A széklet mikroszkópos vizsgálata. A helminthiasis intravitális diagnózisa

Közvetlen módszerek: maguknak a helmintáknak, azok töredékeinek, petéknek, lárváknak a kimutatása székletben, vizeletben, nyombélváladékban, köpetben, orr- és hüvelynyálkahártyában, subungualis üregek tartalmában, biopsziás szövetdarabokban.

A diagnosztizálás során lehetetlen azonosítani a bélféreg minden típusának tojásait vagy lárváit emésztőrendszer személy. Így a flotációs módszer alkalmazásakor a trematoda peték és esetenként a megtermékenyítetlen orsóféreg peték (nagy fajsúlyuk miatt) nem úsznak be a felületi filmbe. Nagyon ritka, hogy a székletben féregpetéket és taeniid onkoszférákat találunk, amelyeket speciális kutatási módszerekkel mutatnak ki: a perianális redőkből való kaparást a gombaférgek és taeniidák esetében, ülepítési módszereket a trematodák esetében (opisthorchid tojások stb.). Ezért a beteg féregfertőzések célzott vizsgálatához az orvosnak a beutalóban meg kell jelölnie, hogy mely helmintákra kell összpontosítani (diagnózis), ami lehetővé teszi, hogy a laboráns kiválaszthassa a megfelelő technikát az ilyen típusú féreg azonosítására. Széklet vett különböző helyeken a legalább 50 grammos (teáskanál) székletet tiszta üvegedényben a székletürítés után legkésőbb 24 órával a laboratóriumba kell küldeni, és az átvétel napján meg kell vizsgálni.

Ha szükséges a széklet tartósítása addig következő nap hideg helyre tesszük (0-4°C), vagy megtöltjük valamelyik tartósítószerrel.

A vizsgálat előtt a székletet egy pálcikával összekeverjük, hogy a helmint tojások egyenletesen oszlanak el a teljes tömegben.

Ha a készítményben bármely bélféreg tojását találják, a megtekintést nem hagyják abba, mert kettős vagy háromszoros invázió történhet.

A bélféreg fertőzések kezelésének hatékonyságát a bélféreg tojásainak székletének vizsgálatával 2-3 héttel vagy 2-3 hónappal a kezelés után, az észlelt féregfertőzéstől függően ellenőrizzük.

Makroszkópos módszerekkel szabad szemmel vagy kézi nagyítóval lehet kimutatni az egész érett helmintokat vagy azok töredékeit a székletben.

Gyakran a székletürítés után aktívan kúszó gombócok láthatók a széklet felszínén; az orsóférgek széklettel ürülnek ki; Néha az emberek maguk is észreveszik a helminták áthaladását. Diphyllobothriasisban szenvedő betegeknél a strobili galandféreg töredékei szabadulhatnak fel ("tészta" formájában), a taeniidákkal (sertés- vagy szarvasmarha-galandféreggel) fertőzötteknél pedig a bélféreg szegmensei gyakran széklettel válnak le ("fehér" formájában kivágások”) vagy aktívan kimásznak onnan végbélnyílás.

A taeniasis és taeniarynchosis differenciáldiagnózisának fő módszere a makroszkópos módszer (felméréssel kombinálva).

A speciális makroszkópos módszerek közül a széklet szekvenciális mosásának módszerét alkalmazzák.

Az ürüléket vízben összekeverjük, hogy egyenletes szuszpenziót kapjunk, majd ezután jó világítás külön kis részletekben gondosan megvizsgálják őket fekete fényképészeti küvettákban vagy tovább sötét háttér Petri-csészékben. Csipesszel vagy boncolótűvel távolítson el minden gyanús fehér részecskét, féregtöredékre gyanús nagy képződményt, és vizsgálja meg őket nagyítóval két tárgylemez között. A kis helmintákat vagy cestoda fejeket nagyító alatt, egy csepp glicerinben vagy mikroszkóp alatt vizsgálják.

Amikor ezt a módszert sertés galandféreg, szarvasmarha galandféreg vagy széles galandféreg szegmenseinek diagnosztizálására alkalmazzuk, a megmosott szegmenseket két pohár közé helyezzük, és nagyítóval vagy kis nagyítású mikroszkóppal a fénybe nézve meghatározzuk a fajt. a méh szerkezete (a sertésgalandféreg érett szegmensében 8-12 oldalág, ill. szarvasmarha galandféreg 18-32, gyakrabban 28-32, a széles galandféregben a szegmensek szélesebbek, és a középső méh „rozetta” formájában van. Ha a méh nehezen látható, akkor először egy ideig 50%-os glicerines oldatban tartható, ami után még a méh üres törzsei is jól láthatók.

Amikor ezeket a cestódákat a leválasztott fejek szerkezete alapján azonosítjuk, óvatosan a nyakkal együtt egy csepp glicerinbe helyezzük a tárgylemezek közé (vagy fedőlemezzel lefedjük), és összenyomás nélkül, kis nagyítással mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

Mikroszkópos módszerek egyszerű, összetett és speciális.

Az egyszerűbbek közé tartozik a natív kenet, a Lugol-oldattal végzett natív kenet, a celofán alatti vastag kenet Kato szerint, a csavarás (Shulman szerint) és a perianális kaparás.

Komplex módszerek hatékonyabbak, és a készítményben lévő tojás koncentrációján alapulnak. Ezek magukban foglalják a széklet folyékony reagensekkel történő előkezelését, amelynek eredményeként a helmint tojások kicsapódnak vagy lebegnek a folyadék felszínén.

A komplex módszerek közé tartoznak a dúsítási módszerek:

a) flotáció (amikor fajsúly a tojások fajsúlya kisebb sóoldatés a tojások lebegnek a felületi filmre);

b) ülepedés (amikor a peték fajsúlya nagyobb, mint a sóoldatok fajsúlya, és a peték üledékbe rakódnak).

A férgek, ciszták és a protozoák vegetatív formáinak tojásainak és lárváinak kimutatására szolgáló speciális módszerek a kaparás, flotáció, ülepítés, larvoszkópia, protozooszkópia, epevizsgálat, valamint a széklet, köpet stb. keneteinek festési módszerei.

Egyszerű módszerek székletvizsgálatok

Natív kenet. A kiszállított adag különböző részeiről fapálcikával egy kis ürülékszemcsét veszünk, egy tárgylemezen jól bedörzsöljük egy csepp 50%-os glicerinoldatban, majd 2-3 üveglemezen vékony kenetet készítünk. Legalább 3 készítményt vizsgálunk mikroszkóp alatt. A módszer hátránya: kis mennyiségű anyagot tekintenek meg, ezért nem használják önálló módszerként.

Csavarási módszer(Shulman). 2,0-3,0 g ürüléket egy pohárba helyezünk, üvegrúddal alaposan összekeverjük 5-szörös térfogatú sóoldattal vagy desztillált vízzel, gyors mozdulatokkal 2-3 percig, és gyorsan eltávolítjuk a rudat a keverékből. A pálcika végén lévő keverékből egy cseppet egy tárgylemezre helyezünk, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. A centrifugális erő elve hatására a peték és a lárvák felhalmozódnak a pálcán.

Kato vastag kenet módszer celofánnal. Kémiai reagensek: 100% glicerin, 6% fenol oldat (100 ml víz + 6 g fenol), 3% malachit zöld oldat (2,5 ml desztillált víz + 75 ml malachit zöld).

Munkaoldat elkészítése: 100 ml 6%-os fenolos oldat + 100 ml tiszta glicerin + 1,2 ml 3%-os malachit zöld oldat.

Celofán csíkok elkészítése: Vágjunk celofáncsíkokat, amelyek mérete megfelel az üveg tárgylemezének. A celofánnak hidrofilnek kell lennie (az égő celofán megfelelő, ha megolvad, akkor nem). A munkaoldatban akár 5 ezer csík is feldolgozható. A celofáncsíkok expozíciós ideje legalább 24 óra, amíg készen nem állnak a munkaoldatban való használatra.

A tanulmány előrehaladása. 50 mg (kb. nagy borsó nagyságú) ürüléket helyezünk egy tárgylemezre, egy pálcikával (üveg, fa) bedörzsöljük, celofáncsíkkal lefedjük, és gumidugóval addig dörzsöljük, amíg egyenletes vastag kenet nem lesz. kapott. A készítményt szobahőmérsékleten egy órán át, vagy termosztátban 40°C-on 20-30 percig szárítjuk, és mikroszkóposan megvizsgáljuk (az expozíciós idő szobahőmérsékleten 5-6 órára vagy többre növelhető).

Ez a módszer hatékonyságát tekintve közel áll a flotációs módszerhez, de intenzív és közepes intenzitású inváziót mutat.

Független diagnosztikai módszerként alkalmazzák, a lakosság tömeges szűrésére ajánlják.

A klinikai diagnosztikai laboratóriumokban egységes módszerként alkalmazzák a bélféreg diagnosztizálására az orvosi beutalókon szereplő konkrét diagnózis hiányában.

A perianális kaparás és a Lugol-oldattal végzett natív kenet módszereit a Speciális módszerek részben ismertetjük.

Kifinomult székletdúsító módszerek

A dúsítási módszerek a helmintpeték fajsúlyának és az alkalmazott sóoldatnak a különbségén alapulnak.

A flotációs módszer alkalmazásakor a következő sóoldatok használhatók:

1. Ólom-nitrát oldat PbNO3 (ólom-nitrát) 1,5 sűrűséggel. 650 g anyag/1 liter víz arányban készítve. A sót részletekben feloldjuk forró vízben egy zománcozott edényben, felmelegítjük a tűzhelyen, és folyamatosan keverjük, amíg teljesen fel nem oldódik. Nem szükséges az oldatot szűrni. Az oldatot a vizsgálat napján készítjük el, mivel idővel csapadékot ad, sűrűsége 24 óra elteltével csökkenni kezd Ha nagy mennyiségben készítjük az oldatot, akkor a következő napokban a vizsgálat előtt melegítjük, keverve az üledéket. Az oldatot füstelszívóban készítik, mivel az ólom-nitrát egy nehézfém sója.

2. Ammónium-nitrát NH4NO3 (granulált vagy közönséges ammónium-nitrát) 1,3 sűrűségű oldatát az előzőhöz hasonlóan készítjük, de 1500 g anyag/1 liter arányban. forró víz.

3. Nátrium-nitrát NaNO3 vagy nátrium-nitrát 1,38-1,4 sűrűségű oldatát készítjük 1000 g anyag/1 liter forró víz arányában.

4. Nátrium-tioszulfát Na2S2O3×5H2O (nátrium-hiposzulfit) 1,4-es sűrűségű oldatát készítjük 1750 g anyag/1 liter forró víz arányban.

5. 1,26-1,28 sűrűségű nátrium-szulfát-Na2SO4 (Epsom-só) oldatot készítünk 920 g anyag/1 liter forró víz sebességével.

6. 1,82 sűrűségű cink-klorid ZnCl2 (cink-klorid) oldatot készítünk 2000 g anyag/1 liter forró víz arányával. A lehűtött oldat nem kristályosodik.

