A helminthiasis laboratóriumi diagnózisa. Módszer a patológiás szövetek kaparásával nyert tiszta Leishmania tenyészet izolálására

Egyszerű módszerek

Makroszkópos módszer. Az ürülék vizsgálatakor önállóan vagy féregtelenítés után felszabaduló bélférgeket, fejüket, szegmenseiket és a strobila töredékeit találhatja meg. Ez a módszer különösen ajánlott enterobiasis, taeniasis és taeniarynchosis azonosítására.

Az ürülék kis adagjait lapos fürdőben vagy Petri-csészében vízzel összekeverjük, és megnézzük jó világítás sötét háttér előtt, szükség esetén nagyítóval, csipesszel vagy pipettával távolítsa el a helmintákat és minden gyanús fehér képződményt. Az összegyűjtött anyagot egy másik csészébe vízzel vagy tárgylemezre helyezzük egy csepp hígított glicerinnel vagy izotóniás nátrium-klorid oldattal további vizsgálat céljából.

Az ülepítési módszerrel a vizsgált ürülék teljes részét vízzel kell összekeverni egy üveghengerben, majd óvatosan le kell engedni. felső réteg víz. Ez többször megismétlődik. Amikor a folyadék átlátszóvá válik, lecsepegtetjük, és az üledéket kis részletekben üvegfürdőben vagy Petri-csészében megvizsgáljuk, ahogy fentebb jeleztük.

A mikroszkópos módszerek a széklet vizsgálatának fő módja a helminth tojások vagy lárvák kimutatására. A különböző kutatási módszereket az alábbiakban ismertetjük. A vizsgálat megbízhatóságának növelése érdekében a tesztek naponta többször, vagy 1-3 napos időközönként megismételhetők.

Natív kenet módszer. A natív kenet a leggyakoribb és technikailag elérhető módszer székletvizsgálatok. A natív kenetben minden típusú helminták tojásait és lárváit kimutathatja. Ha azonban kicsi a tojások száma a székletben, nem mindig találhatók meg. Ezért a csak natív kenetet használó székletvizsgálat nem teljes, és dúsító módszerekkel kell kiegészíteni. A natív kenet vizsgálatának hatékonyságát jelentősen javítja, ha székletmintából készített négy tárgylemezt nézünk két tárgylemezen fedőlemez nélkül, így összesen megközelítőleg ugyanannyi széklet vizsgálható, mint a Kato-módszerrel (lásd alább).

Kis mennyiségű (gyufafejnyi) kevert ürüléket fapálcikával vékonyan megkenünk egy tárgylemez felületére csepp 50%-os glicerines oldatban. Általában két kenet készül egy tárgylemezen. A kenetet kis nagyítású mikroszkóp alatt nézzük (8. kötet, kb. 7). Kétes esetekben fedőüveggel letakarva nagy nagyítással (40-es nagyítás) vizsgálják.

Nagy natív kenet elkészítéséhez 200-300 mg (nagy borsó nagyságú) székletet őrölnek 6x9 cm-es üvegen 15-20 csepp 50%-os vizes glicerinoldatban. Nézet binokuláris sztereoszkópikus mikroszkóp alatt (4. obv., kb. 12,5 vagy ob. 2, kb. 17) áteresztő fényben, fedőszemüveg nélkül. Kétes esetekben átkapcsolhatja az objektívet nagyobb nagyításra. Az ilyen kenetekben jól láthatóak a színes nagy féregpeték, míg a törpe galandféreg átlátszó tojásai valamivel rosszabbak. Ez a módszer nem alkalmas kisméretű tojások kimutatására. Ugyanakkor a vizsgált anyag nagy mennyisége és a nagy látómező nagy mélységélességgel biztosítja a módosítás jelentős hatékonyságát a hagyományos natív kenethez képest.

A vastag kenet celofánnal (Kato-módszer) hatékonyabb, mint a natív kenet vizsgálata, de dúsítási módszerekkel is kombinálni kell. Valamennyi féregtípus tojásait kimutatják, azonban a törpe galandféreg (átlátszó peték) vagy opisthorchid (kis tojások) peték kimutatásához a laboránsnak különösen ügyelnie kell arra, hogy ne hagyja ki őket (21. ábra).

A módszer a bélféreg tojásainak kimutatásán alapul egy vastag, glicerinnel megtisztított és malachitzöldre színezett székletkenetben. A prehidrofil celofánt 20 x 40 mm méretű lemezekre vágjuk, és Kato keverékbe merítjük (6 ml 3%-os vizes malachitzöld oldat, 500 ml glicerin, 500 ml 6%-os fenolos oldat). A keverékből 3-5 ml 100 tányérra elegendő, amelyek egy nap alatt készen állnak a használatra, és ugyanabban a keverékben, jól záródó edényben szobahőmérsékleten 6 hónapig tárolhatók. A malachitzöld (a laboráns szemfáradtságának csökkentésére ajánlott) és a fenol (fertőtlenítőszer) hiányában csak 50% -os vizes glicerinoldatot használhat, a vizsgálat hatékonysága nem csökken.

Rizs. 20. Módszer vastag székletkenet készítésére celofánnal Kato szerint

100 mg ürüléket helyezünk egy üveglemezre, fedjük le a fent leírt módon kezelt celofán lemezzel, és gumidugóval nyomjuk le, hogy a széklet ne terjedjen szét a celofán alól. A mikroszkóp kis vagy nagy nagyítású mikroszkópos vizsgálatát legkésőbb 1 órával (meleg időben - 30-40 perccel) a kenet elkészítése után kell elvégezni. A gyógyszer átlátszatlanságának oka lehet vastag székletréteg, a lemez rossz feldolgozása a Kato-keverékben, vagy a gyógyszer nem megfelelő expozíciós ideje celofán alatt. A glicerinnel való hosszan tartó tisztítás és a készítmény túlzott szárítása szintén megnehezíti a tojások kimutatását.

Csavarási módszer az S.S. szerint. Shulman. A módszert a helminth lárvák, elsősorban a strongyloidok székletben történő kimutatására javasolják. Csak a frissen ürült ürüléket vizsgáljuk, amelyből 2-3 g-ot üvegedénybe töltünk, üvegrúddal körkörös mozdulatokkal 3-5-szörös mennyiségű fiziológiás oldattal keverjük, anélkül, hogy az érfalat érintené. A központban felhalmozódnak a helminták tojásai és lárvái. A keverés befejezése után a pálcika végén lévő cseppet gyorsan áthelyezzük egy tárgylemezre, fedőlemezzel letakarjuk és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

Dúsítási módszerek. A dúsítási módszerek a tojások fajsúlyának és az alkalmazott sóoldatnak a különbségén alapulnak, ami lehetővé teszi kis mennyiségben történő kimutatását. Ha a tojások fajsúlya nagyobb, mint a folyadék fajsúlya, akkor a peték üledékben koncentrálódnak, amit mikroszkóp alatt megvizsgálnak. Ezt az ülepítési módszert a trematode tojások esetében alkalmazzák. Az oldat nagyobb fajsúlya esetén a tojások a folyadék felszínére úsznak, majd a filmet megvizsgálják. Ezek flotációs (lebegő) módszerek, a kampósférgek, ostorférgek és törpegalandférgek peték kimutatására a leghatékonyabbak.

Flotációs módszerek. A Fulleborn-módszer a helmintpeték telített nátrium-klorid-oldatban való lebegtetésén alapul, amelynek nagy relatív sűrűsége (1,2), amely lehetővé teszi a tojások kis mennyiségben történő kimutatását. A módszer hatékonyabb, mint a natív kenet tanulmányozása, bár bonyolultabb. A módszer előnye az alacsony költség és a hozzáférhetőség. Javasoljuk, hogy a natív kenet és a Fulleborn módszer tanulmányozását kombinálják.

Telített oldatot készítünk úgy, hogy 400 g nátrium-kloridot feloldunk 1 liter vízben forrás közben. Az oldat relatív sűrűsége 1,18-1,22. Az oldatot zárt üvegben tárolják. Az elemzés elvégzéséhez 2-3 g ürüléket helyezünk egy 30-50 ml térfogatú edénybe, és pálcikával keverve telített nátrium-klorid-oldatot adunk hozzá majdnem a tetejéhez. Egy papírcsíkot használnak a nagy lebegő részecskék gyors eltávolítására. 45-60 perc után. Huzalhurokkal történő ülepítés után távolítsa el a felületi filmet és vigye át egy tárgylemezre csepp 50%-os vizes glicerinoldatban. A fólia hurkával történő eltávolítása helyett a tetejére önthetjük az üvegben lévő oldatot, letakarjuk egy tárgylemezzel, aminek a felületére rátapadnak a lebegő tojások. Számos előkészület van folyamatban. Ezenkívül az üledékből 2-4 készítményt megvizsgálnak, szempipettával 2 tárgylemezre gyűjtve. A felszíni film mellett az üledék vizsgálatára is szükség van, mivel ebben az oldatban a trematodák, a taeniidák és a megtermékenyítetlen orsóférgek tojásai nem úsznak le. Számos féreg tojása nem úszik azonnal a felszínre sóoldatban. Tehát, ha a törpe galandféreg tojásainak maximális száma 15-20 perc múlva jelenik meg, akkor az ascaris - 1,5-2 óra múlva, az ostorféreg - 2-3 óra múlva.

Így ennek a módszernek az előnyei közé tartozik az alacsony költség és a rendelkezésre állás, a hátránya pedig a preparátumok felületi filmen és üledéken való megtekintésének szükségessége, valamint az ülepedés időtartama.

E.V. Kalantaryan módszere is dúsító módszer, de hatékonyabb és egyszerűbb, mint a Fulleborn módszer. 1,38 relatív sűrűségű telített nátrium-nitrát oldatot használunk. Ezért a legtöbb helminták tojásai lebegnek, és a felszíni filmben találhatók, az üledék vizsgálata nem szükséges.

Telített nátrium-nitrát-oldat elkészítéséhez 1 kg nátrium-nitrát sót (nátrium-nitrát) feloldunk 1 liter vízben, és addig forraljuk, amíg teljesen fel nem oldódik, és a felületén film képződik. Szűrés nélkül töltse száraz üvegbe. Nátrium-nitrát hiányában ammónium-nitráttal (ammónium-nitrát) helyettesíthető, 1 liter vízben 1,7 kg-ot oldva. A kapott oldat relatív sűrűsége 1,3, ami a nátrium-nitrát oldathoz képest némileg csökkenti a hatékonyságot.

A módszer előnyei: a legtöbb féreg tojásai gyorsan lebegnek, és megtalálhatók a felületi filmben, így nincs szükség az üledék vizsgálatára. A módszer hátránya a nátrium-nitrát hiánya, valamint az a tény, hogy a trematoda peték és a taeniid onkoszférák nem úsznak le és maradnak az üledékben. Figyelembe kell venni, hogy ha az ürüléket hosszú ideig (több mint 1-2 órán át) oldatban tartják, egyes helminták tojásai megduzzadnak és leülepednek, eltűnnek a felületi filmből.

Ülepítési módszerek

P. P. Goryachev módszere a tojás ülepedésének elvén alapul. Ebben az esetben a kenet könnyűnek bizonyul, durva szennyeződések nélkül, ami megkönnyíti a trematodák (opistorchid stb.) kis tojásainak kimutatását. Az ópisztolytojások fajsúlya nagy, ezért nem úszik a sóoldatban.

Egy 2-3 cm átmérőjű hengerbe 70-100 ml telített nátrium-klorid oldatot öntünk. Külön-külön óvatosan keverjen el 0,5 g ürüléket 20-25 ml vízben, és egy tölcséren, két réteg gézzel óvatosan szűrje át egy hengerbe, hogy sóoldatot kapjon, elkerülve a keverést (hogy két jól elhatárolt réteg képződjön). 2-3 óra elteltével pipettával leszívjuk a fedőréteget az ürülékkel, a maradék sóoldatot 12-20 órán át állni hagyjuk, vagy centrifugáljuk. Az üledéket pipettázzuk egy tárgylemezre, fedjük le fedőlemezzel és mikroszkóp alatt vizsgáljuk.

Goryachev módszerét az opisthorchid peték kimutatására javasolták, és hatékonyabbnak bizonyult, mint a natív kenet és a Fulleborn módszer vizsgálata. Jelenleg az opisthorchiasis (clonorchiasis) diagnosztizálására a Kato és Kalantaryan módszereit ajánlják, mint meglehetősen hatékonyak és technikailag egyszerűbbek.

Krasilnyikov módszere. A tisztítószerekben lévő felületaktív anyagok hatására a helmint tojások kiszabadulnak a székletből, és az üledékben koncentrálódnak.

