako 45° alebo sú háčiky náhodne rozhádzané (ich párové usporiadanie sa stráca); Niekedy sa embryo zmršťuje a tvoria sa granule. Presnejšia metóda je založená na objavení sa pohybov onkosféry počas prudkej zmeny teploty: od 5 - 10 ° do 38 - 40 ° C.

Stanovenie životaschopnosti nezrelých vajíčok háďatiek by sa malo študovať vo vlhkej komore (Petriho misky), vajíčka škrkavky vložiť do 3 % roztoku formaldehydu pripraveného v izotonickom roztoku chloridu sodného pri teplote 24 - 30 °C, vajíčka škrkavky do 3% roztok kyseliny chlorovodíkovej pri teplote 30 - 35 ° C; vajce červov v izotonickom roztoku chloridu sodného pri teplote 37 °C. Petriho misky by ste mali otvárať 1-2 krát týždenne pre lepšie prevzdušnenie a filtračný papier by ste mali znovu navlhčiť čistá voda.

Pozorovania vývoja vajíčok helmintov sa vykonávajú najmenej 2-krát týždenne. Absencia príznakov vývoja v priebehu 2 - 3 mesiacov naznačuje ich neživotaschopnosť. Známky vývoja vajíčok helmintov sú najskôr štádiami drvenia, rozdeľovaním obsahu vajíčka na samostatné blastoméry. Počas prvých dní sa vyvinie až 16 blastomér, ktoré prechádzajú do druhého štádia - morula atď.

Vajíčka húsenice sa pestujú v sklenenom valci (50 cm vysoký a 7 cm v priemere) uzavretom zátkou. Zmes z rovnaké objemy sterilný piesok, drevené uhlie a výkaly s vajíčkami machovca, zriedené vodou na polotekutú konzistenciu, sa opatrne nalejú na dno valca pomocou sklenenej trubice. Počas 1 - 2 dní usadzovania v tme pri teplote 25 - 30 ° C sa z vajíčok vyliahnu rabditiformné larvy, ktoré sa po 5 - 7 dňoch stanú filariformnými: larvy vyliezajú po stenách valca, kde sú viditeľné aj voľným okom.

Vajíčka trematód, ktoré sa prirodzene vyvíjajú vo vode, napríklad opisthorchis, diphyllobothriidae, fasciolae a iné, sa umiestnia na hodinové sklíčko, Petriho misku alebo inú nádobu a nalejú sa malou vrstvou obyčajnej vody. Pri pestovaní vajíčok Fasciola treba brať do úvahy, že v tme sa rýchlejšie vyvíjajú, pričom v živých vajíčkach pri teplote 22 - 24 °C sa miracídium vytvorí za 9 - 12 dní. Pri mikroskopovaní vyvíjajúcich sa vajíčok motolice sú pohyby miracidia jasne viditeľné. Miracidium fasciola vychádza zo škrupiny vajíčka iba na svetle.

Fulleborn metóda. Larvy háčikovca a strongylidov sa kultivujú na agare v Petriho miske so živočíšnym uhlím. Po udržaní v termostate pri teplote 25 - 30 °C počas 5 - 6 hodín sa larvy plazia po agare a zanechávajú za sebou cestu baktérií.

Harada a Mori metóda. Pridajte 7 ml destilovanej vody do skúmaviek umiestnených na stojane. Drevenou tyčinkou odoberte 0,5 g výkalov a urobte rozmazanie na filtračný papier (15 x 150 mm) 5 cm od ľavého okraja (táto operácia sa vykonáva na hárku papiera na ochranu povrchu laboratórnej lavice). Potom sa prúžok s náterom vloží do skúmavky tak, aby ľavý koniec bez náteru dosiahol dno skúmavky. Horný koniec zakryte kúskom celofánu a pevne ho omotajte gumičkou. Na skúmavku sa napíše číslo a priezvisko vyšetrovanej osoby. V tomto stave sa skúmavky skladujú 8 - 10 dní pri teplote 28 °C. Na štúdium lariev odstráňte celofánový kryt a pomocou pinzety odstráňte prúžok filtračného papiera. Pri tomto postupe je potrebné postupovať opatrne, pretože malé množstvo infekčných lariev sa môže presunúť na horný koniec filtračného papiera alebo na stranu skúmavky a preniknúť pod povrch celofánu.

Skúmavky sa umiestnia na 15 minút do horúceho vodného kúpeľa s teplotou 50 °C, potom sa obsah pretrepe a rýchlo naleje do 15 ml skúmavky, aby sa larvy usadzovali. Po odstredení sa supernatant odstráni a sediment sa prenesie na podložné sklíčko, prikryje sa krycím sklíčkom a mikroskopicky sa skúma pri malom zväčšení.