7. Telített klorid oldat nátrium-NaCl(étkezési só) 1,18-1,2 sűrűségű. A! l vizet, adjunk hozzá részletekben 400-420 g sót egy zománcozott vödör forrásban lévő vízhez, folyamatos keverés közben, amíg teljesen fel nem oldódik. Ahogy az oldat lehűl, nátrium-klorid kristályok válnak ki.

A flotációs oldatok fajsúlyát csak az oldat szobahőmérsékletre való teljes lehűlése után mérjük aerométerrel.

A lebegési módszerek a leghatékonyabbak a törpe galandféreg, ostorféreg, horogféreg, orsóféreg és galandféreg peték kimutatására.

A felületi fólia dróthurokkal vagy üveglappal eltávolítható.

Telített oldatban asztali só a film 30-40 perc múlva, ammónium-nitrát oldatban - ülepedés után 10-20-30 perc múlva vizsgálható.

A fólia dróthurokkal történő eltávolításakor legalább 8 cseppet kell megvizsgálni.

A diák több tojást távolít el a filmről, mint a dróthurkok. Az üvegnek érintkezésben kell lennie a flotációs oldat folyadékkal, amelyet pipettával adunk a főzőpohárba. Az ülepedés után az üveget eltávolítjuk, és a nedves felülettel felfelé az üvegre helyezzük. nagyobb méretűés mikroszkóp alatt megvizsgálták. A tárgylemezeket használat előtt zsírtalanítani kell.

A kutatás elvégzéséhez rendelkeznie kell: üveglemezekkel, főzőpoharakkal, dróthurkokkal, küvettákkal, Petri-csészékkel, pipettákkal, izzókkal, üveg- vagy farudakkal.

A tanulmány előrehaladása. 5 g ürüléket 10-szeres mennyiségű flotációs oldattal (lehetőleg 1,38-1,40 fajsúlyú) öntünk, alaposan keverjük össze, távolítsuk el felülről a nagy oldhatatlan részecskéket, és hagyjuk a szuszpenziót 10-15 percig állni. Ezután a filmet egy tárgylemezre hurokkal vagy egy tárgylemezzel távolítják el. Az ürülék hígításához célszerű 30-50 ml-es csészéket venni, az oldatot a szélekkel egy szintbe önteni (vagy 2-3 mm-rel alátölteni), és a keveréket lefedni egy tárgylemezzel, majd hozzáadni a flotációs oldatot pipettával, amíg érintkezésbe nem kerül a tárgylemezzel. 10-20 perc elteltével gyorsan távolítsa el az üveget, és fedőüveg nélkül mikroszkóppal vizsgálja meg a maradék filmet.

Ülepítési módszerek

Az ülepítési módszereket geohelminták tojásainak, biohelminták székletben történő kimutatására és speciális módszerként alkalmazzák az opisthorchiasis vizsgálatára.

Goryachev-Zolotukhin módszer(egyszerűsített Goryachev-módszer). Körülbelül 1,5 g ürüléket egy főzőpohárban 3-4 ml vízben elkeverünk. A kapott szuszpenziót két réteg gézen át egy centrifugacsőbe szűrjük, óvatosan a benne lévő 4-5 ml telített nátrium-klorid-oldat tetejére rétegezve. A kémcsöveket 15-20 órára állványra helyezzük, ezalatt a nehéz trematode peték megülepednek. Két világosan elhatárolt réteget kapunk. Az üledéket mikroszkóppal vizsgálják.

Éter-formalin módszer. Minden bélinvázió diagnosztizálására, valamint protozoák és opisthorchid tojások speciális módszereként alkalmazzák.

Felszerelés: centrifuga 3000 rpm; centrifuga beosztású csövek, tölcsérek; fémszűrő (teaszűrő) vagy kétrétegű kötszer; diák és fedőlemezek; fa (vagy üveg) rudak; vatta, kötszer.

Kémiai reagensek: 10%-os formalinoldat (1 rész gyógyszerészeti formalinoldat és 4 rész desztillált víz); etil-éter (gyógyszer).

Centrifugacsövekbe 7 ml 10%-os formalinoldatot öntünk, és 1 g ürüléket helyezünk el (olyan mennyiségű ürüléket, hogy a kémcsőben lévő oldat 8 ml-re emelkedjen). Az ürüléket formaldehiddel addig keverjük, amíg homogén keverék nem keletkezik, majd fémszűrőn (vagy kétrétegű gézen, kötszeren) egy másik centrifugacsőbe öntjük (ha ürülék marad a szűrőn, a szűrőt formaldehiddel kell átöblíteni). Adjunk hozzá 2 ml étert ehhez a centrifugacsőhöz, zárjuk le, és 30 másodpercig rázzuk erőteljesen.

Az elegyet 3000 fordulat/perc sebességgel centrifugáljuk egy percig (vagy két percig 1500 fordulat/perc sebességgel). Az éter-formalin reakció következtében a fehérjék a kémcső tetején dugó formájában koagulálódnak, és a bélférgek tojásai kicsapódnak. A koaguláns réteget eltávolítjuk, a felülúszó folyadékot lecsepegtetjük, az üledéket közvetlenül kémcsőből vagy Pasteur pipettával egy tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük és mikroszkóp alatt megnézzük.

Éter-ecetsav kicsapási módszer. A helminttojások éter-ecetsav ülepedésének elve a székletminták 10%-os vizes oldattal történő egymás utáni kezeléséből áll. ecetsavés éter. Az ecetsav jobb, mint mások kémiai vegyületek székletmintákat emulgeál. Behatol a főként rostból álló emésztetlen részecskékbe, amelyek amikor nagyszerű tartalom centrifugálás utáni kicsapással zavarják a kutatást. Ha ezt követően étert adunk a kémcsőhöz, majd keverjük, a kémcső tartalmából ecetsavat vonunk ki a benne átitatott székletszemcsékkel együtt. Mivel az észter és ecetsav keverékének fajsúlya kisebb, mint a víz fajsúlya, az ezekkel az anyagokkal kezelt székletminták lebegnek, és leülepednek a nagy fajsúlyú helmintpeték.

Az éter-ecetsav kicsapás után keletkező üledék mennyisége 3-4-szer kisebb, mint az éter-formalin kicsapás után. Ez nagyban megkönnyíti a bélféreg tojások kimutatását benne, és lehetővé teszi a teljes üledék vizsgálatát 0,5-1 g-os kimért mennyiséggel.Az éter-ecetsav módszer toxicitása 5-ször alacsonyabb.

A tanulmány előrehaladása. 7 ml 10%-os ecetsavoldatot öntünk egy beosztásos centrifugacsőbe, és 1 g-os székletmintát adunk hozzá (azaz az ürülékmennyiség, amelynél az ecetsavoldat 8 ml-re emelkedik). Pohárral vagy fapálcikával alaposan keverjük össze. Szűrjük át egy tölcséren két réteg gézzel egy másik centrifugacsőbe. Adjunk hozzá 2 ml-t az emulzátumhoz etil-éter(azaz 10 ml-ig). A kémcsöveket gumidugóval (penicillinpalackból) lezárjuk, és 15 másodpercig rázzuk. A dugó eltávolítása után a csöveket egy percig centrifugáljuk 3000 ford./perc sebességgel 2 percig. A felülúszó folyadékot a kémcsőből leengedjük. Egyes esetekben a keletkező székletdugó megzavarja a felülúszó elvezetését. Ebben az esetben egy üveg vagy fa rúd segítségével válassza le a dugót a kémcső falaitól. A teljes üledéket egy tárgylemezre pipettázzuk, és kis nagyítással fedőlemez alatt mikroszkóposan megvizsgáljuk. Az üledék általában kicsi és színtelen. A helminth tojások, különösen a kis trematode tojások könnyen kimutathatók.

Kémiai ülepítési módszer. A vizsgálat elve székletmintából 1,15 fajsúlyú sóoldatban a tojások kicsapásán alapul. A módszer lényege egy kémcső közvetlen centrifugálása, amelyben 1%-os ecetsavoldatban emulgeált ürülékdugót rétegeznek nátrium-nitrát oldatra (fajsúly ​​1,16). A sóoldat nagy fajsúlya és a kémiai reakció következtében felszabaduló buborékok, amelyek behatolnak a homogenizált ürülék rétegébe, megakadályozzák annak ülepedését. A helminth tojások kis mennyiségű rosttal kicsapódnak. Az üledék 10%-os ecetsav és éter oldattal történő kezelésével megtisztítható a maradék törmeléktől. Ebben az esetben csak egy helminttojás marad, ami nagyban megkönnyíti azonosításukat.

A tanulmány előrehaladása. 6 ml 1,15 fajsúlyú nátrium-nitrát oldatot öntünk egy beosztásos centrifugacsőbe. 7 ml 1%-os ecetsavoldatot öntünk egy másik kémcsőbe. Adjon hozzá egy székletmintát (0,5 g-os minta esetén 7,5 ml-ig, 1,0 g-os minta esetén 8 ml-ig). A mintát üvegrúddal alaposan keverjük össze. Szűrjük át egy tölcséren egy réteg gézzel, és rétegezzük nátrium-nitrát oldatra. A réteges szűrletet tartalmazó csövet 1500-2000 fordulat/perc sebességgel centrifugáljuk 5 percig. A felülúszó folyadékot a cső gyors megfordításával ürítjük le. Adjunk hozzá 3-4 ml 10%-os ecetsavoldatot és 0,5 ml étert a kémcsőbe az üledékkel, zárjuk le gumidugóval és rázzuk össze. Az ismételt centrifugálást 1 percig végezzük. Öntse ki a felülúszó folyadékot. Az üledéket egy tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

HELMINTOLÓGIAI VIZSGÁLATOK AZ EPE, A DUDODENS TARTALMA, a köpet, a vér, a vizelet és az izmok

Helminth peték és lárvák kimutatása a nyombél tartalmában és az epében. A máj és az epehólyag helminthiasisának (opisthorchiasis, clonorchiasis, dicroceliosis) gyanúja esetén az epe és a nyombél tartalmának vizsgálatát végezzük, és patkóbél(strongyloidiasis).

A tanulmány előrehaladása. A nyombél tartalmát és az epét (A, B, C rész) a szokásos módon, intubációval nyerjük ki. A B rész esetében ajánlatos epehólyag-reflexet elérni 33%-os oldat szondán keresztül történő beadásával. magnézium szulfát. A tesztfolyadékból kiválasztjuk a benne úszó pelyheket, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk, majd azonos mennyiségű kénsavaterrel keverjük össze. A keveréket alaposan összerázzuk és centrifugáljuk. A felülúszót elöntjük, és a teljes üledéket mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

Genny és nyálka hiányában az epe és a nyombél tartalmát éterrel való keverés nélkül centrifugálják.

Köpet vizsgálata. A helmintológiai gyakorlatban a köpetvizsgálatot a paragonimiasis laboratóriumi diagnózisa céljából végzik. Néha schistosoma tojásokat, orsóféreg lárvákat és echinococcus hólyag elemeit észlelik.

A köpetből natív kenetet készítünk tárgylemezen, amelyet mikroszkóp alatt vizsgálunk.