Készítse elő a Lotus mosópor 1%-os oldatát. Ehhez 10 g port feloldunk 1 liter csapvízben. Ha a Lotus nem elérhető, használhat másokat mosóporok, de mindegyikből annyit kell bevenni, amennyi üledékképződés nélkül feloldódik 1 liter csapvízben. 20-30 ml mosószer-oldatot öntünk egy 30-50 ml-es üvegedénybe, egy kis adag ürüléket helyezünk oda, és jól összekeverjük. A széklet és az oldat arányának körülbelül 1:20-nak kell lennie. A székletnek legalább 24 órán át az oldatban kell lennie. Ezalatt az alján 2-3 rétegű üledék képződik. Az alsó réteg durva, nehéz részecskékből áll, a középső rétegben féregpeték gyűlnek össze, a felső réteg fehéresszürke pelyhek. Ezután pipettával vegyünk ki 2-3 csepp folyadékot a középső rétegből, és vigyük át egy tárgylemezre. Egy tárgylemezre 2 készítményt készítünk, fedőlemezzel lefedjük és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

A Krasilnikov-módszer lehetővé teszi a széklettel kiválasztott férgek minden típusának tojásainak kimutatását.

Éter-formalin ülepítési módszer és kémiai ülepítési módszer magas hatásfok nagyon munkaigényesek, különösen tömeges vizsgálatok során, ezért célszerűbb az éter-ecetsav módszer alkalmazása. Lehetővé teszi az üledék kémiai reagensekkel történő további kezelését követően, hogy szinte csak helmintpetéket nyerjünk, ami megkönnyíti a kis trematode tojások azonosítását. Ez a módszer univerzálisnak bizonyult, kimutatja az összes bélféreg petéjét, bélprotozoon cisztáját, és az invázió intenzitásának számszerűsítésére is használható.

7 ml 10%-os oldatot öntünk centrifuga beosztású csövekbe ecetsavés adjunk hozzá 1 g ürüléket a 8 ml-es jelig. Az ürüléket egy pálcikával alaposan összekeverjük, amíg homogén keverék nem keletkezik, majd két réteg gézen át egy másik centrifugacsőbe szűrjük (úgy, hogy a leszűrt oldat új kémcsője ismét 8 ml-t tartalmazzon; ha kevesebb, akkor további öblítse le a tölcsért egy kötéssel 10%-os ecetsavoldattal, aki átszűrte a székletoldatot). Adjunk hozzá 2 ml étert ebbe a kémcsőbe (a 10 ml-es jelig), zárjuk le és 30 másodpercig rázzuk erőteljesen. Az elegyet 3000 fordulat/perc sebességgel centrifugáljuk 1 percig (vagy 2 percig 1500 rpm-en). A koaguláns réteget (dugó formájában a kémcső felső részében) egy pálcikával leválasztjuk a kémcső falairól, és a felülúszó folyadékkal együtt óvatosan lecsepegtetjük. A csapadékot (általában kicsi, színtelen) üveglapokra pipettázzuk, fedőlemezzel lefedjük, és mikroszkóposan megvizsgáljuk.

A protozoonokat 4 osztályra osztják:

Az encisztálás során a mikroorganizmus kerek formát kap, és védőhéjjal borítja. Ciszta formájában a protozoonok kevésbé érzékenyek a kedvezőtlen környezeti tényezőkre.

A következők lehetnek kutatás tárgyai:

Jegyzet:A diagnosztikának sok típusa létezik, megvizsgáljuk azokat a típusokat, amelyek a klinikai laboratóriumi gyakorlatban a leggyakoribbak.

Magán típusú diagnosztika

Minden konkrét esetben a laboráns feladata egy adott kórokozó felkutatása, néha a fő kórokozó mellett másokat is felfedeznek.

Ennek a mikroorganizmusnak 6 faja van, amely képes élni az emberi bélben. Klinikai jelentőséggel csak a vegetatív formában és ciszták formájában előforduló dizentériás amőba bír.

Ezenkívül immunológiai módszereket alkalmaznak:

• indirekt immunfluoreszcencia;
• indirekt agglutináció (INA);
• radiális immundiffúzió.

Jegyzet: szerológiai módszerek nem informatívak, és csak a főbb kiegészítéseként használatosak kétes esetekben.

Csillószok diagnosztikája

Az ebbe a nemzetségbe tartozó mikroorganizmusok patogén formája a balantidium. Ez egy olyan mikroba, amely balantidiasist okoz, a vastagbél fekélyes folyamatával járó betegséget. A kórokozót a natív kenetben vegetatív forma és ciszta formájában mutatják ki. A kenet anyagát (ürülék és nyálka) szigmoidoszkópos vizsgálat során veszik, és speciális táptalajra vetik.

A flagellaták diagnózisa (Leishmania, Giardia, Trypanosomes, Trichomonas)

A Leishmania, a trypanosomes, a lamblia és a trichomonas veszélyesek az emberre.

Leishmania- mikrobák, leishmaniasis okozója, vérkenetben vizsgálják, anyagok csontvelő, bőrinfiltrátumokból származó kaparék. Egyes esetekben a leishmania diagnosztizálása során tápközegen tenyésztést alkalmaznak.

Trypanoszómák- alvászavar (amerikai/afrikai trypanosomiasis vagy Chagas-kór) kórokozói.

Az afrikai változatot a kezdeti időszakban határozzák meg a perifériás vér vizsgálata során. A betegség előrehaladtával patológiás mikrobák találhatók a nyirokcsomók szúrásának anyagában, és előrehaladott stádiumban - a cerebrospinális folyadékban.

A tripanoszómák diagnosztizálásához Chagas-kór gyanúja esetén a vizsgált anyagot mikroszkóp alatt, kis nagyítással vizsgálják. Ebben az esetben a keneteket és a vastag cseppet előre megfestik.

Trichomonas(bél, orális,) az érintett nyálkahártyákról vett anyagok mikroszkópos vizsgálatával mutathatók ki.

A sporozoák azonosítása (malária plazmódium, kokcidózis kórokozója stb.)

A leggyakoribb és az emberre legveszélyesebb faj a maláriás plazmódium, amelynek 4 fő kórokozója van: a háromnapos malária, a négynapos malária, a trópusi malária és az ovale malária kórokozója.

A Plasmodium (sporogony) szexuális fejlődése az Anopheles szúnyogokban megy végbe. Aszexuális (szöveti és eritrocita skizogónia) - emberi májszövetben és eritrocitákban. Ezeket a funkciókat életciklus figyelembe kell venni a malária plazmódium diagnosztizálásánál.

Így egy frissen megbetegedett beteg vérében kimutathatók a sporogony ciklus csírasejtjei. De a maláriás rohamok csúcspontján a skizonták nagy számban jelennek meg a vérben.

Ezenkívül a maláriás láz különböző fázisaiban a plazmódium különböző formái jelennek meg:

• a hideg időszak alatt a vér megtelik merozoitákkal, egyfajta skizonttal;
• megemelt hőmérsékleten a gyűrű alakú trofozoiták felhalmozódnak az eritrocitákban;
• a hőmérséklet csökkenését az amőbaszerű trofozoiták túlsúlya jellemzi;
• normál állapot időszakában a vér a skizonták felnőtt formáit tartalmazza.

A malária kórokozójának (malária plazmódium) vizsgálatát kenetben és vastag cseppben végezzük.

Jegyzet:A kenetek és vastag vércseppek vizsgálatával a malária diagnózisa néha téves. A vérlemezkék bizonyos esetekben tévesen a malária kórokozójának tulajdoníthatók. Néha a leukociták és más sejtek fragmentumai is szimulálják a plazmódiumot.

A protozoonok tanulmányozásának alapvető módszerei

Nézzük röviden a protozoonok jelenlétének legáltalánosabb kutatási módszereit.

A protozoonok diagnosztizálása natív kenettel és Lugol-oldattal festett kenettel (székletben)

A gyógyszert ürülék emulziójából állítják elő izotóniás oldatban. Két csepp nátrium-klórt és Lugol-oldatot csepegtetünk egy tárgylemezre. A vizsgálati anyagot fapálcikával mindkét készítményhez adagoljuk, majd üveggel való letakarás után különböző mikroszkópi felbontáson nézzük meg.

A talált protozoonokat bizonyos jellemzők alapján rögzítik. A pontosság érdekében készítsen 2-3 készítményt ugyanabból az anyagból. Kétséges esetekben az elemzést 2-3 héten keresztül többször megismételjük.

A módszer képes kimutatni a vegetatív és cisztás formákat:

• lamblia;
• balantidium;
• dizentériás amőba.

A kórokozó formák mellett nem patogén protozoonokat is azonosítanak. Az egészséges hordozókban is vannak luminális és cisztás formák.

Fontos:a pontatlanságok és hibák elkerülése érdekében a kutatást ismételten el kell végezni.

A natív és festett kenet módszerrel végzett protozoonok diagnosztizálásának eredményének tartalmaznia kell a kórokozó formájának leírását (luminális, ciszta, szövet).

Kutatási követelmények:

• az elemzésre vett anyagot (folyékony széklet) a székletürítés után legkésőbb 30 perccel megvizsgálják;
• a formalizált székletet a székletürítést követő 2 órán belül diagnosztizálni kell;
• az anyag nem tartalmazhat szennyeződéseket (fertőtlenítőszerek, víz, vizelet);
• az anyaggal való munkához csak fából készült pálcikákat használjon; az üvegek nem alkalmasak a nyálka elcsúszása miatt;
• A rudakat használat után azonnal el kell égetni.

Konzerválási módszer (székletvizsgálat) a protozoonok diagnosztizálására

A vizsgálatot a protozoonok tartósítószerrel történő rögzítésével végzik. A különbség e módszer és az előző között az, hogy a tartósítószerek lehetővé teszik a gyógyszer hosszú távú megőrzését.

Felhasznált tartósítószerek:

• Talicska. Tartósítószer összetevőket tartalmaz: 0,7 ml nátrium-klorid, 5 ml formalin, 12,5 ml 96%-os alkohol, 2 g fenol és 100 ml desztillált víz. Színező összetétel: 0,01% tionin (azura) oldat.
• Safarliev megoldása. Hozzávalók: 1,65 g cink-szulfát, 10 ml formalin, 2,5 g kristályos fenol, 5 ml ecetsav, 0,2 g metilénkék, 100 ml víz. Ezt a tartósítószert olyan esetekben használják, amikor az anyagot több mint egy hónapig kell tárolni.

Az üres palackokba tartósítószert töltenek, 3:1 arányban töltik bele az anyagot, majd szükség esetén festéket adnak hozzá. Az eredményeket 2-3 gyógyszer vizsgálatával értékelik.

Formalin-éter dúsítási módszer (a protozoonok székletben való jelenlétének elemzése)

Ez a diagnosztikai módszer lehetővé teszi a protozoon ciszták elkülönítését és koncentrálását. Az elemzéshez a következő összetevőkre van szükség: formaldehid (10 ml), 0,85 g izotóniás oldat, desztillált víz, kénsav-éter, Lugol-féle megoldás.

A bioanyag és a felsorolt ​​folyadékok keverékét összekeverik és centrifugálják. A kémcső alján kapott üledéket Lugol-oldattal megfestjük, és ciszták és vegetatív formák jelenlétére vizsgáljuk.

Módszer a Leishmania (csontvelőkenet) kimutatására

A leishmaniasis diagnosztizálására a következő reagenseket használják: Nikiforov-keverék (kén-éter és etanol), foszfát puffer, Azur-eozin Romanovsky szerint.

A csontvelő-anyagot speciális előkészítés után nagyon óvatosan egy tárgylemezre helyezzük. Merítési rendszerrel ellátott mikroszkópot használnak.

A betegség akut időszakában nagyszámú leishmania található a pontban.

Jegyzet:Néha vérsejtek hasonlíthat a feldolgozott Leishmania-ra, ezért nagyon fontos, hogy a laboratóriumi technikus legyen óvatos és elegendő tapasztalattal rendelkezzen a független kutatás elvégzéséhez.

Módszer a leishmania kimutatására a bőrinfiltrátumból származó kenetben

A szükséges reagensek hasonlóak az előző elemzéshez.

A vizsgálati anyagot a meglévő tuberkulózis vagy fekélyes tartalomból nyerik. Leishmaniasis gyanúja esetén a kaparást nagyon óvatosan, szikével, vér nélkül végezzük. Ezután a készítményt üvegen készítjük el. A kapott eredmények pontosságának biztosítása érdekében több készítményt egyidejűleg vizsgálnak meg.