Pre diferenciálnu diagnostiku filariformných lariev je potrebné použiť údaje v tabuľke 3.

Tabuľka 3

DIFERENCIÁLNA DIAGNOSTIKA FILARIoidných lariev A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, TRICHOStrONGYLUS SP.

Larvy	Rozmery	Charakteristické znaky
A. duodenale	Dĺžka tela asi 660 µm, dĺžka plášťa - 720 nm	Pruhovanie uzáveru je menej výrazné, ústny výbežok je menej nápadný, predný koniec tela (nie však uzáver) je tupý, priemer črevnej trubice je menší ako bulbus pažeráka, kaudálny koniec je tupý
N. americanus	Dĺžka tela asi 590 mikrónov, dĺžka plášťa - 660 nm	Čiapočka je nápadne pruhovaná, najmä v kaudálnej časti tela, ústny výbežok je tmavý, predný koniec tela (nie však čiapka) je zaoblený ako úzky koniec kuracie vajce, predná časť črevnej trubice má rovnaký priemer ako bulbus pažeráka, chvostový koniec je ostro zahrotený
S. stercoralis	Dĺžka tela asi 500 mikrónov	Larva je bez pošvy, pažerák má asi polovicu dĺžky tela, chvost je tupý alebo rozvetvený
Trichostrongylus sp.	Dĺžka tela asi 750 µm	Črevný lúmen nie je rovný, ale cikcak, koniec chvosta je zaoblený a má tvar gombíka

7.7.2. Metódy farbenia vajíčok a lariev helmintov

Mŕtve tkanivá vo väčšine prípadov vnímajú farby rýchlejšie ako živé. Tieto znaky sa používajú v helmintológii na určenie životaschopnosti vajíčok a lariev helmintov. V niektorých prípadoch sú však niektoré farby lepšie vnímané živými tkanivami ako mŕtvymi.

Na rozlíšenie medzi živými a mŕtvymi vajíčkami a larvami sa používajú nasledujúce farby a metódy.

Leukobase metylénová modrá sa často používa na farbenie živých a mŕtvych tkanív. Živá bunka alebo tkanivo redukuje metylénovú modrú na bezfarebnú leukobázu, odumreté tkanivo túto schopnosť nemá, preto získava farbu.

Kritériom stavu vajíčka je sfarbenie embrya, nie však škrupiny. Táto schopnosť je spojená s podmienkami, za ktorých vajíčko odumiera. V prípadoch, keď vláknitá membrána v mŕtvom vajci nestráca svoje polopriepustné vlastnosti, neprepustí farbivá, a preto sa mŕtve embryo nezafarbí. Farebné embryo vždy naznačuje smrť vajíčka.

Na farbenie vajíčok škrkavky môžete použiť metylénovú modrú v roztoku kyseliny mliečnej so žieravinou (0,05 g metylénovej modrej, 0,5 g hydroxidu sodného, ​​15 ml kyseliny mliečnej). Živé vajcia nevnímajú farbu; sú maľované v Modrá farba embryá mŕtvych vajíčok. Farbenie lariev škrkavky zásaditým roztokom briliantkrezylovej modrej farby v koncentrácii 1:10000 sa vykonáva nasledovne: na podložné sklíčko sa nanesie kvapka tekutiny s vajíčkami škrkavky a kvapka roztoku základnej farby. Preparát sa prekryje krycím sklíčkom, ktoré sa pri miernom poklepávaní pitevnou ihlou tesne pritlačí k podložnému sklíčku. Počet objavujúcich sa lariev a stupeň ich sfarbenia sa sleduje pod mikroskopom; po ktorej sa po 2 - 3 hodinách znova vyšetrí ten istý liek. Za živé sa považujú iba nedeformované larvy, ktoré sa nezafarbili 2 hodiny. Mŕtve larvy buď nevychádzajú z vajíčok, alebo sa sfarbia, keď sa škrupina zlomí (čiastočne alebo úplne).

Pri zisťovaní životaschopnosti vajíčok škrkavky vtáčej je možné prípravky zafarbiť 5 % alkoholový roztok Yoda. Pri aplikácii na prípravok sa v priebehu 1 - 3 sekúnd vyskytnú zárodky mŕtvych vajíčok Ascaridia. sú natreté oranžovou farbou.