Ha nagy mennyiségű genny van a köpetben, 0,5%-os nátrium-hidroxid- vagy kálium-hidroxid-oldattal keverjük össze, 5 percig rázzuk, majd centrifugáljuk. Az üledéket mikroszkóppal vizsgálják.

Vérvizsgálat. Vérvizsgálatra kerül sor, ha a betegnél filariasis gyanúja merül fel.

Tekintettel arra, hogy a filariasis egyes típusaiban (loiasis, szubperiodikus törzs által okozott wuchereriosis) a lárvák (microfilariae) csak nappal vannak jelen a perifériás vérben, egyes esetekben (brugiosis, periodikus törzs által okozott wuchereriosis) - csak éjszaka, illetve ekkor vesznek vért elemzésre.

A vérvétel, a készítmények (vékony kenet és vastag csepp), a festés (Romanovszkij szerint) és a vizsgálat technikája hasonló a malária laboratóriumi diagnózisához.

A különböző fajok mikrofiláriáit a lárvák hosszúsága, szélessége, testgörbülete, sapka megléte vagy hiánya, a farokvég alakja, a nukleáris anyag elhelyezkedése a testben és a lárvák farokrésze alapján különböztetik meg.

A tanulmány előrehaladása. Ezután a vizeletet legalább 30 percig állni hagyjuk felső réteg lecsepegtetjük, így 10-15 ml üledék marad, amit centrifugacsövekbe öntünk és 1-2 percig centrifugálunk. A felülúszó leeresztése után az üledéket egy tárgylemezre visszük, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

IZOMBIOPTSOK TANULMÁNYA

Trichinoszkópos módszer. A páciens izombiopsziájának vizsgálata akkor merül fel, ha trichinosis gyanúja merül fel.

A biopsziát az általános szabályok szerint végezzük. Általában a deltoid izom biopsziáját végzik. Patológiai vizsgálat során biopszia készíthető a rekeszizom, a nyelőcső, a nyelv, a rágó- és bordaközi izomzatból, a végtaghajlító izomzatból, az izomzatból. szemgolyó, mivel a Trichinella lárvák őket érintik a legintenzívebben.

A laboratóriumban egy biopsziás izomdarabot nagyon apró darabokra vágnak (mikrotommal), amelyeket két pohár közé helyeznek, összezúzva az izomrostokat, és mikroszkóp alatt megvizsgálják. Jelenleg erre a célra széles körben használnak speciális mikroszkópokat - trichinelloszkópokat.

Trichinosis esetén a trichinoszkópia élesen feltűnő jeleket tár fel az izomrostok mentén. Ovális alakzat(citromszerű) trichinosis kapszulák. átlagos érték emberben 0,4 x 0,26 mm. A kapszula általában egy Trichinellát tartalmaz, 2,5 fordulattal spirálisan feltekerve. Nagy intenzitású invázió esetén 2 vagy 3 lárva lehet egy kapszulában. A kapszula melletti izomrostok elvesztik keresztcsíkjaikat, és homogén megjelenést kölcsönöznek.

A fertőzést okozó húst vagy húskészítményeket ugyanúgy megvizsgálják.

Izomemésztési módszer. A módszer hatékonyabb.

A tanulmány előrehaladása. A vizsgált izmokat finomra őröljük és mesterséges anyagokkal töltjük fel gyomornedv 1:15-20 arányban. Az így kapott keveréket 12-16 órára 37°C-os termosztátba helyezzük, majd az üledéket mikroszkópos vizsgálatnak vetjük alá, amelyben az emésztett izomrostok maradványai között szabad állapotban Trichinella lárvákat találunk.

A mesterséges gyomornedv megvásárolható gyógyszertárban, vagy laboratóriumban elkészíthető. Ehhez adjunk hozzá 10 ml tömény sósavat 1 liter desztillált vízhez; Használat előtt adjunk hozzá 30 g pepszint 1 liter hígított savhoz.

KVANTITATÍV KUTATÁSI MÓDSZEREK

Kvantitatív módszerek a kutatást az invázió intenzitásának meghatározására, a különböző féreghajtó gyógyszerek hatékonyságának felmérésére, a féregtelenítés minőségének meghatározására, a folyamatban lévő tömeges kezelések és megelőző intézkedések nyomon követésére használják, stb.

A helmintpeték mennyiségi meghatározását két módszerrel végezzük: a Stoll-módszerrel és Krasilnikov és Volkova (1974) módszerével.

Stoll módszer. A vizsgálat elvégzéséhez mikroszkóppal, 56 és 60 ml-es üveglombikkal, mérőhengerrel, üveggyöngyökkel, a lombik gumidugójával, mérőpipettákkal, tárgylemezekkel és 0,4%-os nátrium-hidroxid oldattal kell rendelkeznie.

A tanulmány előrehaladása. Decinormális nátrium-hidroxid-oldatot (körülbelül 0,4%-os koncentráció) öntünk a lombikba egy mérőhenger segítségével az 56 ml-es jelig, és addig adjuk hozzá az ürüléket, amíg a folyadék szintje el nem éri a 60 ml-t (azaz 4 ml széklet). A keveréket üveggyöngyökkel alaposan összerázzuk 1 percig, az edényt gumidugóval lezárva (pálcikával is keverhetjük). Rázás után azonnal vegyen be 0,075 ml keveréket beosztásos pipettával (0,005 ml ürüléket tartalmaz), vigye át egy tárgylemezre, és mikroszkóp alatt számolja meg a készítményben lévő tojások számát. Az 1 g székletben lévő tojások számának meghatározásához az észlelt számot megszorozzuk 200-zal.

A készítményben lévő peték számának összehasonlítása a betegnél a kezelés előtt és után lehetővé teszi a féregtelenítés hatékonyságának megítélését.

Stoll módszere egyszerű, ad összehasonlítható eredményeket minden helminthiasis esetében, amelyek kórokozói szisztematikusan bocsátanak ki petéket a beteg beleibe. A módszer hátránya azonban, hogy viszonylagos alacsony érzékenység, különösen alacsony intenzitású invázió esetén.

Krasilnikov-Volkova módszer. Ha ezzel a módszerrel tanulmányozzuk, legalább 1 g ürüléket egy üveglombikban vagy nagy kémcsőben keverünk össze 1%-os Lotus oldattal (vagy 1,5%-os Extra oldattal) 1:10 arányban. A szuszpenziót alaposan összerázzuk, amíg homogén szuszpenzió nem keletkezik, majd a szuszpenzióból 0,1 ml-t (amely 0,01 g ürüléknek felel meg) gyorsan mérőpipettával felveszünk és tárgylemezre visszük. A készítményt fedőüveggel vagy celofán lemezzel (20 x 30 mm) fedjük le, és legalább egy napig 50%-os hőmérsékleten tartjuk. vizesoldat glicerin.

Számolja meg a tojások számát a teljes készítményben. Az 1 g székletben lévő tojások számának kiszámításához a kapott számot meg kell szorozni 100-zal.

Ennek a módszernek számos előnye van a Stoll-módszerrel szemben. Először is, érzékenyebb, és lehetővé teszi a helminták észlelését, amikor gyenge fokozat fertőzések. Másodszor, nagyon kényelmes a tömeges vizsgálatokhoz, mivel a detergens oldatok, amelyek a helminth tojások tartósítószerei, lehetővé teszik a nem teljesen friss anyagok kutatását. azonban előfeltétel Ez magában foglalja az ürülék összegyűjtését közvetlenül egy mosószeres oldatba.

Mert kvantitatív kutatás Használhatja a leírt, az úszó tojások elvén alapuló egyesített kvalitatív módszerek bármelyikét. De ebben az esetben azonos mennyiségű ürüléket és azonos térfogatú flotációs oldatot kell venni az elemzéshez. Az invázió mértéke az alábbi táblázat szerint kiszámítható az 1 g székletben lévő tojások számának ismeretében.

Az invázió intenzitása a helmintpeték számától függően

1 g székletben

SZEROLÓGIAI DIAGNOSZTIKAI MÓDSZEREK

Ezeket a vérszérumban lévő specifikus antitestek kimutatásán alapuló módszereket diagnosztikai és szűrési célokra használják.

A szerológiai módszerek a következők:

Gyűrűs precipitációs reakció (RCR) (trichinosis, cysticercosis);

Gyűrűs kicsapódási reakció kémcsövekben hidegben (trichinosis, cysticercosis);

Mikroprecipitációs reakció élő lárvákon (trichinosis, ascariasis);

Közvetett hemagglutinációs reakció (IRHA) (trichinosis, echinococcosis, alveococcosis, cysticercosis stb.);

Latex agglutinációs reakció (LAR) (echinococcosis, alveococcosis, trichinosis, teniarinchiasis stb.);

Komplementrögzítési reakció (FFR) (trichinosis, echinococcosis, cysticercosis);

Enzimmel jelölt antitestreakció (ERA) (echinococcosis, onchocerciasis, schistosomiasis, trichinosis, toxocariasis);

Kapcsolt immunszorbens vizsgálat(ELISA) (trichinózis, opisthorchiasis, toxocariasis, toxoplazmózis stb.).

A szerológiai reakciók végrehajtásához standard antigéneket állítanak elő vagy önállóan állítják elő (például juhok echinococcus hólyagjából), és speciális ELISA tesztrendszereket állítanak elő.

Speciális módszerek enterobiasis, teniarinhoz, taeniasis vizsgálatok

Kaparás a perianális redőkből. A perianális redőkből való kaparáshoz fa spatulát, celofáncsíkot, cellulózpapírt vagy szalagot, speciális ragasztóréteggel ellátott szempálcákat használhat:

a) 1%-os glicerinoldattal (vagy 0,5%-os oldattal) megnedvesített fa spatulával (a spatula egy lapított gyufa vagy pálcika) kaparás szódabikarbóna), úgy végezzük, hogy a végbélnyílás teljes kerülete mentén a perianalis redők felületéről enyhén lekaparjuk. A keletkező kaparást egy fedőüveg szélével egy spatula végéről egy üveglapra visszük egy csepp 50%-os glicerinoldatba, fedjük le ugyanazzal a fedőüveggel és mikroszkóppal. A módszer hátránya a tojások elégtelen kimutatása és irritáló hatás;

b) a Torgushin-módszer szerint 50%-os glicerinoldattal megnedvesített fa vagy más spatula segítségével vattapamaccsal öblítést végzünk, majd egy csepp glicerinben egy üveglemezen kenetet készítünk;

c) Kevorkova módszere szerint körülbelül 5 ml-t öntünk egy centrifugacsőbe forralt víz, helyezzünk bele egy vattakoronggal ellátott spatulát (pálcikát). Az anyag felvétele előtt a tampont enyhén a kémcső belső falához nyomjuk, a perianális redőket áttöröljük vele, és a tamponnal ellátott spatulát a kémcsőbe helyezzük. A tampont alaposan felrázzuk egy kémcsőben, a kimosott anyagot 3 percig centrifugáljuk, és a keletkezett üledéket mikroszkóp alatt megvizsgáljuk;

d) kaparás ragasztószalaggal Graham szerint. Egy darab ragasztószalag (átlátszó polietilén szalag ragasztóréteggel a gyerekek kreativitása, de célszerű 8-10 cm hosszú LPO-1, LPO-2) sebészeti fóliát használni, ragasztóréteggel ragasztani a bőr perianális redőire, a végénél fogva, majd áthelyezni egy pohárba. csúsztassa le a ragasztóréteggel (az üveg szélein túlnyúló szalag végeit levágják), a poharak meg vannak számozva, és a beteg adatait és az üveg számát rögzítik a naplóban. Laboratóriumban a szalagot az egyik végén nagy távolságra lehúzzák, alá csepegtetnek 1-2 cseppet. vazelin olaj vagy glicerin (az optikai hibák kiküszöbölésére) és mikroszkóp;

e) kaparás üvegszem rudak segítségével, amelyek felületét speciális ragasztóanyaggal vonják be. A szempálcák egy speciális állványba vannak felszerelve. Az anyagot úgy gyűjtik össze, hogy a spatula lapos részét a perianális nyílás bőréhez érintik. A pálcát ezután az állványra rögzítik a szállításhoz. A mikroszkópos vizsgálat közvetlenül a spatula mindkét oldalán történik (lemezek és fedőüvegek nélkül), kis nagyítással (okulár x 10, objektív x 8) előzetes kazettás rögzítéssel. A munka végeztével a rudakat szappanos oldatban forralással fertőtlenítjük, az állványt és a kazettákat alkohollal kezeljük, szappanos-szóda oldattal mossuk. Ragasztó összetétele: cleol – 10 g, Ricinusolaj– 2,5 g, etil-éter – 5 g, etanol 96% - 2,5 g.