A betegség jelenlétében a leishmania a vizsgálati anyagban jelenlévő makrofágok, fibroblasztok és limfoid sejtek között is kimutatható.

Módszer a patológiás szövetek kaparásával nyert tiszta Leishmania tenyészet izolálására

Ezzel a protozoon diagnosztizálási módszerrel a szövetkaparékot egy speciálisba helyezik tápközeg, amelyben a Leishmania aktív szaporodása következik be.

A kaparás felvétele előtt a bőrt alaposan alkohollal kezeljük, majd bemetszést készítünk a gumóba, melynek aljáról eltávolítjuk a tartalmát és médiummal kémcsőbe helyezzük. Az anyagot többször veszik, majd különböző kémcsövekbe helyezik. Ezután a termesztés termosztátban történik 22-24 fokos hőmérsékleten. Az eredményeket mikroszkóp alatt értékelik. Ezt a módszert akkor alkalmazzák, ha a protozoák diagnosztizálásának más, olcsóbb és gyorsabb módszerei nem hatékonyak.

A videó áttekintésével megtekintheti, hogyan fejtik meg a gyakorlatban a protozoonok jelenlétére vonatkozó teszteket egy csepp vér segítségével:

Lotin Alexander, orvosi rovatvezető

Mód helmintológiai kutatások közvetlen és közvetett csoportokra oszthatók. Közvetlen módszerek: maguknak a helmintáknak, azok töredékeinek, petéknek, lárváknak a kimutatása székletben, vizeletben, nyombélváladékban, köpetben, orr- és hüvelynyálkahártyában, subungualis üregek tartalmában, biopsziás szövetdarabokban. Közvetett módszerek: azonosítás másodlagos változások, amely az emberi szervezetben a parazita létfontosságú tevékenysége, szerológiai reakciók eredményeként keletkezik, általános kutatás vér, vizelet. A széklet vizsgálatának leggyakoribb módszerei a helminth-ovoscopic és a protozooscopos. A diagnosztizálás során lehetetlen azonosítani a bélféreg minden típusának tojásait vagy lárváit emésztőrendszer személy. Így a flotációs módszer alkalmazásakor a trematoda peték és esetenként a megtermékenyítetlen orsóféreg peték (nagy fajsúlyuk miatt) nem úsznak be a felületi filmbe. Nagyon ritka, hogy a székletben féregpetéket és taeniid onkoszférákat találunk, amelyeket speciális kutatási módszerekkel mutatnak ki: a perianális redőkből való kaparást a gombaférgek és taeniidák esetében, ülepítési módszereket a trematodák esetében (opisthorchid tojások stb.). Ezért a beteg féregfertőzések célzott vizsgálatához az orvosnak a beutalóban meg kell jelölnie, hogy mely helmintákra kell összpontosítani (diagnózis), ami lehetővé teszi, hogy a laboráns kiválaszthassa a megfelelő technikát az ilyen típusú féreg azonosítására. Széklet vett különböző helyeken a legalább 50 grammos (teáskanál) székletet tiszta üvegedényben a székletürítés után legkésőbb 24 órával a laboratóriumba kell küldeni, és az átvétel napján meg kell vizsgálni. Ha szükséges a széklet tartósítása addig következő nap hideg helyre tesszük (0-4°C), vagy megtöltjük valamelyik tartósítószerrel. A vizsgálat előtt a székletet egy pálcikával összekeverjük, hogy a bélféreg tojásai egyenletesen oszlanak el benne össztömeg. Ha a készítményben bármely bélféreg tojását találják, a megtekintést nem hagyják abba, mert kettős vagy háromszoros invázió történhet. A bélféregfertőzések kezelésének hatékonyságát a bélféreg tojásainak székletének vizsgálatával 2-3 héttel vagy 2-3 hónappal a kezelés után, a kimutatott féregfertőzéstől függően ellenőrizzük. Makroszkópos módszerekkel szabad szemmel vagy kézi nagyítóval lehet kimutatni az egész érett helmintokat vagy azok töredékeit a székletben. Gyakran a székletürítés után aktívan kúszó gombócok láthatók a széklet felszínén; az orsóférgek széklettel ürülnek ki; Néha az emberek maguk is észreveszik a helminták áthaladását. Diphyllobothriasisban szenvedő betegeknél a strobili galandféreg töredékei kiválasztódhatnak ("tészta" formájában), és a taeniidekkel (sertés- vagy szarvasmarha-galandféreggel) fertőzötteknél a bélféreg szegmensei gyakran széklettel távoznak ("fehér vágások" formájában). ”) vagy aktívan kimásznak a végbélnyílásból. A taeniasis és taeniarynchosis differenciáldiagnózisának fő módszere a makroszkópos módszer (felméréssel kombinálva). A speciális makroszkópos módszerek közül a széklet szekvenciális mosásának módszerét alkalmazzák. Az ürüléket vízben összekeverik, hogy egyenletes szuszpenziót kapjanak, majd jó megvilágítás mellett külön kis adagokban fekete fényképészeti küvettákban vagy sötét háttér előtt Petri-csészékben alaposan megvizsgálják. Csipesszel vagy boncolótűvel távolítson el minden gyanús fehér részecskét, féregtöredékre gyanús nagy képződményt, és vizsgálja meg őket nagyítóval két tárgylemez között. A kis helmintákat vagy cestoda fejeket nagyító alatt, egy csepp glicerinben vagy mikroszkóp alatt vizsgálják. Ezzel a módszerrel a sertés, a szarvasmarha galandféreg és a széles galandféreg szegmenseinek diagnosztizálására a megmosott szegmenseket két pohár közé helyezzük, és nagyítóval vagy kis nagyítású mikroszkóp alatt a fényt nézve a fajt a szövet szerkezete határozza meg. a méh (érett szegmensben sertés galandféreg A központi törzsből 8-12 oldalág nyúlik ki, a szarvasmarha galandféregben 18-32, gyakrabban 28-32; a széles galandféregnél a szegmensek szélesebbek, a középső méh pedig egy "formájú" rozetta"). Ha a méh nehezen látható, akkor először egy ideig 50%-os glicerines oldatban tartható, ami után még a méh üres törzsei is jól láthatók. Amikor ezeket a cestódákat a leválasztott fejek szerkezete alapján azonosítjuk, óvatosan a nyakkal együtt egy csepp glicerinbe helyezzük a tárgylemezek közé (vagy fedőlemezzel lefedjük), és összenyomás nélkül, kis nagyítással mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

A mikroszkópos módszereket egyszerű, összetett és speciális módszerekre osztják.

Az egyszerűbbek közé tartozik a natív kenet, a Lugol-oldattal végzett natív kenet, a celofán alatti vastag kenet Kato szerint, a csavarás (Shulman szerint) és a perianális kaparás.

A komplex módszerek hatékonyabbak, és a tojás koncentrációján alapulnak a készítményekben. Ezek magukban foglalják a széklet folyékony reagensekkel történő előkezelését, amelynek eredményeként a helmint tojások kicsapódnak vagy lebegnek a folyadék felszínén.

NAK NEK összetett módszerek A dúsítási módszerek a következők:

a) flotáció (amikor a tojások fajsúlya kisebb, mint a sóoldat fajsúlya, és a tojások beleúsznak a felületi filmbe);

b) ülepedés (amikor a peték fajsúlya nagyobb, mint a sóoldatok fajsúlya, és a peték üledékbe rakódnak).

A férgek, ciszták és a protozoák vegetatív formáinak tojásainak és lárváinak kimutatására szolgáló speciális módszerek a kaparás, flotáció, ülepítés, larvoszkópia, protozooszkópia, epevizsgálat, valamint a széklet, köpet stb. keneteinek festési módszerei.

Mintavétel és tartósítás

A kutatáshoz a székletet különböző helyekről 50 g-os adagokban veszik, és tiszta üveg- vagy műanyag edényben, szoros fedéllel küldik a laboratóriumba. Friss ürüléket (legfeljebb egy napos) megvizsgálnak, és bizonyos esetekben (a strongyloidiasis vizsgálatakor) közvetlenül a székletürítés után. Számos bélféregpetéket tartalmazó széklettartósító szert javasoltak: 4-10%-os formalin oldatot, amelyet 50-60°-os hőmérsékletre kell melegíteni, hogy megakadályozzuk a kampósféreg-peték kialakulását; 0,2%-os vizes nátrium-nitrát oldat (1900 ml), Lugol-oldat (5 g jód, 10 g kálium-jodid, 250 ml víz), formalin (300 ml) és glicerin (25 ml) keveréke, amelyben a helmint tojásokat tartósítják 6-8 hónap; glicerin (5 ml), formalin (5 ml) és víz (100 ml) keveréke; 1-1,5%-os „Lotos”, „Extra”, „Barf”, „Tide” stb. tisztítószerek oldatai (a széklet és a mosószer-oldat tömegarányában 1:5); mertiolát 1:1000 (200 ml), formalin (25 ml), glicerin (5 ml), desztillált víz (250 ml) keveréke 0,6 ml Lugol-oldat hozzáadásával (1 g széklet per 10 ml keverék).

A helminthiasis diagnosztizálására makro- és mikrohelmintoszkópos módszereket alkalmaznak a széklet vizsgálatára.

Makrohelmintoszkópiás vizsgálatok

Elszámolási mód

A széklet napi adagját 5-10-szeres mennyiségű vízzel alaposan összekeverjük, magas üveghengerekbe (tégelyekbe, vödrökbe) öntjük, és addig hagyjuk, amíg a lebegő részecskék teljesen leülepednek. A felső zavaros réteget óvatosan lecsepegtetjük, és tiszta vizet öntünk a tetejére (ismételjük többször, amíg az üledék feletti víz kitisztul). A felső réteg leeresztése után töltse át az üledéket küvettába vagy Petri-csészébe, és nézze meg (sötét háttér előtt) nagyító alatt vagy szabad szemmel.

Szűrési módszer

A csökkenő átmérőjű lyukakkal ellátott szitarendszerből álló készülék felső szitájára vízzel kevert ürüléket helyezünk, a készüléket a vízellátó hálózatra csatlakoztatjuk és a vízcsap kinyitásával lemossuk, és az átfolyó a folyadékot a csatornába engedik. A nagy helminták a felső szitán maradnak, míg a kisebbek az alsókon. A szitákat megfordítjuk, és a tartalom sötét küvettákba mosása után szabad szemmel vagy nagyítóval megvizsgáljuk.

Mikrohelmintoszkópiás vizsgálatok

Peték (helminth-ovoscopos módszerek - szín. 1. ábra) vagy féreglárvák (helminth-ovoscopos módszerek) kimutatása céljából végezzük.

Helminthoovoszkópos módszerek

Kvalitatív módszerek dúsítás nélkül

Natív kenet. Kis mennyiségű ürüléket egy üveglemezen őrölnek egy csepp 50% -os glicerinoldatban vagy forralt vízben. A nagy részecskéket óvatosan eltávolítjuk, a keveréket fedőlemezzel lefedjük, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk (két kenetet vizsgálunk). Kényelmesebb és egyszerűbb hosszú keneteket készíteni két tárgylemez között. A natív kenetet csak a dúsítási módszerek mellett használják, mivel nem elég hatékony, különösen gyenge fertőzések esetén.

Vastag kenet celofánnal Kato szerint(K. Kato, 1954) nagyon hatékony módszer kutatás. A hidrofil celofándarabokat (4x2 cm) 24 órán át áztatjuk glicerin (50 ml), 6%-os fenolos oldat (500 ml) és 3%-os vizes (6 ml) zöld malachit keverékében (ez utóbbi opcionális ). RENDBEN. 100 mg ürüléket egy tárgylemezre kenünk, majd egy darab nedves celofánnal lefedve 5-ös számú gumidugóval lenyomjuk. A készítményt 30-60 perc elteltével, enyhén megszáradva és kitisztulva megvizsgáljuk. Ennek eredményeként a helmintpeték kis nagyítású mikroszkóp alatt könnyen kimutathatók.

Kvalitatív módszerek dúsítással (lebegő és ülepítési módszerek)

Az elsők különféle vegyi anyagok telített oldatainak felhasználásán alapulnak. olyan anyagok, amelyekben a tojás lebeg a fajsúly ​​különbsége miatt.