Mŕtve vajíčka opisthorchis a onkosféry pásomnice hovädzieho dobytka sa zafarbia roztokom toluidínovej modrej (1:1000) a onkosféry mŕtvej pásomnice hovädzieho dobytka roztokom brilantnej kresylovej modrej (1:10000). Zároveň embryá a škrupiny mŕtvych aj živých vajec získavajú farbu. Preto sa po farbení vajíčka a onkosféry umyjú čistá voda a dodatočne ich zafarbíme safranínom (zriedeným 1:10000 v alkohole 10 °C). Alkohol zo škrupín odstráni farbu a safranín ich zafarbí do červena. Výsledkom je, že živé vajcia sčervenajú; vajíčka s mŕtvymi embryami zmodrajú, ale škrupina zostane červená. Mŕtve embryá onkosfér pásomnice hovädzieho dobytka sa rýchlo, v priebehu niekoľkých minút, zafarbia jasne červenou alebo ružovou farbou safranínom alebo modrou brilantnou kresylovou modrou pri riedení 1:4000 alebo indigokarmínom pri riedení 1:1000 - 1:2000 . Živé embryá sa vplyvom týchto náterov nemenia ani po 2 - 7 hodinách.

Na určenie životaschopnosti vajíčok trpasličích pásomníc sa odporúča použiť nasledujúce farby:

1. Brilliantcreasyl blue (1:8000) - po 1 hodine sa onkosféra mŕtvych vajíčok obzvlášť jasne zafarbí, čo ostro vynikne na bledom alebo bezfarebnom pozadí zvyšku vajíčka.

2. Safranín (1:8000 pri expozícii 2 hodiny a 1:5000 3 - 5 hodín).

3. 50% roztok kyseliny pyrogalovej v riedení 1:2 - pri vystavení 1 hodine pri teplote 29 - 30 °C (čím nižšia teplota, tým dlhší je proces farbenia).

7.7.3. Luminiscenčná metóda na štúdium vajíčok a lariev helmintov

Fluorescenčná mikroskopia umožňuje rozlíšiť živé a mŕtve predmety bez poškodenia vajíčka. Nepoužíva sa na fluorescenciu ultrafialové lúče a modrofialová časť viditeľného svetla pomocou bežného mikroskopu a podložných sklíčok; K iluminátoru OI-18 je pridaná špeciálna sada farebných filtrov.

Živé a mŕtve vajíčka škrkaviek, škrkaviek, trpasličích pásomníc, hovädzích pásomníc, širokých pásomníc a iných helmintov fluoreskujú odlišne. Tento jav sa pozoruje ako počas primárnej luminiscencie bez použitia farbív, tak aj pri farbení fluorochrómmi (akridínová oranž, koryfosfín, primulín, aurolín, berlerínsulfát, trypaflavín, rivanol, akrín atď.).

Nefarbené, živé, nesegmentované vajíčka škrkavky žiaria jasnozelenou farbou so žltkastým odtieňom; v mŕtvych vajciach škrupina vyžaruje zelené svetlo oveľa jasnejšie ako tmavozelená embryonálna časť; Vo vajíčkach škrkavky s larvou sa objavuje iba škrupina a v mŕtvych vajíčkach je škrupina aj larva jasne žltá.

Nepigmentované a nesegmentované živé vajíčka červov a trpasličích pásomníc vyžarujú zelenožlté svetlo, škrupina mŕtvych vajíčok intenzívne svetielkuje na pozadí tmavozelenej embryonálnej hmoty.

Pri sekundárnej luminiscencii (pri farbení akridínovou oranžou v riedení 1:10 000 a 1:50 000 od 30 minút do 2 hodín) luminiscencia živých a mŕtvych hlíst, motolíc a cestód odlišne.

Škrupiny živých a odumretých vajíčok škrkaviek, toxocara, pinworms, trpasličí pásomnice, potkanie pásomnice, býčie pásomnice a pásomnice sú sfarbené do oranžovočervena. Embryá živých vajíčok škrkaviek, toxascaris, potkaních pásomníc, širokých pásomníc a onkosfér hovädzích pásomníc fluoreskujú matne tmavozelene resp. šedo-zelenej farby. Mŕtve embryonálne vajíčka týchto helmintov vyžarujú „horiacu“ oranžovo-červenú farbu. Živé larvy červca a toxocara (uvoľnené škrupiny vajíčok) vyžarujú matné šedozelené svetlo, keď uhynú, farba sa zmení z hlavového konca na „horiacu“ svetlozelenú, potom žltú, oranžovú a nakoniec jasne oranžovú.