A spatulákat a ragasztóoldatba mártjuk, majd szobahőmérsékleten levegőn szárítjuk. A felületen kialakult ragasztófilm több napig kitart.

A módszer alkalmas gyermekek enterobiasis és felnőttek taeniasisának tömeges szűrésére.

A teniarhynchosis és taeniasis kaparási módszere mellett a fent leírt felmérési módszert és a makroszkópos módszert (a szegmensek azonosításakor) is alkalmazzák.

Speciális kutatási módszerek strongyloidiasisra

Az éter-ecetsav módszert alkalmazzák a tojások kimutatására (lásd fent), a Berman módszert pedig a lárvák ürülékben történő kimutatására.

Berman módszer. Vizsgálja meg a friss székletet, lehetőleg hashajtó bevétele után. Egy 5 g-os székletmintát fémszitára helyezünk (a belső hálót két réteg gézzel béleljük) egy állványra szerelt üvegtölcsérbe. A tölcsér alsó végére egy bilinccsel ellátott gumicsövet (Berman készülék) helyeznek.

Az ürülékkel ellátott hálót felemeljük, és 40-50°C-ra melegített vizet öntünk a tölcsérbe úgy, hogy Alsó rész a hálót vízbe merítették, és az ürüléket teljesen ellepte a víz. 2-4 óra elteltével a gumicső bilincseit gyorsan kinyitják, és a folyadékot egy centrifugacsőbe engedik le. Centrifugálás (1-2 perc) után a folyadék felső részét gyorsan lecsepegtetjük, és az 1 ml-es üledéket vékony rétegben üveglemezre visszük, és kis nagyítású mikroszkóppal mikroszkóppal vizsgáljuk.

IMP és TM módszer. Egy diónyi ürüléket egy főzőpohárba helyezünk, felöntjük 40°C-os meleg sóoldattal úgy, hogy az ürüléket ellepje az oldat, és 20 percig állni hagyjuk. 20 perc elteltével a folyadékot Petri-csészébe öntjük, és MBS binokuláris mikroszkóp alatt nézzük.

A strongyloidiasis diagnosztizálására, különösen a kezelés hatékonyságának ellenőrzésére, ajánlott a Berman-módszert kombinálni a nyombéltartalom vizsgálatával.

Fonálférgek speciális kutatási módszerei

Nematosis

Ascariasis

A történelem felhívja a figyelmet a kertészethez és a kertészethez való viszonyulásra. Nyers zöldségek és ezekből a zöldségekből készült saláták fogyasztása.

Klinikai megnyilvánulások korai fázis Az ascariasist a szervezet allergiás elváltozásai okozzák. Az ascariasis korai vagy vándorló lárva stádiuma gyakran 38°-os és afölötti testhőmérsékletű láz, tüdőkárosodás tünetegyüttes és kifejezett véreozinofília jelenlétében jelentkezik. A legtöbb esetben a gyermekeknél a betegség első jelei a rossz közérzet, gyengeség, időszakos fejfájás, izzadás, néha izom- és ízületi fájdalom. Gyakran bőséges kiütések, például csalánkiütések jelentkeznek súlyos vagy mérsékelt viszketéssel. A korai fázis diagnózisát röntgenvizsgálatok igazolják az illékony anyagok tüdőben való jelenlétére eozinofil infiltrátumok Leffler. A frissen kiválasztott köpet kenetei gyakran tartalmaznak eozinofil sejteket, vörösvértesteket, Charcot-Leyden kristályokat és orsóféreg lárvákat.

Az ascariasis intestinalis imaginalis stádiumában a gyomor-bélrendszeri és a aszténiás szindrómák, enterokolitikus fájdalom tünetei. A gyerekek gyakran tapasztalnak súlycsökkenést, néha meglehetősen jelentős mértékben. Hányinger, fokozott nyálfolyás, ingerlékenység, késleltetett pszichomotoros fejlődés, csökkent intelligencia.

Intestinalis st. laboratóriumi diagnosztikájához.

A protozoonokat 4 osztályra osztják:

Ha encystated, a mikroorganizmus megszerzi lekerekített formaés védőhéjjal letakarva. Ciszta formájában a protozoonok kevésbé érzékenyek rá kedvezőtlen tényezők környezet.

A következők lehetnek kutatás tárgyai:

Jegyzet:A diagnosztikának sok típusa létezik, megvizsgáljuk azokat a típusokat, amelyek a klinikai laboratóriumi gyakorlatban a leggyakoribbak.

Magán típusú diagnosztika

Minden konkrét esetben a laboráns feladata egy adott kórokozó felkutatása, néha a fő kórokozó mellett másokat is felfedeznek.

Ennek a mikroorganizmusnak 6 faja van, amely képes élni az emberi bélben. Klinikai jelentőséggel csak a vegetatív formában és ciszták formájában előforduló dizentériás amőba bír.

Ezenkívül immunológiai módszereket alkalmaznak:

• indirekt immunfluoreszcencia;
• indirekt agglutináció (INA);
• radiális immundiffúzió.

Jegyzet: szerológiai módszerek nem informatívak, és csak a főbb kiegészítéseként használatosak kétes esetekben.

Csillószok diagnosztikája

Az ebbe a nemzetségbe tartozó mikroorganizmusok patogén formája a balantidium. Ez egy olyan mikroba, amely balantidiasist okoz, a vastagbél fekélyes folyamatával járó betegséget. A kórokozót a natív kenetben vegetatív forma és ciszta formájában mutatják ki. A kenet anyagát (ürülék és nyálka) szigmoidoszkópos vizsgálat során veszik, és speciális táptalajra vetik.

A flagellaták diagnózisa (Leishmania, Giardia, Trypanosomes, Trichomonas)

A Leishmania, a trypanosomes, a lamblia és a trichomonas veszélyesek az emberre.

Leishmania- mikrobák, leishmaniasis okozója, vérkenetben vizsgálják, anyagok csontvelő, bőrinfiltrátumokból származó kaparék. Egyes esetekben a leishmania diagnosztizálása során tápközegen tenyésztést alkalmaznak.

Trypanoszómák– kórokozók álomkór(amerikai/afrikai trypanosomiasis vagy Chagas-kór).

Az afrikai változat meghatározása a kezdeti időszak a perifériás vér vizsgálatában. A betegség előrehaladtával patológiás mikrobák találhatók a nyirokcsomók szúrásának anyagában, és előrehaladott stádiumban - a cerebrospinális folyadékban.

A tripanoszómák diagnosztizálásához Chagas-kór gyanúja esetén a vizsgált anyagot mikroszkóp alatt, kis nagyítással vizsgálják. Ebben az esetben a keneteket és a vastag cseppet előre megfestik.

Trichomonas(bél, orális,) az érintett nyálkahártyákról vett anyagok mikroszkópos vizsgálatával mutathatók ki.

A sporozoák azonosítása (malária plazmódium, kokcidózis kórokozója stb.)

Az emberre a leggyakoribb és legveszélyesebb faj a maláriás plazmódium, amelynek 4 fő kórokozója van: kórokozó tercián malária, négynapos malária, trópusi maláriaés malária ovális.

A Plasmodium (sporogony) szexuális fejlődése az Anopheles szúnyogokban megy végbe. Aszexuális (szöveti és eritrocita skizogónia) - emberi májszövetben és eritrocitákban. Az életciklus ezen sajátosságait figyelembe kell venni a maláriás plazmódium diagnosztizálása során.

Így egy frissen megbetegedett beteg vérében kimutathatók a sporogony ciklus csírasejtjei. De a maláriás rohamok csúcspontján a skizonták nagy számban jelennek meg a vérben.

Ráadásul be különböző fázisok maláriás láz megjelenik különféle formák plazmódium:

• a hideg időszak alatt a vér megtelik merozoitákkal, egyfajta skizonttal;
• megemelt hőmérsékleten a gyűrű alakú trofozoiták felhalmozódnak az eritrocitákban;
• a hőmérséklet csökkenését az amőbaszerű trofozoiták túlsúlya jellemzi;
• normál állapot időszakában a vér a skizonták felnőtt formáit tartalmazza.

A malária kórokozójának (malária plazmódium) vizsgálatát kenetben és vastag cseppben végezzük.

Jegyzet:A kenetek és vastag vércseppek vizsgálatával a malária diagnózisa néha téves. A vérlemezkék bizonyos esetekben tévesen a malária kórokozójának tulajdoníthatók. Néha a leukociták és más sejtek fragmentumai is szimulálják a plazmódiumot.

A protozoonok tanulmányozásának alapvető módszerei

Nézzük röviden a protozoonok jelenlétének legáltalánosabb kutatási módszereit.

A protozoonok diagnosztizálása natív kenettel és Lugol-oldattal festett kenettel (székletben)

A gyógyszert ürülék emulziójából állítják elő izotóniás oldatban. Két csepp nátrium-klórt és Lugol-oldatot csepegtetünk egy tárgylemezre. A vizsgálati anyagot fapálcikával mindkét készítményhez adagoljuk, majd üveggel való letakarás után különböző mikroszkópi felbontáson nézzük meg.

A talált protozoonokat bizonyos jellemzők alapján rögzítik. A pontosság érdekében készítsen 2-3 készítményt ugyanabból az anyagból. Kétséges esetekben az elemzést 2-3 héten keresztül többször megismételjük.

A módszer képes kimutatni a vegetatív és cisztás formákat:

• lamblia;
• balantidium;
• dizentériás amőba.