Kofoid-Barber módszer(Ch.A. Kofoid, M.A. Barber) Fulleborn által módosított (F. Fulleborn, 1920). RENDBEN. 5 g ürüléket egy magas és keskeny tégelyben (100 ml térfogat) fapálcával keverünk 100 ml telített oldatban asztali só, üt tömege 1,18 (400 g sót forralunk fel 1 liter vízben). A felszínre lebegõ nagy részecskéket gyorsan eltávolítjuk egy pálcikával vagy papírdarabbal. A keverék leülepedése után 45-90 percig. Huzalhurok segítségével (0,8-1 cm átmérőjű) távolítsa el az összes felületi filmet, és vigye át egy tárgylemezre. A kampósféreg-peték vizsgálatakor a keveréket 10-15 percig állni hagyjuk. A fóliát közvetlenül eltávolíthatja egy tárgylemezzel, fedje le az edényt úgy, hogy érintkezzen a folyadékkal (telített sóoldatot adnak az üveg széleihez). Az ülepedés után a tárgylemezt eltávolítjuk, gyorsan megfordítjuk, és a rátapadt féregpetéket tartalmazó filmet mikroszkóp alatt (takaróüveg nélkül) megvizsgáljuk. Ez a módszer alkalmas az összes fonálféreg és törpe galandféreg tojásának azonosítására. Nehéz mételytojás; A legtöbb cestoda és megtermékenyítetlen orsóféreg rosszul úszik, ezért az üledéket is megvizsgálják. Ehhez a fólia eltávolítása után az edényből gyorsan lecsepegtetjük a folyadékot, és hurokkal vagy pipettával néhány cseppet veszünk az üledékből, egy tárgylemezre visszük, egy csepp glicerint adunk hozzá a derítéshez, és egy csepp alatt megvizsgáljuk. mikroszkóp.

Módszer E. V. Kalantaryan(1938) A Fulleborn-módszer hatékonyabb módosítása. Ebben a konyhasó oldatát telített nátrium-nitrát oldat helyettesíti, sp. tömege 1,39 (forraláskor egy térfogat nátrium-nitrátot azonos térfogatú vízben oldunk), a filmet 20-30 perc múlva eltávolítjuk.

Faust (E. S. Faust, 1939), Brudastova és munkatársai módszereit is alkalmazzák. (1970) és mások.

A bélférgek tojásainak lerakására vegyszereket használnak. olyan anyagok, amelyek zsírokat és fehérjéket oldanak a székletben.

Telemann-módszer (W. Telemann, 1908), módosította Miyagawa (Y. Miyagawa, 1913). RENDBEN. 5 g ürüléket mozsárban vagy edényben őrölünk, hozzáadva 5 ml etil-étert és 50% -os sóoldatot; a keveréket drót- vagy szőrszitán keresztül kémcsőbe szűrjük és centrifugáljuk. A kémcsőben 3 réteg képződik: felül - éter oldott zsírral, alul - sósav oldott fehérjeanyagokkal, az üledékben - ürülék és helminttojás oldhatatlan részei. A felső rétegeket lecsepegtetjük, a csapadékhoz vizet adunk és centrifugáljuk. Néhány csepp üledéket egy tárgylemezre helyezünk, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. Ezzel a módszerrel minden típusú bélféreg petesejtje kimutatható, de néha deformálódnak.

Ritchie-módszer (L. S. Kitchie, 1948). A formaldehidet és az étert zsírok és fehérjék oldására használják.

Különféle tisztítószerek használhatók a helminta tojások kicsapására. Külföldön elterjedt a speciális Bell készülékekben alkalmazott szűrési módszer, amellyel nemcsak a székletet, hanem a vizeletet, vért stb.

Számos módszer létezik, amelyek ötvözik a flotáció és a tojás ülepítés elvét. Ide tartoznak S. A. Lane, D. Rivas, Gorkina és S. T. Darling módszerei. Az egyik ilyen flotációs-ülepítési módszert, valamint a szekvenciális drén módszerét N. V. Demidov (1963, 1965) javasolta a fascioliasis és a dicroceliosis kutatására.

Kvantitatív módszerek

Stoll módszer(N. R. Stoll, 1926). Egy mérőcsőbe vagy lombikba (két jelzéssel: 56 és 60 ml) decinormális nátrium-hidroxid oldatot öntünk az első jelig, ürüléket adunk hozzá, amíg a folyadék szintje el nem éri a második jelet, üvegrúddal alaposan összekeverjük és , helyezzen 10 üveggyöngyöt vagy apró kavicsot, zárja le és rázza 1 percig. Gyorsan, hogy a szuszpenzió ne ülepedjen, mért pipettával vegyünk ki 0,075 ml keveréket (0,005 g ürülék), tegyük át egy rácsos tárgylemezre, fedjük le fedőlemezzel, és számoljuk meg a bélféreg tojásait. a készítményben mikroszkóp alatt; A kapott számot 200-zal megszorozva megkapjuk az 1 g székletben lévő tojások számát. A pontosabb eredmény érdekében számolja meg a tojásokat két vagy több készítményben, és vegye az átlagot. A Stoll-módszer érzéketlen az enyhe inváziókra. Ezért ajánlatos megszámolni a tojások számát az elkészített készítményekben különféle módszerek flotáció vagy ülepedés, azonos mennyiségű ürülék és edények egyenlő hányadának állandó felhasználásával. Vastag Kato kenetet is használnak.

Hód módszer(R. S. Beaver, 1950). Egy szabványos kenetet készítünk, amelynek vastagságát elektrofotométerrel határozzuk meg, majd megszámoljuk a benne lévő összes helmint tojást.

Helmintholarvoscopos módszerek

Behrmann módszer(G. Baermann, 1917). Üvegtölcsérben fémhálóra helyezzük 5-10 g frissen kiürült ürüléket, keskeny végén kapcsos gumicsővel. Az üledék székletrészecskékkel való szennyeződésének elkerülése érdekében ajánlatos papírt helyezni (a hálóra), vagy állati szenet vagy kukoricalisztet adni a széklethez. A tölcsért megtöltjük meleg vízzel (t° 45-50°), amíg érintkezésbe nem kerül a széklettel. A termotropizmus miatt a lárvák aktívan beköltöznek meleg vízés fokozatosan felhalmozódnak a tölcsér alsó részében, a bilincs felett. 3-4 óra elteltével a bilincset kinyitjuk, a folyadékot 1-2 kémcsőbe lecsepegtetjük, 2-3 percig centrifugáljuk, a felső réteget lecsepegtetjük, majd az üledéket tárgylemezen mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

Módszer a schistoszóma miracidiumok azonosítására. A székletet sötétben, 8-10°-os hőmérsékleten mossuk, az üledéket 45 percig tartjuk. erős fényben t° 28°-on, majd öntsük egy sötét lombikba, oldalsó szívószállal. A miracídiumok egy átlátszó oldalcsőben koncentrálódnak, ahonnan kiválaszthatók.

A kampósféreg lárváinak azonosítására Fulleborn és munkatársai módszereit is alkalmazzák.

Módszerek más váladékok, valamint szövetek és szervek tanulmányozására

RENDBEN. 100 ml tesztvizeletet 30 percig állni hagyunk. egy hengerben, és a felső réteg eltávolítása után öntsön 10-15 ml üledéket egy kémcsőbe, centrifugálja 1500 fordulat / perc sebességgel 1-2 percig; az üledéket megvizsgálják. Célszerű a teljes napi vizeletmennyiséget összegyűjteni.

Az urogenitális schistosomiasis diagnosztizálása a miracidiák azonosításával történik. A friss vizelet egy részét 5 percig centrifugáljuk, az üledéket feketére festett lombikba öntjük, tetejére átlátszó üvegcsővel forrasztva. Adjunk hozzá vizet 1:5, 1:10 arányban, és helyezzük 25-30°-os termosztátba 2 órára. A tojásokból kilépő miracidiumok egy átlátszó csövön keresztül szabad szemmel láthatóak gyorsan mozgó pontok formájában. Krónikus, a schistosomiasis egyik formája esetén a betegek a vizelés vége felé vért bocsátanak ki, de a petesejt ritkán található a vizeletben, ezért ajánlott a hólyagbiopszia.

Köpet vizsgálata. A köpet tartalmazhat paragonimus petéket, schistosomákat, tominxeket, vándorló fonálférgek lárváit és echinococcus hólyag töredékeit. A kiszállított köpet teljes részét szabad szemmel vagy nagyítóval alaposan megvizsgálják, minden látható szövetmaradványt, rozsdaszínű felhalmozódást stb. kiválasztanak és megvizsgálnak; majd szkennelje át a teljes részt kenetekkel. Gennyes köpetöntsünk azonos mennyiségű 0,5%-os maró lúgos oldatot, centrifugáljuk és vizsgáljuk meg a csapadékot.

Egyes helmintiázisokban köpet figyelhető meg jellemző változások. Például paragonimiasis esetén a köpetben sárgás csomók formájában felhalmozódott tojások, valamint nagy mennyiségű nyálka, leukociták, vörösvértestek, alveoláris sejtek, Kurschmann spirálok, rugalmas rostok, Charcot-Leyden kristályok találhatók. . Jellegzetes gyémánt alakú, hegyes végű kristályok is előkerültek. Elérhetőség nagyszámú Az eozinofilek lehetővé teszik a paragonimiasis és a tuberkulózis megkülönböztetését.

A tályogok és pontok tartalmának vizsgálata. BAN BEN gennyes váladékozás tályogokban, valamint a műtét során eltávolított daganatokban, cisztákban helmintok, azok töredékei, lárvái és petékei (echinococcus, alveococcus, sparganum, cysticercus, dirofilaria, orsóféreg, toxocara, paragonimus stb.) találhatók. A kutatási technika szokásos; egyes esetekben daganatszövetből szövettani metszeteket készítenek. A gennyes tartalom Telemann módszerrel kezelhető; A tiszta folyadékot ugyanúgy vizsgáljuk, mint a nyombél tartalmát, kén-étert adunk hozzá. Az echinococcus folyadékot centrifugálják, és az üledéket megvizsgálják scolex és horgok jelenlétére; A készítményeket karbolfukszinnel festjük Ziehl-Neelsen szerint.

Vérvizsgálat. A vérben mikrofiláriák és vándorló fonálférgek lárvái találhatók. Ujjból vagy fülcimpából egy csepp vért vesznek, és frissen megvizsgálják, vagy készítményeket készítenek belőle.

Egy csepp vért helyezünk egy tárgylemezre, amelyre egy négyzet alakú vazelint alkalmazunk, és fedőlemezzel enyhén megnyomjuk. Mikroszkóp alatt mikrofiláriák láthatók a vérsejtek között mozogva. A vér két réteg cellulóz ragasztószalag közé helyezhető; a mikrofiláriák 6 órán keresztül mozgékonyak maradnak; teljesen kiszáradt készítményben mikroszkóp alatt 30 napon belül megkülönböztethetők. A Microfilariae fajokat csak festett kenetekben vagy vastag cseppekben lehet azonosítani. Az elkészített készítményeket szárítjuk, hemolizáljuk és megfestjük Romanovsky - Giemsa, Wright, Ziehl-Neelsen, Leishman, Papanicolaou szerint (lásd Wright festési módszer, Romanovsky-Giemsa módszer, Ziehl-Neelsen módszer). Miután a Romanovsky-Giemsa szerint festett vércseppben mikrofiláriákat észleltek, a készítményt Hansen hematoxilinnel is megfestik; 15-60 perc alatt. 2 percig mossuk. folyó vízben. Az átszínezett készítményt 0,2%-os sóoldatban különböztetjük meg; A mikrofilária hüvelye halványlila színű, a test maganyaga pedig sötétlila.

Enyhe fertőzés esetén 2-10 vérdarabot véralvadásgátlóval (például 5%-os oldattal) kell megvizsgálni. nátrium-citrát) az alábbi módszerek valamelyikével.

Knott módszere (J. Knott, 1939), amelyet Markell és Voge módosított (E.K. Markell, M. Voge, 1965). 2 ml vért egy centrifugacsőben összekeverünk 10 rész 1%-os ecetsavval, és 2 percig centrifugáljuk. 1500 ford./percnél; felszíni réteg lecsepegtetve az üledéket több tárgylemezen szétosztják és mikroszkóp alatt megvizsgálják. A készítményeket Romanovsky-Giemsa-val vagy más módszerekkel lehet festeni.

Bell szűrési módszer (D. R. Bell, 1967). Egy téglalap alakú lyukkal ellátott rozsdamentes acél tölcsérből és azonos alakú, 19 x 42 mm méretű, 0,8-5 μm pórusméretű membránszűrőkből álló készülékben, amely 1 ml tipol mosószer és 9 nm keverékében hemolizált vért tartalmaz ml fiziol oldatot (a szűrés felgyorsítása érdekében a készüléket vákuumszivattyúhoz csatlakoztatjuk). A szűrőt forrásban lévő desztillált vízben rögzítjük, és Romanovsky-Giemsa vagy Ehrlich forró hematoxilinnel megfestjük. A színes szűrőt exszikkátorban vagy izopropil-alkoholban szárítják (3 csészében egymás után), immerziós olajjal áttisztítják az üvegen, és fedőlemez alatt megvizsgálják. A színes készítmények több hétig is eltartanak. A Bell módszer a leghatékonyabb a vérben lévő mikrofiláriák mennyiségi rögzítésére.