Pri farbení fluorochrómmi - koryfosfylum, primulín, mŕtve vajíčka škrkaviek a bičíkovcov vykazujú žiaru od fialovožltej po medenočervenú. Životaschopné vajíčka neluminiscujú, ale sú natreté tmavozelenou farbou.

Živé vajíčka trematód (paragonimus a clonorchis) pri farbení akridínovou oranžovou neluminiscujú, ale mŕtve vajíčka majú žltozelenú farbu.

Na stanovenie životaschopnosti lariev helmintov možno použiť aj luminiscenčnú metódu. Tak žiaria strongylátové a rhabditatus larvy fluorochrómované roztokom akridínovej oranžovej (1:2000): živé - zelené (s odtieňom), mŕtve - jasne oranžovým svetlom.

Živé miracidia vychádzajúce z škrupiny vyžarujú tlmené modrasté svetlo so sotva znateľným svetložltým korolom riasiniek, ale 10 - 15 minút po smrti sa objavia s jasným „horiacim“ svetlozeleným a potom oranžovo-červeným svetlom.

7.7.4. Metóda biologických vzoriek

Napríklad na určenie životaschopnosti vajíčok ascaridov (škrkavka ošípaná, škrkavka ľudská, Toxocara, Toxascaris atď.) na zviera (morčatá, myši) potrebujete minimálne 100 - 300 vajíčok s vyvinutými larvami. Vajíčka Ascaris v izotonickom roztoku chloridu sodného sa pipetujú cez ústa myši alebo morčaťa. Po 6-7 dňoch sa zviera porazí, jeho pečeň a pľúca sa otvoria a oddelene sa vyšetrí na prítomnosť lariev askaridátu. Na tento účel sa pečeň a pľúca nasekajú nožnicami na malé kúsky a vyšetrí sa metódou Berman alebo Supryaga (časť 6.1.2).

Ak boli zvieratá infikované živými invazívnymi vajíčkami, potom sa pri pitve nachádzajú migrujúce larvy ascaridov v pečeni a pľúcach.

V prípade infekcie môžu byť vajíčka Fasciola vo výkaloch laboratórnych zvierat zistené u králikov po 2 mesiacoch, v r. morčatá- po 50 dňoch, u myší - po 35 - 40 dňoch.

Na rýchlejšie získanie odpovede sa laboratórne zvieratá otvoria po 20 - 30 dňoch a pečeň sa vyšetrí na prítomnosť mladých fasciol.

Na stanovenie životaschopnosti vajíčok trpasličích pásomníc sa tiež odporúča kŕmiť nimi predtým neinfikované biele myši, po 92 až 96 hodinách zvieratá otvoriť a identifikovať cysticerkoidy v črevných klkoch alebo cestodách v lúmene čreva.

Na stanovenie životaschopnosti vajíčok opisthorchis sa odporúča metóda (German S.M., Baer S.A., 1984), založená na fyzikálno-chemickej aktivácii liahnej žľazy miracidium a stimulácii motorická aktivita lariev, čo vedie k otvoreniu uzáveru vajíčka a aktívnemu uvoľneniu miracidia v experimentálnych podmienkach.

Suspenzia vajíčok opisthorchis vo vode sa vopred ochladí na 10 - 12 °C (všetky nasledujúce operácie sa vykonávajú pri izbovej teplote 19 - 20 °C). Do centrifugačnej skúmavky sa pridá 1 kvapka suspenzie obsahujúcej 100 - 150 vajec. Skúmavka sa umiestni na 5 - 10 minút do stojana. Počas tejto doby sa všetkým vajíčkam podarí klesnúť na dno. Potom sa prebytočná voda opatrne odsaje prúžkom filtračného papiera a do skúmavky sa pridajú 2 kvapky špeciálneho média. Médium sa pripraví v 0,005 M Tris-HCl pufri; do tlmivého roztoku sa pridá 12 - 13% roztok etanolu a farbivo (fuchsín, safranín, eozín, metylénová modrá atď.). Skúmavka sa pretrepe, jej obsah sa napipetuje na podložné sklíčko a nechá sa 10 minút za mierneho pretrepávania. Potom pridajte 2 kvapky určeného média. Prípravok je pripravený na mikroskopovanie pod bežným svetelným mikroskopom pri 20-násobnom zväčšení.

Počas tejto doby sa viečko životaschopných lariev otvorí a miracidium aktívne vystúpi do určeného prostredia. Vďaka prítomnosti etanolu v ňom sú po 2 - 5 minútach znehybnené a následne natreté farbivom. Môžu byť ľahko detekované a spočítané pomocou mikroskopu.