A kórokozó formák mellett nem patogén protozoonokat is azonosítanak. Az egészséges hordozókban is vannak luminális és cisztás formák.

Fontos:a pontatlanságok és hibák elkerülése érdekében a kutatást ismételten el kell végezni.

A natív és festett kenet módszerrel végzett protozoonok diagnosztizálásának eredményének tartalmaznia kell a kórokozó formájának leírását (luminális, ciszta, szövet).

Kutatási követelmények:

• az elemzésre vett anyagot (folyékony széklet) a székletürítés után legkésőbb 30 perccel megvizsgálják;
• a formalizált székletet a székletürítést követő 2 órán belül diagnosztizálni kell;
• az anyag nem tartalmazhat szennyeződéseket ( fertőtlenítőszerek, víz, vizelet);
• az anyaggal való munkához csak fából készült pálcikákat használjon; az üvegek nem alkalmasak a nyálka elcsúszása miatt;
• A rudakat használat után azonnal el kell égetni.

Konzerválási módszer (székletvizsgálat) a protozoonok diagnosztizálására

A vizsgálatot a protozoonok tartósítószerrel történő rögzítésével végzik. A különbség e módszer és az előző között az, hogy a tartósítószerek lehetővé teszik a gyógyszer hosszú távú megőrzését.

Felhasznált tartósítószerek:

• Talicska. Tartósítószer összetevőket tartalmaz: 0,7 ml nátrium-klorid, 5 ml formalin, 12,5 ml 96%-os alkohol, 2 g fenol és 100 ml desztillált víz. Színező összetétel: 0,01% tionin (azura) oldat.
• Safarliev megoldása. Hozzávalók: 1,65 g cink-szulfát, 10 ml formalin, 2,5 g kristályos fenol, 5 ml ecetsav, 0,2 g metilénkék, 100 ml víz. Ezt a tartósítószert olyan esetekben használják, amikor az anyagot több mint egy hónapig kell tárolni.

Az üres palackokba tartósítószert töltenek, 3:1 arányban töltik bele az anyagot, majd szükség esetén festéket adnak hozzá. Az eredményeket 2-3 gyógyszer vizsgálatával értékelik.

Formalin-éter dúsítási módszer (a protozoonok székletben való jelenlétének elemzése)

Ez a diagnosztikai módszer lehetővé teszi a protozoon ciszták elkülönítését és koncentrálását. Az elemzéshez a következő összetevőkre van szükség: formalin (10 ml), 0,85 g izotóniás oldat, desztillált víz, kénes éter, Lugol-oldat.

A bioanyag és a felsorolt ​​folyadékok keverékét összekeverik és centrifugálják. A kémcső alján kapott üledéket Lugol-oldattal megfestjük, és ciszták és vegetatív formák jelenlétére vizsgáljuk.

Módszer a Leishmania (csontvelőkenet) kimutatására

A leishmaniasis diagnosztizálására a következő reagenseket használják: Nikiforov-keverék (kén-éter és etil-alkohol), foszfátpuffer, azur-eozin Romanovsky szerint.

A csontvelő-anyagot speciális előkészítés után nagyon óvatosan egy tárgylemezre helyezzük. Merítési rendszerrel ellátott mikroszkópot használnak.

BAN BEN akut időszak betegség, nagyszámú leishmania található a pontban.

Jegyzet:Néha vérsejtek hasonlíthat a feldolgozott Leishmania-ra, ezért nagyon fontos, hogy a laboratóriumi technikus legyen óvatos és elegendő tapasztalattal rendelkezzen a független kutatás elvégzéséhez.

Módszer a leishmania kimutatására a bőrinfiltrátumból származó kenetben

A szükséges reagensek hasonlóak az előző elemzéshez.

A vizsgálati anyagot a meglévő tuberkulózis vagy fekélyes tartalomból nyerik. Leishmaniasis gyanúja esetén a kaparást nagyon óvatosan, szikével, vér nélkül végezzük. Ezután a készítményt üvegen készítjük el. A kapott eredmények pontosságának biztosítása érdekében több készítményt egyidejűleg vizsgálnak meg.

A betegség jelenlétében a leishmania a vizsgálati anyagban jelenlévő makrofágok, fibroblasztok és limfoid sejtek között is kimutatható.

Módszer a patológiás szövetek kaparásával nyert tiszta Leishmania tenyészet izolálására

Ezzel a protozoon diagnosztizálási módszerrel a szövetkaparékot egy speciális tápközegbe helyezik, amelyben a Leishmania aktívan szaporodik.

A kaparás felvétele előtt a bőrt alaposan alkohollal kezeljük, majd bemetszést készítünk a gumóba, melynek aljáról eltávolítjuk a tartalmát és médiummal kémcsőbe helyezzük. Az anyagot többször veszik, majd különböző kémcsövekbe helyezik. Ezután a termesztés termosztátban történik 22-24 fokos hőmérsékleten. Az eredményeket mikroszkóp alatt értékelik. Ezt a módszert akkor alkalmazzák, ha a protozoák diagnosztizálásának más, olcsóbb és gyorsabb módszerei nem hatékonyak.

A videó áttekintésével megtekintheti, hogyan fejtik meg a gyakorlatban a protozoonok jelenlétére vonatkozó teszteket egy csepp vér segítségével:

Lotin Alexander, orvosi rovatvezető

A széklet vizsgálata két módszerrel történik:

1. Makroszkópos – bélférgeket, fejüket, szegmenseiket, strobila töredékeit észlelni. Az ürülék kis adagjait egy lapos tálcában vagy Petri-csészében vízzel összekeverjük, és jó fényben, sötét háttér előtt, szükség esetén nagyítóval nézzük meg. Minden gyanús képződményt csipesszel egy másik, vízzel feltöltött csészébe vagy tárgylemezre helyezünk egy csepp hígított glicerinben.

A módszerrel védekező A vizsgált ürülékrészt egy üveghengerben vízzel összekeverjük, majd ülepítés után a felső vízréteget lecsepegtetjük. Ez többször megismétlődik. Amikor a folyadék átlátszóvá válik, lecsepegtetjük, és az üledéket Petri-csészében megvizsgáljuk.

2. Mikroszkópos – a helminták tojásainak és lárváinak kimutatására. Számos kutatási módszer létezik.

1). Natív kenet – a legelterjedtebb és technikailag legelérhetőbb kutatási módszer. Minden féreg tojása és lárvája kimutatható. Kis számú tojás esetén azonban nem mindig lehet megtalálni őket. Ezért a dúsítási módszert alkalmazzák.

1). Fülleborg módszer – ez egy dúsítási módszer, amely a helminthiasis peték telített NaCl-oldatban való lebegtetésén alapul (1,2-es sűrűség; 400 g NaCl 1 liter vízben; 40%-os NaCl-oldat). A módszer hatékonyabb, mint a natív kenet. 2-5 g ürüléket üvegedényekbe helyezünk, NaCl-oldattal töltjük, megkeverjük, majd 45 perc elteltével fémhurokkal eltávolítjuk a kapott filmet, majd egy csepp glicerint helyezünk egy tárgylemezre. Vizsgálja meg mikroszkóp alatt. A módszer hátránya a különböző helminták, törpe galandféreg tojásainak lassú megjelenése - 15-20 perc múlva, orsóféreg - 1,5 óra, ostorféreg - 2-3 óra.

2) Kalantaryan módszer – szintén dúsítási módszer, de telített NaNO 3 oldatot (1,38 sűrűségű) használnak. A legtöbb tojás lebeg; üledékvizsgálat nem szükséges. Hátránya, hogy a tojások hosszú ideig tartó oldatban tartása azt a tényt eredményezi, hogy egyes tojások megduzzadnak, leülnek az aljára, és eltűnnek a felületi filmről.

3. Gorjacsov-módszer – tojáslerakódás elvén alapul, kis trematode peték kimutatása. Oldatként telített NaCl-oldatot használunk, és a tetejére óvatosan 3-4 ml ürülékoldatot rétegzünk. 15-20 óra elteltével a trematode tojások leülepednek az aljára. A folyadékot leürítjük, és az üledéket tárgylemezre helyezzük mikroszkóp alá.

4. Shulman csavaró módszer – helminth lárvák kimutatására a székletben. Csak a frissen kiválasztott ürüléket vizsgálják. 2-3 g-ot egy üvegedénybe teszünk, és 5-szörös mennyiségű vizet adunk hozzá, gyorsan felkavarjuk egy pálcikával anélkül, hogy az edény falát megérinnénk - 20-30 perc, majd a rudat gyorsan eltávolítjuk, és egy csepp végén lévő folyadékot egy tárgylemezre visszük és mikroszkóppal vizsgáljuk.

5. Berman-módszer – a bélféreg lárváinak hő felé vándorló képességén alapul, és a székletben való azonosításukra szolgál.

6. Harada és Mori módszer (lárvátenyésztési módszer), és kampósféreg-fertőzés vizsgálatára ajánlott. A módszer azon alapul, hogy melegben és nedves szűrt papíron a kampósféreg tojásaiból filariform lárvák fejlődnek, amelyek könnyen kimutathatók. Egy szűrt papírcsík közepére 15 g ürüléket viszünk fel, az ürüléket tartalmazó papírt tégelybe helyezzük úgy, hogy az alsó vége vízbe merüljön, a felső végét pedig dugóval rögzítsük. Az edényt termosztátban 28 0 C-on 5-6 napig tartjuk. A filariform lárvák ezalatt fejlődnek ki, és leszállnak a vízbe. A folyadékot nagyítóval vizsgáljuk. Ha nehezen észlelhető, a folyadékot centrifugálják, és először 60 0 °C-ra melegítve elpusztítják a lárvákat. A laboránsnak kesztyűt kell viselnie.

7. Az enterobiasis módszerei – pinworm peték és szarvasmarha-galandféreg azonosítása.

a) kaparás a perianalis redőkből – fából készült pálcikára erősen feltekercselt és 50%-os glicerinoldattal megnedvesített vattakoronggal. A laboratóriumban a tampont 1-2 csepp 50%-os vizes glicerinoldattal lemossák.

b) ragacsos atka módszer (Graham módszer)

A ragasztószalagot a perianális redőkre helyezzük, majd a ragasztóréteget tárgylemezre helyezzük és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

C) kaparás szemrudakkal (Rabinovich-módszer). A perianális kaparáshoz üveg szemrudakat használnak, amelyek széles részét speciális ragasztóval vonják be, amely lehetővé teszi a gombapeték megtartását.

Vér, epe, köpet és izmok vizsgálata

A vérmikroszkópos vizsgálat filaria lárvákat tár fel.

Köpet vizsgálata - paraganim peték, orsóféreg lárvák, necator, strongyloid, echinococcus hólyag elemei.

Izomvizsgálat - trichinellózis gyanúja esetén megvizsgálják a beteg vagy a holttest izmait, illetve azt a húst, amely feltehetően fertőződött meg. A trichinoszkópia céljából az izmot apró darabokra vágják és egy kompresszorba helyezik, ez két széles, vastag pohár, amely összetöri az izmokat, és kapszulák formájában találják meg a Trichinella lárvákat - kompressziós módszer.