A Goldsmid polividon módszert is alkalmazzák.

Bőrvizsgálat. A bőrben az onchocerci mikrofiláriák és az állati féreg lárvái találhatók, amelyek bőrforma lárva migrans(cm.). A bőrmetszeteket vagy a karifikációval nyert anyagot a combból, a vádliból, a fenékből vagy a deltoid izomzatból veszik. Az epidermisz egy kúp alakú darabját entomológiai tűvel felemeljük, és borotvával levágva üvegen megvizsgáljuk egy csepp fiziol oldatban. Nál nél negatív eredmény a friss készítményt 10 perc elteltével újra megvizsgálják; A lárvák általában a készítmény szélein lokalizálódnak. A kapott anyagot 2 ml fiziol oldatban 1-2 órán át eltarthatjuk. és vizsgálja meg az üledéket. A pácienstől 5 bőrmetszetet javasolt elvenni.

A metszetek erős összenyomása után felszabaduló vérből és szövetfolyadékból is készíthetők készítmények. A cseppeket Mayer, Romanovsky-Giemsa vagy Delafield hematoxilin szerint festjük.

Szabványos módszer a fertőzések számszerűsítésére. Biopsziás bőrfelület átm. 3-5 mm-es és legalább 1-4 mg tömegű, lemérjük, apró darabokra vágjuk és mikroszkóp alatt fiziolban megszámoljuk a lárvákat. oldat egy tárgylemezen; A látómezőben lévő 1-4 lárvát +, 5-9 lárvát ++, 10-19 lárvát +++ jel, 20 vagy annál többet + + + + jellel. Kényelmesebb mennyiségi számításokat végezni a színes készítményeken.

Trichinosis, cysticercosis és schistosomiasis vizsgálata

Trichinella lárvák kimutatása

Tömörítési módszer. Egy darab kétfejű ill lábikra izom(az ín közelében), aszepszissel sebészi úton vett, szétválasztott vékony szálakra osztják szétbontó tűkkel, és két üveglap közé szorítják egy csepp glicerinben, hogy a készítmény vékony és átlátszó legyen. Sötét látómezővel rendelkező mikroszkóp alatt jól láthatóak a Trichinella lárvák. Hatékony több izomdarab vizsgálata az állatgyógyászatban használt kompresszorokban. gyakorlat, különösen speciális trichinelloszkópokban.

Bechman emésztési módszere(G. W. Bachman, 1928). 1, és a zúzott izmokat 60 ml mesterséges gyomornedvvel (0,5 g pepszin; 0,7 ml tömény sósav; 100 ml víz) öntjük, és 18 órán át állni hagyjuk. termosztátban t° 37°-on; a felső folyadékréteget lecsepegtetjük, meleg vizet (t° 37-45°) adunk az üledékhez, és Behrmann-készülékbe öntjük. Egy óra elteltével a folyadékot kémcsőbe engedjük le, centrifugáljuk és megvizsgáljuk az üledéket. Ha a lárvákat meszes kapszulákba zárják, először sósav-, nitrogén- vagy kénsavoldatban vízkőtelenítik őket.

Bioassay. A vizsgált izmok darabjait fehér egerekkel vagy patkányokkal etetjük. 2-3 nap elteltével az ivarérett Trichinella a nyombél tartalmában, 2-3 hét múlva pedig a rekeszizom és a nyelv izmaiban találhatók lárvák.

Szövettani metszetek. Az izomdarabokat Bouin-, Zenker- vagy más folyadékban rögzítik; a szokásos módon A metszeteket mikrotomon készítjük, és Delafield-féle hematoxilinnel megfestjük.

A cysticerci kimutatása

Szabad szemmel megvizsgálunk egy darabot kivágott izomból, kötőszövetből stb., a cysticercust gondosan izoláljuk - 1-2 cm méretű, fehéres, áttetsző hólyagot, amelyet két üveglemez között egy csepp glicerinben összezúzunk, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. . A szövetekből izolált cysticerci életképességének meghatározásához 50% -os epeoldatban tartják őket fiziol számára. oldat termosztátban t° 37°-on; 10-60 perc alatt. az életképes cysticercus feje kifelé fordul. Az elmeszesedett cysticerciket előzetesen 4%-os salétromsavoldattal egy órán keresztül vízkőtelenítjük.

A schistoszóma tojások kimutatása

A hron, a schistosomiasis formáiban, amikor a granulómák kialakulása megakadályozza a peték felszabadulását a szövetekből a bél lumenébe vagy a húgyutakba, a végbél nyálkahártyájának biopsziáját alkalmazzák, amelyet speciális kanállal végzünk rektoszkóp segítségével. látható elváltozással rendelkező terület kiválasztása. A biopsziás darabot két üveglemez között összetörjük, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. Ha az eredmény negatív, akkor a darabokat 4%-os maró lúg oldatban derítik, és hisztolt készítenek belőlük. szeleteket. A jejunális nyálkahártyáról szájon át biopsziát végzünk, és a kapott anyagot kompressziós módszerrel megvizsgáljuk, vagy hisztol metszeteket készítünk belőle. A genitourináris schistosomiasis bizonyos esetekben a diagnózis csak endovesicalis biopszia alapján állítható fel. A schistosomiasis hepatolienális formájában a máj szúrásos biopsziáját végzik; A kapott anyagból hisztolt és metszeteket készítünk, és fluoreszcens mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. A sötét mezővel ellátott fluoreszcens mikroszkóp a májszövet schistoszóma tojások vizsgálatára is szolgál. Ha a női nemi szerveket schistoszómák érintik, a váladékot hüvelyi tükörrel gyűjtik össze, vagy éles kanállal veszik a méhnyak nyálkahártyájának darabjait; a keletkezett anyagot mikroszkóp alatt vizsgáljuk üvegen egy csepp fiziol oldatban.

Enterobiasis és taeniasis vizsgálata

Perianális kaparás (ajánlott este, 1-1,5 órával a beteg lefekvés után, vagy reggel, tisztálkodás előtt). Gyufával ferdén vágva egy csepp folyadékba (fiziol, oldat, forralt víz vagy 2%-os szódabikarbóna oldat) megnedvesítve, tárgylemezre kenve, óvatosan megcsinálom? kaparás a végbélnyílás nyálkahártyájáról és a körülötte lévő redőkről (középről kifelé). A gyufa végén összegyűlt nyálkát egy fedőpohár szélével egy üveglemezen lévő folyadékcseppbe kaparjuk, és ugyanazzal a fedőüveggel lefedve megvizsgáljuk. A tömeges vizsgálatok során a gyermek- vagy más intézményben történő kaparásnál a felhasznált gyufát egy csepp folyadékba helyezzük tárgylemezre, majd a csepp megszáradása után egy másik tárgylemezzel lefedve, becsomagolva a laboratóriumba szállítjuk. papírt és rugalmas szalaggal rögzítjük. A végbélnyálka vizsgálatához speciális eszközt használnak - Shakhmatov vagy Ziemann csövet, amellyel nyálkát vesznek ki a végbélből, és mikroszkóp alatt vizsgálják a keneteket.

Vatta törlőkendő módszer. A betegek egy kémcsövet kapnak, üvegen vagy fapálcán vattacsomóval, hogy vigyék haza; reggel a beteg megnedvesített törlőkendővel törölje le a perianális redőket forralt víz, és kis mennyiségű vízzel kémcsőbe helyezzük. A laboratóriumban a tamponokat ugyanabban a kémcsőben új adag vízzel leöblítik, majd centrifugálás után megvizsgálják az üledéket.

Hall-féle celofán módszer (M. S. Hall, 1937). Egy négyzet alakú celofándarabot rugalmas szalaggal rögzítenek egy üvegrúdra. A kaparást száraz celofánnal végezzük és kémcsőbe helyezzük. A laboratóriumban a celofánt kissé elmozdítják a pálcikáról, és miután ollóval levágják a hegyét, egy tárgylemezen kiegyenesítik; decinormális nátrium-hidroxid oldattal megnedvesítve, fedőlemezzel letakarva mikroszkóp alatt megvizsgálva.

Graham cellulóz szalagos módszere (S. F. Graham, 1941). Egy cellulóz szalag csíkot a tapadó oldalával az alany perianális redőihez nyomunk, majd ugyanazzal az oldalával egy tárgylemezre, és fedőüveg nélkül vizsgáljuk meg; Hozzáadhat egy csepp toluolt. V. V. Kaledin (1972) erre a célra mosott röntgenfilmből kivágott és glicerinnel megnedvesített celluloid korongok használatát javasolta; a korongokat egy csepp szilikát ragasztóban üveglemezen vizsgáljuk. A cellulózszalagos módszerrel a gyermekek fehérneműi is vizsgálhatók.

Subunguális kaparás. A köröm széleit, a körömágyat és a köröm alatti részeket 0,5-1%-os maró lúgoldattal megnedvesítjük, majd nedves vattakoronggal letöröljük. A tamponokat ugyanazt az oldatot tartalmazó centrifugacsövekbe helyezzük, centrifugáljuk, és megvizsgáljuk az üledéket.

A tárgyak tanulmányozásának módszerei környezet bélféreg tojásaira és lárváira (egészségügyi és helmintológiai vizsgálatok)

Kutatásokat végeznek a tárgyak tojásokkal és férgek lárváival való szennyezettségének meghatározására külső környezet. A kapott adatokat a méltóság értékelésére használják fel. az intézmények és vállalkozások állapota, valamint a helminthiasis leküzdésére hozott intézkedések hatékonysága.

A különböző környezeti objektumok férgek tojásaival és lárváival való szennyezettségének tanulmányozásakor, valamint a helmintfertőzések epidemiológiájában betöltött szerepük felmérése során nem csak a talált peték számát, hanem életképességét és invazivitását is fontos megállapítani, amelyeket meghatároznak. : a) megjelenés alapján, mikroszkóp alatt; b) festés különböző színezékekkel, beleértve a lumineszcenseket is; az élő tojásokat és lárvákat általában nem festik; c) optimális körülmények között történő termesztés az invazív stádiumig; d) laboratóriumi állatok fertőzése (bioassay).

Víz- és csatornatanulmányok. Egy vizsgálathoz használjon 10-25 liter vizet (folyók, tengerek, tavak, úszómedencék, vízellátás) és 1-2-5 liter szennyvizet.

3. módszer. G. Vasilkova (1941). A vizet vagy a szennyvizet membrán ultraszűrőn keresztül szűrik egy Goldmann-készülékben, amely üveg- vagy fémtölcsérből áll, és szűrőkkel egy gyűrűs fúvókán keresztül egy Bunsen-lombikhoz csatlakozik. A szűrési folyamat felgyorsítása érdekében vákuumszivattyút csatlakoztatunk a készülékhez. Szűrés után a membránszűrőket mikroszkóp alatt megvizsgáljuk, 50%-os glicerinoldattal tisztítjuk; a felgyülemlett üledéket le kell tisztítani és kenet formájában külön megvizsgálni. Más kivitelű szűrőberendezéseket is használnak.

G. Sh. Gudzhabidze és G. A. Yudin (1963) módszere a csatornafolyadék tanulmányozására. 1 liter folyadékot 2 órán át hagyunk egy Lisenko hengerben; a keletkező üledéket (5-9 ml) a talajvizsgálathoz hasonlóan dolgozzuk fel (lásd alább).

Módszer N. A. Romanenko (1967). 1200-1500 ml űrtartalmú üveghengerbe helyezett 1 liter hulladékfolyadékhoz adjunk 0,4-0,6 g alumínium-szulfátot vagy vas-kloridot (koaguláció céljából, a lebegő részecskék ülepedési folyamatának felgyorsítása érdekében), majd 40 percek. az elegyet 3 percig centrifugáljuk. 1000 ford./percnél; a felső réteget lecsepegtetjük, és a pelyhek feloldásához adjunk hozzá 1-2 ml 3%-os sósavoldatot, majd 150 ml telített nátrium-nitrát-oldatot. Az üledéket úgy vizsgálják, mint a talajt.

Talajkutatás

A helminthiasis gócainak azonosítása és a javításukra irányuló munka hatékonyságának felmérése érdekében meghatározzák a talaj fertőzöttségét bélféreg tojással.