Emésztési módszer - az izmokat mesterséges gyomornedvvel (sósavoldat és pepszin) töltik fel. Az izmok megemésztődnek, és a lárvák könnyen azonosíthatók. Az invázió intenzitásának meghatározása: lárvák száma legfeljebb 200 per 1 g izomszövet– az invázió mérsékelt intenzitása; 500-ig – intenzív; 500 felett – szuperintenzív invázió.

Szerológiai módszerek

fejezet III. A helminthiasis diagnózisa és a helmintológiai kutatás módszerei

Minden orvosi segítséget kérő beteget meg kell vizsgálni helminthiasisra, és különösen a gyermekorvoshoz, terapeutához és neurológushoz forduló betegeket gyomor-bélrendszeri jelenségekkel kapcsolatos panaszokkal, idegrendszerés vérszegénységgel. Ha az orvos nem mindig tudja alkalmazni a laboratóriumi kutatási módszereket, akkor minden ambulancián vagy kórházban ellátó egészségügyi dolgozó köteles megkérdezni a beteget a bélféreg izolálásáról.

Ha rendelkezésre áll, a vonatkozó fejezetekben megadva klinikai indikációk A diagnózist a helminthiasis vizsgálatának laboratóriumi módszereivel kell tisztázni.

A túlsúly miatt bél helminthiasis legnagyobb gyakorlati jelentősége székletvizsgálata van.

A széklet vizsgálatának módszerei helminthiasisra

A székletet tiszta üvegedényben szállítják a laboratóriumba (kb. negyed csésze széklet különböző helyekről egy adagban); A rutinvizsgálat során a széklet gyufásdobozban vagy síndobozban szállítható a laboratóriumba.

A féregtelenítés leküzdésére a beadás után összegyűjtött ürülék teljes részét szállítják (az orvos által előírt módon). féreghajtóés hashajtó (nagy zárt üvegedényekben, vödrökben).

A széklet mikroszkópos vizsgálata alapvető a bélférgek diagnózisában; mindig meg kell előznie a széklet általános makroszkópos vizsgálatát, hogy kimutathatóak legyenek a nagyméretű cestodák, gombócok, orsóférgek stb. szegmensei.

A széklet legyen friss vagy konzerv (5%-os formaldehid oldatban), mivel a szárítás drámaian megváltoztatja a tojás szerkezetét. Ezenkívül, amikor a széklet áll, gyors fejlődés egyes helminták (például kampósférgek) petéi, ami megnehezíti a diagnózist.

A Szovjetunió Egészségügyi Minisztériumának utasításai szerint a székletet egyszerre kell megvizsgálni Fulleborn módszerrel és natív kenettel.

Natív kenet

Natív kenet: a kiszállított adag különböző helyeiről gyufával, üveggel vagy fapálcikával kivett kis darab (kb borsó nagyságú) ürüléket üveglemezen alaposan ledarálunk egy csepp 50%-os glicerines oldatban, ill. sóoldatban vagy vízben. Fedjük le fedőlemezzel, ez utóbbit enyhén nyomjuk meg (bonctűvel). A kenetnek vékonynak, átlátszónak és egyenletesnek kell lennie. Csak a gyógyszer dúsítását biztosító egyéb módszerek kiegészítéseként alkalmazzák. Legalább két gyógyszert felül kell vizsgálni.

A bélféreg lárváinak (valamint azok petéinek) kimutatására natív kenetet készítenek a következő módon(Shulman szerint): 2-3 g ürüléket alaposan összekeverünk egy üvegrudat ötszörös mennyiségű tiszta vízzel vagy sóoldattal emulzióba „csavarva”. Keverés közben a lárvák az üvegrúd közelében felhalmozódnak, így közvetlenül a keverés befejezése után egy csepp emulziót gyorsan üvegpálcikával áthelyezünk egy tárgylemezre, fedőlemezzel letakarjuk és megvizsgáljuk. S. D. Lyubchenko (1936) bebizonyította, hogy a csavaró módszer hatékonyabb, mint a kenet módszer, különösen a gömbféreg tojások esetében. S. D. Lyubchenko munkája alapján célszerűnek tartjuk a kenet módszert a csavaró módszerrel helyettesíteni.

Fulleborn módszer

Fulleborn módszer: 5-10 g különböző helyekről vett ürüléket egy 50-100 ml-es edénybe helyezünk, és üveg- vagy fapálcával alaposan bedörzsöljük telített konyhasóoldatban (ebből 400 g-ot feloldunk). 1 liter vízben, forrásig melegítjük, és vattarétegen vagy gézen szűrjük át; az oldatot hidegen használjuk: fajsúly ​​1,2). Az oldatot fokozatosan adagoljuk, amíg egyenletes szuszpenziót nem kapunk, és a hozzáadott oldat teljes mennyiségének körülbelül 20-szorosának kell lennie a széklet mennyiségének. A széklet összekeveréséhez a Fulleborn teapoharak használatát javasolta, de kényelmesebb szuszpenziót készíteni 50-100 ml-es kenőcsös edényekben, minden elemzéshez két edényt használva (vagy 100 ml-es csészékben).

Közvetlenül a szuszpenzió elkészítése után spatulával, fémkanállal vagy tiszta papírdarabkával távolítsuk el a felületről a felületre lebegett nagy részecskéket ( növényi képződmények, emésztetlen ételmaradványok stb.), majd a keveréket 1-1,5 órán át állni hagyjuk. Ezen idő elteltével a teljes filmet eltávolítják a keverék felületéről egy legfeljebb 1 cm átmérőjű, derékszögben hajlított huzal vagy platina hurok (lapos) megérintésével; A fóliát egy tárgylemezre rázzuk, és fedőlemezzel lefedjük. Helyezzen 3-4 cseppet minden fedőlemez alá (18x18 mm). Összesen legalább 4 készítményt kell elkészíteni (minden készítményhez egy fedőpohár). A hurkot tűz fölött melegítjük, és minden elemzés után vízzel mossuk.

A Fulleborn módszerrel minden fonálféreg peték (kivéve a megtermékenyített orsóféreg-petéket) és a törpe galandféreg tojásai gyorsan és egyszerűen kimutathatók.

A Berman-módszert használják a széklet bélféreg lárváinak vizsgálatára (strongyloidiasisra). Ez a módszer a következő: 5 g ürüléket egy fémhálón (tejszűrő alkalmas erre a célra) helyezünk egy állványra erősített üvegtölcsérre. A tölcsér alsó végére egy bilinccsel ellátott gumicsövet helyeznek.

Az ürüléket tartalmazó hálót felemeljük, és körülbelül 50°-ra melegített vizet öntünk a tölcsérbe úgy, hogy a háló alsó része ürülékkel vízbe merüljön. A lárvák aktívan beköltöznek a vízbe, és felhalmozódnak a gumicső alsó részében. 2-4 óra elteltével a bilincset kinyitják, és a folyadékot egy vagy két centrifugacsőbe engedik le.

1-2 perces centrifugálás után a folyadék felső részét gyorsan lecsepegtetjük, az üledéket cseppenként tárgylemezekre visszük és fedőlemezek alatt megvizsgáljuk, vagy vékony rétegben szétosztjuk 2-3 nagy pohárra, majd fedő nélkül megvizsgáljuk. csúszik.

A Berman-módszert arra is használják, hogy a talajt horogféreg-lárvák jelenlétére vizsgálják.

Stoll módszer

A Stoll-módszert az invázió intenzitásának meghatározására használják. Egy speciális üveglombikba 56 cm 3 -es jelzésig decinormális marónátron oldatot öntünk, majd ürüléket adunk hozzá, amíg a folyadék szintje el nem éri a 60 cm 3 -t, azaz a 4 cm 3 -t. Üveggyöngyökkel való felrázást követően a keverékből 0,075 ml-t veszünk vizsgálatra, és egy vagy két közönséges fedőlemez alatt megvizsgáljuk. A kapott mennyiséget megszorozzuk 200-zal, hogy megkapjuk az 1 cm 3 székletben található tojások számát.

A nyombél tartalmának vizsgálata

A szokásos módon, szondázással nyert nyombéllevet és hólyagepét (és az epehólyagból származó reflex után a hólyagepét) alaposan összekeverjük azonos térfogatú etil-éterrel; a keveréket centrifugálják, majd mikroszkóp alatt megvizsgálják az üledéket. Az üledéken kívül mikroszkópos vizsgálat a folyadékban lebegő pelyhek, amelyek férgek tojásait tartalmazhatják, szükségszerűen szabaddá válnak. A gyomornedv és a hányás bélférgek tojásainak vizsgálatakor ugyanezt a technikát használhatja.

A nyombélnedv és a gyomortartalom vizsgálatát el kell végezni, ha annak gyanúja merül fel helmintikus betegségek máj, epehólyag (opisthorchiasis, fascioliasis, dicroceliosis) és duodenum (strongyloidiasis).

Köpet vizsgálata

A köpetet üveglapon őröljük, szorosan lefedjük egy másik üveglappal, és szabad szemmel vizsgáljuk világos és fekete háttér előtt, valamint nagyító alatt áteresztő fényben. Az egyes köpetdarabokat („rozsdás” felhalmozódás, szövettörmelék stb.) vékony rétegben egy tárgylemezre visszük, fedőlemezzel szorosan lefedjük, és kis és nagy nagyítású mikroszkóppal megvizsgáljuk.

a) A bőr, a bőr alatti szövet vagy az izom cysticercosisának diagnosztizálásához a megfelelő szövet aszeptikusan kimetszett darabját először szabad szemmel kell megvizsgálni. A szövetterületeket boncolt tűk segítségével távolítják el egymástól, hogy szabad szemmel is látható hólyagot – cysticercust – észleljenek (A fotó); hossza 6-20 mm, szélessége 5-10 mm. Ha cysticercus-gyanús hólyagot észlelnek, azt két tárgylemez között összetörik, és mikroszkóp alatt megvizsgálják. A cysticercust (Cistycercus cellulosae) egy scolex jelenléte határozza meg, négy szívófejjel és egy horogsorral (B fotó).

Fénykép. A - cysticerci scolex-szel kifelé fordult; B - Egy sertés galandféreg feje.

b) A trichinosis diagnosztizálásához egy aszeptikusan kimetszett izomdarabot (bicepsz vagy gastrocnemius) 50%-os glicerines oldatban boncolótűk segítségével a legfinomabb rostokká törnek össze. Az összezúzott izmokat két üveglemez között összenyomják, és kis teljesítményű mikroszkóp alatt, elsötétített látómezőben vizsgálják. Javasoljuk, hogy legkorábban a betegség 8. napján tesztelje az izmokat trichinellózisra. A trichinella lárvák az izmokban összetekeredve találhatók: citrom alakú kapszulákba zárják őket.

Fénykép. A - Trichinella lárvák az izmokban; B – Meszesedett trichinella kapszulák.

röntgen

Leggyakrabban a fluoroszkópiát használják az echinococcosis és ritkábban a cysticercosis diagnosztizálására. A cysticerciket fluoroszkópiával csak meszesedés után mutatják ki (olyan esetekben hosszú távú betegség). Az utóbbi években fluoroszkópiát is alkalmaztak az ascariasis diagnosztizálására mind a korai lárvaállapotban, mind részben a bélstádiumban.

Az orsóféreg (és kampósféreg) lárvák vándorlásának időszakában instabil, esetenként többszörös gyulladásos gócok észlelhetők a tüdőben; ugyanakkor a vérben jelentős eosinophilia jelenik meg.

Az ivarérett orsóférgek jól láthatóak az érintett egyedek beleinek fluoroszkópiáján. Ezt a módszert bonyolultsága és körülményessége ellenére kiegészítő módszerként kell alkalmazni az ascariasis diagnosztizálására negatív scatologiai elemzés esetén. E. S. Geselevich szerint a fluoroszkópiával azonosított 180 ascariasisban szenvedő beteg közül 54-nek nem találtak ascaris tojást a székletében (lásd).

7.7. Módszerek a helminth tojások és lárvák életképességének meghatározására

A féregpeték életképességét a megjelenésük, a létfontosságú festékekkel való festés, a tenyésztés határozza meg. optimális feltételeketés biológiai mintát állítunk fel.

7.7.1. Helminth peték vagy lárvák életképességének meghatározása megjelenés alapján

A helminth tojásokat először alacsony, majd nagy nagyítással mikroszkóppal vizsgálják. A deformált és elhalt helminthojásokban a héj elszakad vagy befelé hajlik, a plazma zavaros és meglazul. A szegmentált tojásokban a zúzógolyók (blastomerek) egyenlőtlen méretűek, szabálytalan alakúak, és gyakran egy pólusra tolódnak el. Néha vannak kóros peték, amelyek a külső deformitások ellenére normálisan fejlődnek. Az élő orsóférgek lárváinál a finom szemcsésség csak a test középső részén van, elpusztulva az egész testben szétterjed, nagy, fényes hialin vakuolák, úgynevezett „gyöngysorok” jelennek meg.

Az orsóférgek, ostorférgek és gombaférgek érett peték életképességének meghatározásához hívja aktív mozgások lárvák a készítmény enyhe melegítésével (37 °C-ot meg nem haladó hőmérsékletre). Az orsóféreg és ostorféreg lárváinak életképességét kényelmesebb megfigyelni a tojáshéjból való izolálásuk után, ha a készítmény fedőüvegét boncolótűvel vagy csipesszel rányomjuk.

Az invazív orsóféreg lárváknál gyakran látható a fej végén leváló hüvely, az ostorféreg lárváinál pedig, amelyek a tojásban fejezték be a kifejlődést, ezen a helyen nagy nagyítással egy szálka található. Az elhalt helminth lárvákban, függetlenül azok elhelyezkedésétől (a tojásban vagy azon kívül), a test bomlása észlelhető. Ahol belső szerkezet A lárva csomós vagy szemcsés lesz, a test pedig zavarossá és átlátszatlanná válik. Vacuolák találhatók a testben, és törések találhatók a kutikulán.

A taeniid onkoszférák (szarvasmarha, sertés galandféreg stb.) életképességét az embriók mozgása határozza meg, amikor emésztőenzimeknek vannak kitéve. A tojásokat ráhelyezzük óraüveg kutya gyomornedvével vagy mesterséges nyombéllével. Az utóbbi összetétele: pankreatin - 0,5 g, nátrium-hidrogén-karbonát - 0,09 g, desztillált víz - 5 ml. A tojásos órapoharakat 36-38 °C-os termosztátba helyezzük 4 órára. Ebben az esetben az élő embriók kiszabadulnak a membránjukból. Az élő onkoszférák héja is feloldódik a savanyított pepszinben és be lúgos oldat tripszin 6-8 óra elteltével 38 °C-os termosztátban.

Ha a teniid tojásokat 1%-os nátrium-szulfid-oldatba vagy 20%-os nátrium-hipoklorid-oldatba, vagy 1%-os klóros vízbe helyezi 36-38 °C-on, az érett és élő embriók kiszabadulnak a membránokból, és nem változás 1 nap alatt. Az éretlen és elhalt onkoszférák zsugorodnak vagy megduzzadnak és élesen megnagyobbodnak, majd 10 perc-2 óra alatt „feloldódnak”. Az élő taeniid embriók 1%-os nátrium-klorid-oldat, 0,5%-os nátrium-hidrogén-karbonát-oldat és epe keverékében is aktívan mozognak 36-38 °C-on.

A növényekről és a víztestek egyéb tárgyairól gyűjtött Adolescaria fascioli életképességét fiziológiás oldatos tárgylemezen, fűtőfokozatú mikroszkóp alatt vizsgáljuk. Amikor a trematoda lárváit felmelegítik, elkezdenek mozogni.

A törpe galandféreg tojások életképességének meghatározására a legegyszerűbb módszer N. S. Ionina: élő tojásokban az embrionális horgok medián párja vagy párhuzamos az oldalsó horgokkal, vagy az utóbbiak a mediánnal kisebb szöget zárnak be a tövénél. 45°. Az elpusztult tojásokban az oldalsó párok 45°-nál nagyobb szöget zárnak be a középpárral az alapnál, vagy a horgok véletlenszerűen szétszóródnak (páros elrendezésük elveszik); Néha az embrió összezsugorodik és szemcsék képződnek. Egy pontosabb módszer az onkoszféra mozgásának megjelenésén alapul éles hőmérsékletváltozás során: 5-10 ° C-ról 38-40 ° C-ra.

Az éretlen fonálféreg tojások életképességének meghatározását nedves kamrában (Petri-csészékben) kell vizsgálni, az orsóféreg tojásait izotóniás nátrium-klorid oldattal készített 3%-os formaldehid oldatba helyezve 24-30 °C hőmérsékleten, az ostorférgek tojásait 3% -os sósavoldat 30-35 ° C hőmérsékleten; féregtojás izotóniás nátrium-klorid oldatban 37 °C hőmérsékleten. A Petri-csészéket hetente 1-2 alkalommal kell kinyitni a jobb levegőztetés érdekében, és a szűrőpapírt újra meg kell nedvesíteni tiszta víz.

A helminth tojások fejlődésének megfigyelése hetente legalább kétszer történik. A fejlődés jeleinek 2-3 hónapon belüli hiánya életképtelenségre utal. A helmintpeték kialakulásának jelei először a zúzás szakaszai, amelyek a tojás tartalmát külön blasztomerekre osztják fel. Az első napokban legfeljebb 16 blastomer fejlődik ki, amelyek átmennek a második szakaszba - morula stb.

A kampósféreg tojásait dugóval lezárt (50 cm magas és 7 cm átmérőjű) üveghengerben tenyésztik. Egy keveréke egyenlő térfogatok steril homokot, szenet és ürüléket horgosféreg tojással, vízzel félig folyékony állagúra hígítva óvatosan a henger aljára öntjük egy üvegcső segítségével. Sötétben, 25-30 °C-on 1-2 napos ülepedés alatt a rhabditiform lárvák kikelnek a petékből, majd 5-7 nap múlva filariformává válnak: a lárvák felkúsznak a henger falán, ahol még szabad szemmel is látható.

A vízben természetesen fejlődő trematodák tojásait, például opisthorchis, diphyllobothriidae, fasciolae és mások, óraüvegre, Petri-csészére vagy más edényre helyezzük, és egy kis réteg közönséges vizet öntünk rá. A Fasciola tojások termesztésénél figyelembe kell venni, hogy sötétben gyorsabban fejlődnek, míg az élő tojásokban 22-24 °C hőmérsékleten a miracidium 9-12 nap alatt képződik. A fejlődő trematode peték mikroszkópos vizsgálatakor a miracidium mozgása jól látható. A Miracidium fasciola csak a fényben bújik elő a tojáshéjból.

Fulleborn módszer. A kampósféreg és a strongylid lárvákat agar agáron tenyésztik Petri-csészében állati szénnel. Miután 5-6 órán át termosztátban 25-30 °C-on tartották, a lárvák átkúsznak az agaron, és baktériumokat hagynak maguk után.

Harada és Mori módszer. Adjon hozzá 7 ml desztillált vizet az állványra helyezett kémcsövekbe. Fapálcikával vegyünk ki 0,5 g ürüléket, és készítsünk kenetet szűrőpapírra (15 x 150 mm) a bal széltől 5 cm-re (ezt a műveletet egy papírlapon végezzük, hogy megvédjük a laboratóriumi munkapad felületét). Ezután a kenetet tartalmazó csíkot behelyezzük a kémcsőbe úgy, hogy a kenettől mentes bal vége elérje a kémcső alját. Fedje le a felső végét egy darab celofánnal, és szorosan tekerje be egy rugalmas szalaggal. A kémcsőre fel van írva a vizsgált személy száma és vezetékneve. Ebben az állapotban a csöveket 8-10 napig tárolják 28 °C hőmérsékleten. A lárvák tanulmányozásához távolítsa el a celofán fedelet, és csipesszel távolítson el egy szűrőpapírcsíkot. Óvatosan kell eljárni, mivel kis számú fertőző lárva a szűrőpapír felső végéhez vagy a cső oldalához költözhet, és behatolhat a celofán felszíne alá.

A csöveket 15 percre 50 °C-os forró vízfürdőbe helyezzük, majd a tartalmát összerázzuk, és gyorsan egy 15 ml-es csőbe öntjük a lárvák ülepítésére. Centrifugálás után a felülúszót eltávolítjuk, az üledéket tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük, és kis nagyítás mellett mikroszkóposan megvizsgáljuk.

A filariform lárvák differenciáldiagnózisához a 3. táblázat adatait szükséges felhasználni.

3. táblázat

AZ A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, TRICHOStrONGYLUS SP.

Lárvák	Méretek	Jellegzetes jelek
A. duodenale	A test hossza körülbelül 660 µm, a hüvely hossza - 720 nm	A sapka csíkozása kevésbé kifejezett, a száj kiemelkedése kevésbé észrevehető, a test elülső vége (de nem a kupak) tompa, a bélcső átmérője kisebb, mint a nyelőcső bulbié, a farok vége tompa
N. americanus	A test hossza körülbelül 590 mikron, a hüvely hossza - 660 nm	A sapka észrevehetően csíkozott, különösen a test farkában, a száj kiemelkedése sötétnek tűnik, a test elülső vége (de nem a sapka) lekerekített, mint egy keskeny vége tyúk tojás, a bélcső elülső része átmérője megegyezik a nyelőcső bulbával, a farok vége élesen hegyes
S. stercoralis	A test hossza körülbelül 500 mikron	A lárva burok nélküli, a nyelőcső a test hosszának körülbelül a fele, a farok tompa vagy elágazó
Trichostrongylus sp.	A test hossza körülbelül 750 µm	A bél lumenje nem egyenes, hanem cikkcakk, a farok lekerekített, gomb alakú

7.7.2. Módszerek a helminth tojások és lárvák festésére

Az elhalt szövetek a legtöbb esetben gyorsabban érzékelik a festékeket, mint az élők. Ezeket a jellemzőket a helmintológiában használják a helminth tojások és lárvák életképességének meghatározására. Bizonyos esetekben azonban egyes festékeket az élő szövetek jobban érzékelnek, mint az elhaltak.