3. módszer. G. Vasilkova és V. A. Gefter (1948). Rozsdamentes acélból vagy sárgarézből készült kémcsövekben (100 ml térfogatú) 12,5 g talajt keverünk össze 20 ml 5%-os maró lúg oldattal, 10 üveggyöngy vagy apró kavics hozzáadásával. A csöveket gumidugóval lezárjuk, és 20 percig rázzuk. rázókészülékben vagy manuálisan. A dugók eltávolítása után a csöveket 3-5 percig centrifugáljuk, a felületi folyadékot lecsepegtetjük, az üledékhez 60-80 ml telített nátrium-nitrát oldatot adunk, majd alapos keverés után 3-5 percig ismét centrifugáljuk. Ezt a lebegő tojásokkal ellátott felületi filmet úgy távolítjuk el, hogy a keverék felületét egy összetett hurokkal érintjük meg (5-6 hurok, amelyek egy közös rúdon vannak összekötve), és áthelyezzük egy pohár vízbe; keverjük össze ugyanazzal az oldattal, centrifugáljuk; Az egész eljárást legalább 3 alkalommal meg kell ismételni. A csésze tartalmát, amelybe a filmet átvisszük, vízzel hígítjuk, és membránszűrőkön szűrjük, amelyeket mikroszkóp alatt egy csepp glicerinben vizsgálunk.

3. módszer. G. Vasilkova és V. A. Gefter, A. A. Namitokov (1961) által módosított változata abban különbözik a fő módszertől, hogy a filmkészítmények vizsgálata helyett a kémcső tartalmának felét használják (minden alkalommal egy új adag hozzáadásával). telített nátrium-nitrát oldattal), szűrjük és vizsgáljuk meg a szűrőket.

N. A. Romanenko (1968) azt javasolja, hogy vizsgálják meg a talajmintákat és a szennyvíziszap féregpetéket a G. Sh. Gudzhabidze által javasolt készülékkel. 50 g talajt alaposan összekeverünk 1 percig. 150 ml vízben centrifugacsövekben (250 ml űrtartalom), speciális, villanymotorral hajtott pengékkel. Az elegyet 3 percig centrifugáljuk. 1000 ford./perc sebességgel ürítsük le a vizet és adjunk hozzá 150 ml telített nátrium-nitrát oldatot, keverjük össze, és ismét centrifugáljuk 3 percig. A mintákat tartalmazó kémcsöveket állványra helyezzük, nátrium-nitrát oldatot adunk hozzá, amíg domború meniszkusz nem keletkezik, letakarjuk tárgylemezekkel (10 x 6 cm) és 10-15 percig állni hagyjuk, majd a poharakat eltávolítjuk és megvizsgáljuk; az eljárást legalább 4-szer megismételjük.

Helminth lárvák kutatása Behrmann (1917) módszerével. Háromlábú állványra szerelt üvegtölcsér széles részére elhelyezett fémhálóra (1-2 mm átmérőjű lyukakkal ellátott) gézdarabba 200-400 g földet helyezünk. A tölcsér keskeny végére egy bilinccsel ellátott gumicsövet feszítenek. A tölcsért meleg (t° 50°-os) vízzel töltik fel úgy, hogy a háló alsó része a talajjal érintkezzen a vízzel. A termotropizmus miatt a lárvák aktívan bekúsznak a meleg vízbe, és leülepedve felhalmozódnak a gumicső alsó részében a bilincs felett. 3-4 óra elteltével a tölcsérből 50 ml-t kémcsőbe engedünk, centrifugáljuk és megvizsgáljuk az üledéket.

Zöldségek, gyümölcsök és bogyók kutatása

Főleg a nélkül fogyasztott zöldségeket, bogyókat és gyümölcsöket vizsgálják hőkezelés. 3. módszer. G. Vasilkova (1948). 5-10 szelet zöldséget vagy gyümölcsöt (kb. 0,5 kg) vagy 100-200 g zöldet (saláta, zöldhagyma) széles nyakú, őrölt dugós üvegedényekben több órán át vízzel felöntünk, és 10-20 percig rázogatjuk. . rázókészülékben vagy manuálisan. A vizet leeresztik, a vizsgált tárgyakat leöblítik tiszta vízés az összes öblítővizet Goldmann készülékben szűrjük; A szűrőket glicerinnel történő tisztítással vizsgáljuk. A szűrőket 25%-os glicerines Lugol-oldattal színezheti; ilyenkor a helmintpeték megfestődnek barna színés könnyen felismerhetők a keményítőszemek között, színezve Kék szín. A nagy hordalékot talajként kezelik.

Háztartási tárgyakból és kézből származó kimosódások vizsgálata. 2%-os szódabikarbóna-oldattal átitatott ragasztókefét (vagy nejlonszövetbe tekert vattapamacsot) többször áthúzunk a vizsgált tárgyon vagy kezeken, majd kémcsőbe öntött ugyanabban az oldatban leöblítjük. A laboratóriumban a keféket és tamponokat tiszta vízzel leöblítik; Az összes mosóvizet centrifugáljuk, és az üledéket megvizsgáljuk.

V. A. Gefter módszer (1960). Hatékonyabb a puha berendezésekről egy tölcsérhez csatlakoztatott porszívóval gyűjteni a port, a szélek 2 levehető részből állnak: az alsó rész felületére membránszűrő kerül, fém vagy műanyag hálóval letakarva, megerősítve felhelyezésével felső rész tölcsérek. Az összeszerelt tölcsér gumicsővel csatlakozik a porszívó tömlőhöz. A port 3 percig gyűjtik az objektumról, majd a szűrőt eltávolítják és egy újra cserélik. A laboratóriumban a szűrőket mikroszkóp alatt vizsgálják, glicerinnel tisztítják. Ha nagy a porréteg a szűrőn, akkor lekaparják, és elkenődés formájában nézik, vagy szennyeződésként kezelik.

Immunológiai diagnosztikai módszerek

Az immunol használatának lehetősége. A helminthiasis diagnosztizálásának módszerei a helminták azon képességének köszönhetők, hogy aktív antigéneket termelnek, amelyek befolyásolják a gazdaszervezet immunkompetens sejtjeit, és serkentik az antitestek termelését. A leghatékonyabb immundiagnosztikai módszerek az intestinalis helminthiasis, amikor a bélféreg antigén hatású váladéka és ürüléke közvetlenül a gazdaszervezet vérébe kerül. Az immunol-reakciókat ascariasis, trichinosis, filariasis, schistosomiasis, echinococcosis és alveococcosis, cysticercosis, paragonimiasis, larva migrans tünetegyüttes (toxocariasis, angiostrongylosis) stb. diagnosztizálására használják. , fluores cing antitests ) és intradermális allergiatesztek. Az antigéneket lárvákból és érett bélférgekből állítják elő frissen fagyasztott vagy liofilizált szövetek homogenizátumainak sókivonataiból, valamint különféle biológiailag aktív folyadékokból (echinococcus-hólyagokból származó folyadék, orsóférgek hasi folyadéka stb.). Tekintettel arra, hogy a helminták nagyon összetett antigénszerkezettel rendelkeznek, és antigén mozaikjuk olyan komponenseket és egyedi determinánsokat tartalmaz, amelyek keresztreakcióba lépnek más típusú féregekkel, baktériumokkal és gazdaantigénekkel, módszereket fejlesztenek ki a nem specifikus komponensektől való megtisztításukra. Frakcionálást végzünk különböző módszerek: gélszűrés Sephadex oszlopon, ioncserélő kromatográfia DEAE-Sephadexen, savakkal végzett kezelés stb. A frakcionált antigének általában nagyobb specificitásúak, mint a teljes kivonatok, de aktivitásuk megközelítőleg azonos. Az immundiagnosztikai módszerek mindent megtalálnak nagyobb alkalmazás. A reakciókat nemcsak a betegek legteljesebb és korai azonosítására használják, hanem a gócok tanulmányozására és a helminthiasis epidemiológiájának tanulmányozására is.

Szerológiai reakciók. Az élő lárvákon végzett mikroprecipitációs reakciót fonálférgek – az ascariasis, a horogféreg-betegség és a trichinosis preimaginális fázisa – diagnosztizálására használják. A reakció a fertőzés után 5-10 nappal válik pozitívvá (ascariasis, kampósféreg-betegség), és 90-100 napig fennáll. Az antigén élő fonálféreg lárvák, amelyeket kísérletileg fertőzött laboratóriumi állatok szöveteiből izoláltak. Az izolált lárvákat alaposan lemossuk a gazdafehérjékről steril fiziológiás oldattal, oldattal és desztillált vízzel, egyenként 10-15 kópiával. Pasteur pipettával helyezzük egy lyukkal ellátott steril üveglemezre. Cseppentsünk 2-3 csepp tesztszérumot, fedjük le steril fedőüveggel, helyezzük nedves kamrába (nedvesített szűrőpapírral bélelt Petri-csészébe), és hagyjuk állni 24-48 órán keresztül. termosztátban t° 37°-on. Ha a reakció pozitív, kis nagyítású mikroszkóp alatt a száj körül látható és anális lyukak A lárvák szürkésfehér, enyhén opálos gömb- vagy cikkcakk alakú csapadéktömegek. A reakció hatékonysága eléri a 85-95%-ot.

A gyűrűs precipitációs reakciót V. P. Pashuk (1957) fejlesztette ki a trichinosis diagnosztizálására. A reakció 2-3 hetes betegség után válik pozitívvá. Hatékonysága eléri a 80-90%-ot. Az antigén a fertőzött állatok izomzatából izolált, 35°-on szárított lárvák porkivonata. Kémcsövekben átm. 0,5 cm-re öntsön 0,1 ml-t az antigén minden hígításából, és óvatosan rétegezzen rá (vagy engedje le az aljára) azonos mennyiségű tesztszérumot, hogy a folyadékok ne keveredjenek össze. A kémcsöveket 30 percig tartjuk. termosztátban t° 37°-on, majd 30-60 percig. szobahőmérsékleten. Pozitív reakció esetén az antigén és a szérum határfelületén fehéres, finom gyűrű jelenik meg, amely felrázva könnyen szétesik.

Az Ouchterlony (O. Ouchterlony, 1949) szerinti kicsapási reakciót gélben A. I. Gusev és V. S. Tsvetkov mikromódosításával I. A. Ginovker, E. A. Zabozlaeva, A. V. Doronin (1970) javasolta az opisthorchiasis korai fázisainak diagnosztizálására. Hatékonysága előzetes adatok szerint 87%. Az antigén a macskák májából izolált frissen fagyasztott, ivarérett opisthorchis homogenizátumának kivonata.

Kidolgozták az indirekt hemagglutináció (lásd) reakcióját diagnosztikummal - formalinizált és tanizált birka eritrociták szuszpenziójával, echinococcus folyadékkal érzékenyítve.

L. N. Stepankovskaya (1972) az echinococcosis és az alveococcosis diagnosztizálására.

L. M. Konovalova (1973) javasolta az agyi cysticercosis diagnosztizálására a formalinizált birka eritrocitákból származó diagnosztikát tartalmazó RNGA-t, amelyet sertés galandféreg friss, fagyasztott cysticerci homogenizátumának kivonatával szenzitizáltak; az esetek 85%-ában hatásos.

Az ascaris diagnosticum RNGA-t javasolják az ascariasis preimaginális fázisának diagnosztizálására.

A komplementkötési reakciót (lásd) a szokásos módszer szerint hajtjuk végre, és a trichinosis és a cysticercosis diagnosztizálására használják.

Lumineszcens antitest módszer (indirekt módszer). Ezt a módszert a sertésgalandféreg cysticerci zsírtalanított száraz homogenizátumával, mint antigénnel, üveglemezre rögzítették, a JI fejlesztette ki. M. Konovalova (1973) a humán cysticercosis diagnosztizálására. Ugyanezt a reakciót a hisztollal, a Trichinella lárvák metszeteivel mint antigénnel fejlesztették ki a trichinosis diagnosztizálására.

E. S. Leikina, V. A. Gefter.

Amikor különböző környezeti tárgyakon (talaj, víz, zöldség stb.) féregpetéket észlelünk, mindig meg kell határozni azok életképességét megjelenéssel, létfontosságú festékekkel való festéssel, optimális körülmények között történő termesztéssel és biológiai vizsgálattal, pl.

Laboratóriumi állatok takarmányozása.

Helminth peték vagy lárvák életképességének meghatározása megjelenés alapján. A helminth tojásokat először alacsony, majd nagy nagyítással mikroszkóppal vizsgálják. A deformált és elhalt helminthojásokban a héj elszakad vagy befelé hajlik, a plazma zavaros és meglazul. A szegmentált tojásokban a zúzógolyók (blastomerek) egyenlőtlen méretűek, szabálytalan alakúak, és gyakran egy pólusra tolódnak el. Néha vannak kóros peték, amelyek a külső deformitások ellenére normálisan fejlődnek. Az élő orsóféreg lárváknál a finom szemcsésség csak a test középső részén van jelen, elpusztulva a szemcsésség szétterjed az egész testben, és nagy, fényes hialin vakuolák jelennek meg - az úgynevezett gyöngysorok.

A kerekférgek, ostorférgek, tűférgek érett tojásainak életképességének meghatározásához a lárvák aktív mozgását a gyógyszer enyhe melegítésével kell előidézni (37 ° C-ot meg nem haladó hőmérsékletre). Az orsóféreg és ostorféreg lárváinak életképességét kényelmesebb megfigyelni a tojáshéjból való izolálásuk után, ha a készítmény fedőüvegét boncolótűvel vagy csipesszel rányomjuk.

Az invazív orsóféreg lárváknál gyakran látható a fej végén leváló hüvely, az ostorféreg lárváinál pedig, amelyek a tojásban fejezték be a kifejlődést, ezen a helyen nagy nagyítással egy szálka található. Az elhalt helminth lárvákban, függetlenül azok elhelyezkedésétől (a tojásban vagy azon kívül), a test bomlása észlelhető. Ahol belső szerkezet A lárva csomós vagy szemcsés lesz, a test pedig zavarossá és átlátszatlanná válik. Vacuolák találhatók a testben, és törések találhatók a kutikulán.

A taeniid onkoszférák (szarvasmarha, sertés galandféreg stb.) életképességét az embriók mozgása határozza meg, amikor azok érintkeznek velük. emésztőenzimek. A tojásokat óraüvegre helyezzük a kutya gyomornedvével vagy mesterséges nyombéllevével. Ez utóbbi összetétele: pankreatin 0,5 g, nátrium-hidrogén-karbonát 0,09 g, desztillált víz 5 ml. A tojásos órapoharakat 36-38 °C-os termosztátba helyezzük 4 órára, miközben az élő embriókat kiszabadítjuk a héjukból. Az élő onkoszférák héja is feloldódik a savanyított pepszinben és be lúgos oldat tripszin 6-8 óra elteltével termosztátban 38 °C-on.

Ha a taeniid tojásokat 1%-os nátrium-szulfid-oldatba, 20%-os nátrium-hipoklorid-oldatba vagy 1%-os klór-víz-oldatba helyezi 36-38 °C-on, az érett és élő embriók kiszabadulnak a membránokból, és nem változik 1 napon belül. Az éretlen és elhalt onkoszférák zsugorodnak vagy megduzzadnak és erősen megnövekednek, majd 10 perc - 2 óra alatt „feloldódnak” Az élő taeniid embriók 1%-os nátrium-klorid-oldat, 0,5%-os nátrium-hidrogén-karbonát-oldat és epe keverékében is aktívan mozognak 36-38 °C-on. °C.

Az echinococcusok scolex életképességét alacsony melegítéssel határozzuk meg. Ehhez a vízben megmosott scolex vagy fiasítás kapszulát egy lyukas tárgylemezre vízcseppbe helyezzük, fedőlemezzel lefedjük, és 38-39 °C-os fűtőfokozatú mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. Ha nincs fűtőasztal, a gyógyszert bármilyen hőforrással melegítik. Ugyanakkor az életképes scolex aktívan mozog, összehúzza vagy ellazítja a szívócsontokat, meghosszabbítja és lerövidíti a mellkast. Ha a scolex-et 0,5-1%-ra helyezi vizes oldat filicilént szobahőmérsékleten, akkor minden életképes scolex gyorsan eltűnik és meghal. Az életképtelen scolexeket nem szüntetik meg.

A növényekről és a víztestek egyéb tárgyairól gyűjtött Adolescaria fascioli életképességét fiziológiás oldatos tárgylemezen, fűtőfokozatú mikroszkóp alatt vizsgáljuk. Amikor a trematoda lárváit felmelegítik, elkezdenek mozogni.

A törpe galandféreg peték életképességét az embrión lévő horgok elhelyezkedése határozza meg.

A törpe galandféreg élő tojásaiban a protoplazma lomha ingaszerű mozgása, valamint az oldalsó horogpár hegyes végeinek szinte észrevehetetlen széthúzása, oldalra mozdulása következik be a középső pártól.

Az embrió protoplazmájának összehúzódása és az embrionális horgok elősegítik, hogy az embrió először az onkoszféra membránjaiból, majd a tojás külső héjából szabaduljon fel.

Élő tojásban a középső horogpár és az oldalsó horogpárok párhuzamosan helyezkednek el, egyes tojásoknál az oldalsó párok pengéi közel vannak egymáshoz, és 45°-nál kisebb szöget zárnak be a középső horogpárhoz képest.

A haldokló embrió görcsösen összehúzódik, és lomhán távolítja el a horgokat. Elhalt embrióban a horgok mozgása leáll, és rendezetlenül helyezkednek el; néha a szomszédos párhoz képest oldalsó horgok derékszögben, tompa vagy hegyes szögben elmozdulnak egymástól.

Néha megfigyelhető az embrió ráncosodása és a granuláció kialakulása. Egy pontosabb módszer az onkoszféra mozgásainak megjelenésén alapul éles hőmérsékletváltozás során: 5-10 és 38-40 ° C között.

Az éretlen fonálférgek életképességének meghatározását nedves kamrában (Petri-csészékben) kell vizsgálni, orsóféreg tojásokat 24-30 °C-os izotóniás nátrium-klorid-oldatban készített 3%-os formaldehid oldatba helyezve, ostorféreg tojásait 3 °C hőmérsékleten. %-os oldat sósavból 30-35 °C-on a féregtojásokat 37 °C-os izotóniás nátrium-klorid-oldatba tesszük. A Petri-csészéket hetente 1-3 alkalommal kell kinyitni a jobb levegőztetés érdekében, és a szűrőpapírt újra meg kell nedvesíteni tiszta vízzel.

A helminth tojások fejlődésének megfigyelése hetente legalább kétszer történik. A fejlődés jeleinek 2-3 hónapon belüli hiánya életképtelenségre utal. A helmintpeték kialakulásának jelei először a zúzás szakaszai, amelyek a tojás tartalmát külön blasztomerekre osztják fel. Az első nap során legfeljebb 16 blastomer fejlődik ki, amelyek átmennek a második szakaszba - morula stb.

A kampósféreg tojásait dugóval lezárt (50 cm magas és 7 cm átmérőjű) üveghengerben tenyésztik. egyenlő térfogatú steril homok keveréke, faszén a vízzel félig folyékony állagúra hígított kampósféreg-tojás ürüléket pedig üvegcső segítségével óvatosan a henger aljára öntjük. Sötétben, 25-30 °C hőmérsékleten 1-2 napos megtelepedés alatt a rhabditiform lárvák kikelnek a tojásokból, majd 5-7 nap múlva filariformává válnak: a lárvák felkúsznak a henger falán, ahol még szabad szemmel is látható. A vízben természetesen fejlődő trematodák, például opisthorchiidák, diphyllobothriids, fasciolae stb. tojásait óraüvegre, Petri-csészére vagy más edénybe helyezzük, és egy kis réteg közönséges vizet öntünk rá. A Fasciola tojások termesztésénél figyelembe kell venni, hogy sötétben gyorsabban fejlődnek, míg élő tojásban 22-24 °C hőmérsékleten 9-12 nap múlva képződik a miracidium. A fejlődő trematode peték mikroszkópos vizsgálatakor a miracidium mozgása jól látható. A Miracidium fasciola csak a fényben bújik elő a tojáshéjból. A termesztés során a vizet 2-3 nap múlva cserélik.

A kampósférgeket és a strongyloid lárvákat agáron tenyésztik Petri-csészében állati szénnel. Miután 5-6 napig termosztátban 26-30 °C-on voltak, a lárvák átkúsznak az agaron, és baktériumok útját hagyják maguk után (Fulleborn módszer).

Harada és Mori módszere (1955). Adjon hozzá 7 ml desztillált vizet az állványra helyezett kémcsövekbe. Fapálcikával vegyünk ki 0,5 g ürüléket, és készítsünk kenetet szűrőpapírra (15X150 mm) a bal széltől 5 cm-re (ezt a műveletet egy papírlapon végezzük, hogy megvédjük a laboratóriumi munkapad felületét). Ezután a kenetet tartalmazó csíkot behelyezzük a kémcsőbe úgy, hogy a kenettől mentes bal vége elérje a kémcső alját. A felső végét egy darab celofán borítja, és egy rugalmas szalaggal szorosan becsomagolja. A kémcsőre fel van írva a vizsgált személy száma és vezetékneve. Ebben az állapotban a csöveket 8-10 napig tárolják 28 °C-os hőmérsékleten. A tenyészet tanulmányozásához távolítsa el a celofán fedelet, és csipesszel távolítson el egy szűrőpapírcsíkot. Óvatosan kell eljárni, mivel kis számú fertőző lárva a szűrőpapír felső végéhez vagy a cső oldalához költözhet, és behatolhat a celofán felszíne alá.

A csöveket 15 percre 50 °C-os forró vízfürdőbe helyezzük, majd tartalmukat összerázzuk, és gyorsan egy 15 ml-es kémcsőbe öntjük a lárvák ülepítése céljából. Centrifugálás után a felülúszót eltávolítjuk, az üledéket tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük, és kis nagyítás mellett mikroszkóposan megvizsgáljuk.

A filariform lárvák differenciáldiagnózisához a táblázatban szereplő adatokat kell felhasználni. 13.

Módszerek a helminth tojások és lárvák festésére. Az elhalt szövetek a legtöbb esetben gyorsabban érzékelik a festékeket, mint az élők. Ezeket a jellemzőket a helmintológiában használják a helminth tojások és lárvák életképességének meghatározására. Bizonyos esetekben azonban egyes festékeket az élő szövetek jobban érzékelnek, mint az elhaltak.

13. táblázat. Megkülönböztető diagnózis az A.duodenale, N.americanus, Strongyloides stercoralis, Trichostrongylus spp. fonalas alakú lárvái.

Az élő és elpusztult tojások és lárvák differenciált felismerésére a következő festékeket és módszereket alkalmazzuk.

A leukobázis metilénkéket az élő és elhalt szövetek megfestésére használják. Egy élő sejt vagy szövet a metilénkéket színtelen leukobázissá redukálja, az elhalt szövetek nem rendelkeznek ezzel a képességgel, így színt kapnak.

Az orsóférgek tojásainak színezéséhez használhat metilénkéket tejsav maró lúggal készült oldatában (0,05 g metilénkék, 0,5 g nátrium-hidroxid, 15 ml tejsav). Az élő tojások nem érzékelik a színt, az elhalt tojások embriói kékre színeződnek.

A festési módszer nem alkalmazható orsóférgek és ostorférgek éretlen tojásaira; a pigmentált héj foltos, ezért nem látszik, hogy a tojás belsejében lévő csírasejt színezett-e.

Az Ascaris lárvákat briliánskrezilkék festék bázikus oldatával festik meg 1:10 000 koncentrációban. a következő módon: egy csepp orsóféregpetéket tartalmazó folyadékot és egy csepp fő festékoldatot viszünk egy tárgylemezre. A preparátumot fedőlemezzel fedjük le, amelyet fedőtűvel finoman ütögetve szorosan a mintára nyomunk. Mikroszkóp alatt megfigyeljük a kikelő lárvák számát és festődésük mértékét, majd 2-3 óra elteltével újra megvizsgáljuk ugyanazt a készítményt.Csak a 2 órán át nem festődő deformálatlan lárvákat tekintjük élőnek Az elpusztult lárvákat akkor festjük meg, amikor a héj eltörik (részben vagy teljesen).

A készítmények jódoldattal történő festésének lehetőségét a madár orsóféreg tojásainak életképességének meghatározásakor jelezzük. Ebben az esetben 5% -os alkoholos jódoldatot használnak festékként. A készítményre alkalmazva az elpusztult Ascaridia tojások embriói 1-3 másodpercen belül narancssárgává válnak. Az opisthorchis elhalt petékjét és a szarvasmarha galandféreg onkoszféráit toluidin kék oldattal (1:1000), a szarvasmarha galandféreg elhalt onkoszféráit briliáns krezilkék oldattal (1:10 000) festjük meg. Ugyanakkor mind az elhalt, mind az élő tojások embriói és héjai színt kapnak. Ezért a festés után a tojásokat és az onkoszférákat bemossák tiszta vízés ezenkívül szafraninnal festjük (10%-os alkoholos oldatban 1:10 000 arányban hígítva). Az alkohol eltávolítja a színt a héjról, a szafranin pedig vörös színt ad nekik. Ennek eredményeként az élő tojások kivörösödnek, az elhullottak embriója kék színűvé válik, a héja pedig vörös marad. A szarvasmarha galandféreg onkoszféráinak elhalt embriói gyorsan, néhány percen belül élénkvörösre vagy rózsaszínre festődnek szafraninnal vagy kékre ragyogó krezilkékkel 1:4000 hígításnál vagy indigókárminnal 1:1000-1:2000 hígításban.