Az élő és elhalt tojások és lárvák megkülönböztetésére a következő festékeket és módszereket alkalmazzuk.

A leukobázis metilénkéket gyakran használják élő és elhalt szövetek megfestésére. Élő sejt vagy a szövet a metilénkéket színtelen leukobázissá redukálja, az elhalt szövet nem rendelkezik ezzel a képességgel, így színt kap.

A tojás állapotának kritériuma az embrió színe, de nem a héj. Ez a képesség a tojás elpusztulási körülményeihez kapcsolódik. Azokban az esetekben, amikor az elhalt tojásban lévő rostos membrán nem veszíti el félig áteresztő tulajdonságait, nem engedi át a festékeket, és ezért az elhalt embrió nem festődik. A színes embrió mindig a tojás halálát jelzi.

Az orsóférgek tojásainak színezéséhez használhat metilénkéket tejsav maró lúggal készült oldatában (0,05 g metilénkék, 0,5 g nátrium-hidroxid, 15 ml tejsav). Az élő tojások nem érzékelik a színt; be vannak festve Kék szín elhalt tojások embriói. Az orsóféreg-lárvák 1:10 000 koncentrációjú briliánskrezilkék festék bázikus oldatával történő festését a következőképpen végezzük: egy csepp orsóféregpetéket tartalmazó folyadékot és egy csepp alapfesték-oldatot viszünk egy üveglemezre. A készítményt fedőlemezzel fedjük le, amelyet a tárgylemezre szorosan nyomunk, miközben boncolótűvel finoman ütögetjük. Mikroszkóp alatt megfigyeljük a kikelő lárvák számát és festődésük mértékét; utána ugyanazt a gyógyszert 2 - 3 óra múlva újra megvizsgálják. Csak azok a deformálatlan lárvák tekinthetők élőnek, amelyek 2 órán át nem festődnek. Az elpusztult lárvák vagy nem jönnek ki a tojásból, vagy elszíneződnek, amikor a héj (részben vagy teljesen) eltörik.

A szárnyas orsóféreg tojások életképességének meghatározásakor lehetőség van a készítmények 5%-os festésére. alkoholos oldat Yoda. A készítményre alkalmazva az elpusztult Ascaridia tojások csírái 1-3 másodpercen belül megjelennek. narancssárgára vannak festve.

Az elpusztult opisthorchis petéket és a szarvasmarha galandféreg onkoszférákat toluidin kék oldattal (1:1000), az elhullott szarvasmarha galandféreg onkoszférákat pedig briliáns krezilkék oldattal (1:10000) festjük meg. Ugyanakkor mind az elhalt, mind az élő tojások embriói és héjai színt kapnak. Ezért a festés után a tojásokat és az onkoszférákat bemossák tiszta vízés ezenkívül megfestjük őket szafraninnal (10 °C-os alkoholban 1:10000 arányban hígítva). Az alkohol eltávolítja a festéket a héjakról, a szafranin pedig vörösre színezi. Ennek eredményeként az élő tojások kipirosodnak; az elhalt embriókkal rendelkező tojások kék színűek, de a héj vörös marad. A szarvasmarha galandféreg onkoszférájának elhalt embriói gyorsan, néhány percen belül élénkvörösre vagy rózsaszínre festődnek szafraninnal vagy kékre ragyogó krezilkékkel 1:4000 hígításnál, vagy indigókárminnal 1:1000-1:2000 hígításban. . Az élő embriók ezeknek a festékeknek a hatására még 2-7 óra elteltével sem változnak.

A törpe galandféreg tojások életképességének meghatározásához a következő festékek használata javasolt:

1. Brilliantcreasyl blue (1:8000) - 1 óra elteltével az elhullott tojások onkoszférája különösen élénk színűvé válik, ami élesen kiemelkedik a többi tojás halvány vagy színtelen hátteréből.

2. Szafranin (1:8000 2 órán át és 1:5000 3-5 órán keresztül).

3. Pirogallinsav 50%-os oldata 1:2 hígításban - 1 órán át 29-30 °C hőmérsékleten (minél alacsonyabb a hőmérséklet, annál hosszabb a festési folyamat).

7.7.3. Lumineszcens módszer féregpeték és lárvák tanulmányozására

A fluoreszcens mikroszkóppal lehetővé válik az élő és holt tárgyak megkülönböztetése anélkül, hogy a tojás károsítaná. Fluoreszcenciára nem használható ultraibolya sugarak, és a látható fény kék-ibolya része, hagyományos mikroszkóppal és tárgylemezekkel; Az OI-18 megvilágítóhoz speciális színszűrő készlet került.

Az orsóférgek, gombaférgek, törpe galandférgek, szarvasmarha-galandférgek, széles galandférgek és más férgek élő és elhalt petékje eltérően fluoreszkál. Ez a jelenség megfigyelhető mind a primer lumineszcencia során, színezékek használata nélkül, mind pedig fluorokrómokkal (akridinnarancs, korifoszfin, primulin, aurolin, berlerin-szulfát, tripaflavin, rivanol, akrhin stb.) történő festéskor.

Színtelen, élő, szegmentálatlan orsóféreg tojások élénkzölden, sárgás árnyalattal világítanak; az elhalt tojásokban a héj sugárzik zöld fény sokkal világosabb, mint a sötétzöld embrionális rész; A lárvával rendelkező orsóféreg tojásokban csak a héj jelenik meg, az elhalt tojásokban pedig a héj és a lárva is élénksárga.

A gombaférgek és törpe galandférgek pigmentálatlan és szegmentálatlan élő tojásai zöldessárga fényt bocsátanak ki, az elhullott tojások héja intenzíven lumineszkál a sötétzöld embrionális tömeg hátterében.

Másodlagos lumineszcenciával (1:10 000 és 1:50 000 hígítású akridinnarancssárgával 30 perctől 2 óráig tartó festés esetén) az élő és elhalt fonálférgek, trematodák és cestódák héja eltérően lumineszkál.

Az orsóférgek, toxocara, gombaférgek, törpegalandférgek, patkánygalandférgek, bikagalandférgek és galandférgek élő és elhalt tojásainak héja narancsvörös színű. Az orsóférgek, toxascaris, patkány galandférgek, széles galandférgek élő tojásainak embriói és a szarvasmarha galandférgek onkoszférái tompa sötétzölden fluoreszkálnak, ill. szürke-zöld színű. Ezeknek a helmintáknak az elhalt embrionális tojásai „égő” narancsvörös színt bocsátanak ki. Az élő pinworm és toxocara lárvák (a tojáshéjak felszabadultak) tompa szürkés-zöld fényt bocsátanak ki, elpusztulva a fej végétől „égő” világoszöldre, majd sárgára, narancssárgára és végül élénk narancssárgára változik.

Fluorokrómokkal megfestve a coryphosphylum, primulin, orsóférgek és ostorférgek elhalt petékje lila-sárgától rézvörösig világít. Az életképes tojások nem lumineszkálnak, hanem sötétzöldre vannak festve.

A trematodák (paragonimus és clonorchis) élő tojásai akridinnarancssárgával megfestve nem lumineszkálnak, de az elhullott tojások sárgászöld színt adnak.

A lumineszcencia módszerrel a helminth lárvák életképességét is meghatározhatjuk. Így az akridinnarancs oldattal (1:2000) fluorokrómozott strongilát és rhabditatus lárvák világítanak: az élők - zölden (árnyalattal), az elhaltak - élénk narancssárga fénnyel.

A héjból kilépő élő miracidiumok halvány kékes fényt bocsátanak ki, alig észrevehető világossárga csillókorollal, de 10-15 perccel a halál után élénk „égő” világoszöld, majd narancsvörös fénnyel jelennek meg.

7.7.4. Biológiai mintavételi módszer

Például az ascarida peték (sertés orsóféreg, emberi orsóféreg, Toxocara, Toxascaris stb.) életképességének meghatározásához állatonként (tengerimalac, egér) legalább 100-300 tojásra van szükség fejlett lárvákkal. Az Ascaris tojásokat izotóniás nátrium-klorid oldatban pipettázzuk egy egér vagy tengerimalac száján. 6-7 nap elteltével az állatot levágják, máját és tüdejét felnyitják, és külön-külön megvizsgálják aszkaridata lárvák jelenlétét. Ehhez a májat és a tüdőt ollóval apró darabokra vágják, és Berman vagy Supryaga módszerrel (6.1.2. szakasz) megvizsgálják.

Ha az állatokat élő invazív peték fertőzték meg, akkor a boncolás során vándorló ascarid lárvákat találnak a májban és a tüdőben.

Fertőzés esetén a laboratóriumi állatok ürülékében lévő Fasciola peték nyulaknál 2 hónap elteltével mutathatók ki, tengerimalacok- 50 nap után, egereknél - 35 - 40 nap múlva.

A gyorsabb válasz érdekében a laboratóriumi állatokat 20-30 nap múlva kinyitják, és megvizsgálják a májat fiatal fasciolusok jelenlétére.

A törpe galandféregpeték életképességének megállapításához javasolt még korábban nem fertőzött fehér egerekkel etetni, majd 92-96 óra elteltével kinyitni az állatokat, és azonosítani kell a cysticercoidokat a bélbolyhokban, illetve a bél lumenében lévő cestodákat.

Az opisthorchis tojások életképességének meghatározására egy módszer javasolt (German S.M., Baer S.A., 1984), amely a miracidium keltetőmirigy fizikai-kémiai aktiválásán és stimuláción alapul. motoros tevékenység lárvák, ami kísérleti körülmények között a tojássapka kinyitásához és a miracidium aktív felszabadulásához vezet.

Az opisthorchis tojások vízben készült szuszpenzióját előhűtjük 10–12 °C-ra (minden további műveletet 19–20 °C-os szobahőmérsékleten kell végrehajtani). 1 csepp 100-150 tojást tartalmazó szuszpenziót adunk egy centrifugacsőbe. A kémcsövet 5-10 percre állványra helyezzük. Ezalatt az összes tojásnak sikerül lesüllyednie az aljára. Ezután a felesleges vizet óvatosan kiszívjuk egy szűrőpapír csíkkal, és 2 csepp speciális táptalajt csepegtetünk a kémcsőbe. A tápközeget 0,005 M Tris-HCl pufferben készítjük; 12-13%-os etanolos oldatot és színezéket (fukszin, szafranin, eozin, metilénkék stb.) adunk a pufferhez. A kémcsövet felrázzuk, tartalmát tárgylemezre pipettázzuk, és enyhén rázva 10 percig állni hagyjuk. Ezután adjunk hozzá 2 cseppet a megadott táptalajból. A készítmény készen áll a hagyományos fénymikroszkóp alatti, 20-szoros nagyítású mikroszkópos vizsgálatra.

Ez idő alatt megnyílik az életképes lárvák fedele, és a miracidium aktívan kilép a meghatározott környezetbe. A benne lévő etanolnak köszönhetően 2-5 perc múlva immobilizálódnak, majd festékkel lefestik. Mikroszkóppal könnyen kimutathatók és megszámlálhatók.