Az élő embriók ezeknek a színezékeknek a hatására még 2-7 óra elteltével sem változnak.

A törpe galandféreg tojások életképességének meghatározásához a következő festékek használata javasolt: 1) briliáns krezilkék (1:8000) - 1 óra elteltével az elpusztult peték onkoszférája különösen élénk színűvé válik, ami élesen kiemelkedik a halvány színből. vagy a tojás többi részének színtelen háttere; 2) szafranin: 1:8000 arányban hígítva 2 órás expozícióval és 1:5000 arányban 3-5 órán keresztül; 3) 50%-os pirogallinsav-oldat 1:2 hígításban - 1 órán át 29-30 °C hőmérsékleten (minél alacsonyabb a hőmérséklet, annál hosszabb a festési folyamat).

A galandféreg élő plerocercoidjai nagyon jól festődnek vizes (1:1000) semleges rothadó oldattal 5-20 percig. A tartós rózsaszín szín eléréséhez, amely 5 napon belül nem tűnik el, és nem befolyásolja a plerocercoidok mozgékonyságát, általában 10 perc elegendő. Az elszíneződés mértékét a lárvák tiszta izotóniás nátrium-klorid-oldatban történő megtekintésével szabályozzák, aminek érdekében a plerocerkoidokat időszakonként eltávolítják a festékről. Az elhalt plerocercoidok megfestésére metilénkéket célszerű használni.

R. E. Chobanov és munkatársai (1986) egy módszert javasoltak a bélféreg tojásainak és lárváinak életképességének meghatározására, festékként a Peniciliium rubrum penészgomba tenyésztésével nyert rubrin pigment felhasználásával. Ehhez használjon 3% -os vizes festékoldatot.

A tojások és lárvák színezése 1,5 óra elteltével fejeződik be, a pinwormok, szarvasmarha- és törpe galandférgek, horgosférgek, trichostrongylidek életképtelen tojásai intenzív rózsaszín színűvé válnak, a kampósféreg és a trichostrongylid lárvák kipirosodnak. Kevésbé élénk szín figyelhető meg az orsóférgek és az ostorférgek tojásaiban, mivel a belekből való kiszabadulásukkor már sötétbarna színűek: az életképes tojások és lárvák nem színeződnek.

Fiziko-kémiai módszerek a miraculid felszabadulásának serkentésére trematode tojásokból. S. M. German és S. A. Beer (1984) módszereket dolgozott ki az opisthorchid és a dicrocelium tojások életképességének meghatározására oly módon, hogy a tojásokat reakcióközegnek tették ki. Ha életben vannak, a miracidium felszabadul. A módszerek a miracidium keltetőmirigy fizikai-kémiai aktiválásán és stimuláción alapulnak motoros tevékenység lárvák. A stimulációt úgy érik el, hogy a trematoda tojásait speciális reakcióközegnek tesszük ki, szekvenciális technikákkal kombinálva - hőmérséklet-különbség létrehozása, tojásszuszpenzió szárítása, gyenge folyadékáramlás a tesztcseppben, ami hozzájárul a miracidiumok tömeges felszabadulásához a tojások.

Az opisthorchid tojások életképességének meghatározása Herman és Beer módszerével. A tojások vizes szuszpenzióját (csap, ülepített) előhűtjük 10-12 °C-ra. Minden további műveletet szobahőmérsékleten (18-22 °C) kell végrehajtani. Egy csepp (körülbelül 0,05 ml) 100-400 tojást tartalmazó szuszpenziót adunk egy centrifugacsőbe. A csöveket 5-10 percre állványra helyezzük, hogy ülepítsék a tojásokat. Akkor keskeny vonal Szűrőpapír segítségével óvatosan szívja le a felesleges vizet, amíg teljesen el nem távolodik. Adjunk 2 csepp táptalajt a kémcsőbe, rázzuk fel, pipettával vigyük át a tartalmát egy tárgylemezre, és hagyjuk állni 5-10 percig, enyhén rázzuk (vagy tegyük hajszárító alá), hogy gyenge folyadékáramok jöjjenek létre a tesztcsepp szuszpenzióban. . Ez a művelet, amely utánozza a puhatestű bél perisztaltikáját, lehetővé teszi a miracidiumok felszabadulásának aktiválását. Ezt követően további 2 csepp táptalajt adunk a szuszpenzióhoz, majd a készítményt hagyományos fénymikroszkóppal (X200) mikroszkóppal átmérjük. Ez idő alatt az életképes miracidiummal rendelkező tojások fedelének ki kell nyílnia, és a lárva aktívan kikerül a környezetbe. A benne lévő etanolnak köszönhetően a miracidium 3-5 perc múlva immobilizálódik, majd a táptalajban található festékkel megfestődik. Ennek eredményeként a miracidiumok könnyen kimutathatók és megszámlálhatók.

A reakcióközeg elkészítése. A tápközeget 0,05 M Tris-HCi pufferben állítjuk elő 8,0-9,5 optimális pH-körülmények között. A pufferhez etanolt adnak 10-13%-ig, és színezéket (szafranint, metilénkéket és másokat, amelyek a pH-tartományon belül működnek) gyenge festés folyadék (például a szafranin végső koncentrációja 1:50 000). Használhat másik puffert, amely lúgos pH-határokon működik, például 0,05 M foszfátot (pH 8,5). Ezért a tápközeg 96% etanolt tartalmaz - 12 rész; festék (anyaoldat) - 1-10 rész; 0,05 M Tris-NS! puffer (pH 8,5-9,5) - legfeljebb 100 rész. Példa táptalajra: 12 rész 96%-os etanol, 1 rész telített szafranin oldat, a maradék legfeljebb 100 rész - 0,05 M Tris-HCl puffer, pH 9,5.

Dicrocelium tojások életképességének meghatározása Herman, Beer, Stratan módszerével. Egy csepp 100-150 trematode tojást tartalmazó szuszpenziót helyezünk egy centrifugacsőbe 1-2 percre, hogy a tojásokat ülepítsük. A folyadékot ezután óvatosan szárítjuk egy szűrőpapír segítségével. Adjunk hozzá 1-2 csepp reakcióközeget Pasteur pipettával, és inkubáljuk vízfürdőben 28-30 °C-on 2-3 percig. Közepes összetétel: 6 rész butanol, 94 rész 0,4%-os nátrium-klorid-oldat vagy 0,3%-os kálium-klorid-oldat desztillált vízben. A táptalajban lévő tojásokat pipettával egy tárgylemezre visszük, és 1,5-2 órán át szobahőmérsékleten (18-22 °C) állni hagyjuk, 25-30 percenként 1-2 cseppet (0,05) csepegtetve (száradáskor) ). Ezt követően a készítményt mikroszkóp alatt, 100-200-szoros nagyítással megvizsgáljuk. Az életképességet a felszabaduló miracidiumokat tartalmazó tojások száma határozza meg. A butanol áthatol a tojáshéj pórusain, eléri a miracídiumokat és aktiválja azokat. A megjelölt hőmérsékleten történő inkubálás fokozza ezt a folyamatot. A butanol 3-7%-os koncentrációban káros a tojásból kilépő miracidiumra. A tojásszuszpenzió kémcsőből tárgylemezre történő átvitele lehetővé teszi, hogy a miracidium felszabadulásáig (30-40 perc után) biztonságos szintre (1,5-0,5%) csökkenjen a butanol koncentrációja az elpárolgás következtében. A nátrium-klorid jelenléte a tápközegben 0,1-0,5% koncentrációban (vagy kálium-klorid 0,05-0,4% koncentrációban) határozza meg a felszabaduló miracidium aktivitását. Az opisthorch kis átlátszó tojásaitól eltérően a dicrocelium tojás héja sötét színű, jól látható sapkájuk van, amely a miracidium megjelenése után nyílik. Ezért kényelmesebb a dicrocelium tojások életképességének felmérése a felbontott peték megszámlálásával, mint a miracidiumok megfestésével és megszámlálásával.

Lumineszcens módszer féregpeték és lárvák tanulmányozására.

A helmintológiai gyakorlatban először 1955-ben alkalmaztak fluoreszcens mikroszkópos módszereket. Beszámoltak arról, hogy a fluoreszcens mikroszkópia lehetővé teszi az élő és elhalt tárgyak megkülönböztetését a tojás károsodása nélkül. A fluoreszcenciához nem UV-sugarakat használtak, hanem a látható fény kék-ibolya részét, hagyományos mikroszkóppal és tárgylemezekkel; az OI-18 megvilágítóra alkalmazva speciális készlet színszűrők.

Megállapították, hogy az orsóférgek, gombaférgek, törpe galandférgek, szarvasmarha-galandférgek, széles galandférgek és más férgek élő és elhalt tojásai eltérően fluoreszkálnak. Ez a jelenség megfigyelhető mind a primer lumineszcencia során, színezékek használata nélkül, mind fluorokrómokkal (akridinnarancs, korifoszfin, primulin, aurolin, berlerin-szulfát, tripaflavin, rivanol, kinin stb.) történő festéskor.

Színtelen, élő, szegmentálatlan orsóféreg tojások élénkzölden, sárgás árnyalattal világítanak; az elhalt tojásokban a héj sugárzik zöld fény sokkal fényesebb, mint a sötétzöld csíra; A lárvával rendelkező orsóféreg tojásokban csak a héj jelenik meg, az elhalt tojásokban pedig a héj és a lárva is élénksárga.

A gombaférgek és törpe galandférgek pigmentálatlan és szegmentálatlan élő tojásai zöldessárga fényt bocsátanak ki; Az elhalt tojásokban a héj intenzíven lumineszkál a sötétzöld embrionális tömeg hátterében. Másodlagos lumineszcenciával (1:10 000 és 1:50 000 hígítású akridinnarancssárgával 30 perctől 2 óráig tartó festés esetén) az élő és elhalt fonálférgek, trematodák és cestódák héja eltérően lumineszkál.

Az élő és elhalt Ascaris lumbricoides, Toxocara leonina, Enterobius vermicularis, Hymenolepis nana, H.fraterna, H. diminuta, T.saginatus, D.latum héja narancsvörös színű. Élő Asc. embriói. lumbricoides, T.leonina, H.diminuta, D.latum és szarvasmarha galandféreg onkoszférák tompa sötétzöld vagy szürke-zöld színben fluoreszkálnak. Ezeknek a helmintpetéknek az elhalt embriói "égő" narancsvörös fényt bocsátanak ki. A tűférgek és a toxocara élő lárvái (a tojáshéjak felszabadítása) halvány szürkés-zöld fényt bocsátanak ki; amikor elpusztulnak, a fej végétől „égő” világoszöldre, majd sárgára, narancssárgára és végül élénk narancssárgára változik.

Fluorokrómokkal – coryphosphilus, primulin – megfestve az orsóférgek és ostorférgek elhalt petékje a lilásárgától a rézvörösig világít. Az életképes tojások nem lumineszkálnak, hanem sötétzöldre vannak festve. A Paragonimus westermani és a Clonorchis sinensis trematodák élő tojásai akridinnarancssárgával megfestve nem lumineszkálnak, az elpusztult tojások viszont sárgás-zöld fényt bocsátanak ki.

A lumineszcencia módszerrel a helminth lárvák életképességét is meghatározhatjuk. Így az akridinnarancs oldattal (1:2000) fluorokrómozott strongilát és rhabditatus lárvák világítanak: az élők - zölden (árnyalattal), az elhaltak - élénk narancssárga fénnyel. Az élő Trichinella lárvák nem világítanak, vagy gyengén világítanak, ha 10 percig fluoreszcein-izotiocianát, auramin stb. oldattal kezelik őket. A fluorokrómozott elpusztult lárvák (1:5000 koncentrációban) fényes fényt adnak.

A héjból kibújó élő miracidiumok halvány kékes fényt bocsátanak ki, alig észrevehető világossárga csillókorollal, de 10-15 perccel a halál után élénk „égő” világoszöld, majd narancsvörös fénnyel jelennek meg.