Warto leczyć Acinetobacter baumannii 10 2. Infekcje Acinetobacter: leczenie, objawy

Wymaz z gardła jest pobierany do standardowego badania bakteriologicznego w celu zbadania składu drobnoustrojów i ilościowego stosunku mikroflory nosogardzieli. Jest to laboratoryjna metoda diagnostyczna, która pozwala na identyfikację patogenów chorób zakaźnych i zapalnych górnych dróg oddechowych. Aby ustalić etiologię infekcji, konieczne jest przeprowadzenie badania bakteriologicznego wydzieliny z nosa i gardła pod kątem mikroflory.

Specjaliści kierują pacjentów z chorobami przewlekłymi oraz do laboratorium mikrobiologicznego, gdzie sterylnym wacikiem pobierany jest biomateriał z nosa i gardła i badany. Na podstawie wyników analizy specjalista określa czynnik sprawczy patologii i jej wrażliwość na antybiotyki.

Powody i cele pobrania rozmazu na mikroflorę z gardła i nosa:

• Rozpoznanie wywołane przez paciorkowce beta-hemolityczne i prowadzące do rozwoju ciężkich powikłań - kłębuszkowe zapalenie nerek, reumatyzm, zapalenie mięśnia sercowego.
• Obecność Staphylococcus aureus w nosogardzieli, co powoduje powstawanie czyraków na skórze.
• Posiew bakteriologiczny materiału klinicznego w przypadku zapalenia nosogardzieli przeprowadza się w celu wykluczenia zakażenia błonicą.
• Podejrzenie zakażenia meningokokami lub krztuścem, a także dolegliwości ze strony układu oddechowego.
• Rozpoznanie zwężających się, ropni zlokalizowanych w pobliżu migdałków obejmuje jedną analizę.
• Osoby mające kontakt z pacjentem zakaźnym, a także dzieci rozpoczynające naukę w przedszkolu lub szkole, poddawane są badaniu profilaktycznemu w kierunku nosicielstwa bakterii.
• Pełne badanie kobiet w ciąży obejmuje pobranie wymazu z gardła na obecność mikroflory.
• Profilaktyczny wymaz z gardła i nosa w kierunku gronkowca złocistego pobierają wszyscy pracownicy medyczni, przedszkolanki, kucharze i sprzedawcy w sklepach spożywczych.
• Wymaz z gardła w celu określenia składu komórkowego wydzieliny. Badany materiał nakładany jest na specjalne szklane szkiełko. Pod mikroskopem asystent laboratoryjny liczy liczbę eozynofili i innych komórek w polu widzenia. Trwają badania mające na celu określenie alergicznego charakteru choroby.

Pacjenci kierowani są do laboratorium bakteriologicznego w celu zbadania materiału z nosogardła w celu wykluczenia lub potwierdzenia konkretnej infekcji. W kierunku wskazać mikroorganizm, którego obecność należy potwierdzić lub wykluczyć.

Mikroflora nosogardzieli

Na błonie śluzowej gardła i nosa znajduje się wiele mikroorganizmów, które tworzą normalną mikroflorę nosogardzieli. Badanie wydzieliny z gardła i nosa pokazuje jakościowy i ilościowy stosunek drobnoustrojów żyjących w tym miejscu.

Rodzaje drobnoustrojów bytujących na błonie śluzowej jamy nosowo-gardłowej u osób zdrowych:

1. bakteroidy,
2. welonella,
3. Escherichia coli,
4. branhamella,
5. pseudomonas,
6. Streptococcus matans,
7. Neisseria meningitides,
8. Klebsiella zapalenie płuc,
9. gronkowce naskórka,
10. zielony paciorkowiec,
11. Neisseria niewywołująca chorób
12. dyfteroidy,
13. maczugowiec,
14. Candida spp.,
15. Haemophilis spp.,
16. Actinomyces spp.

W przypadku patologii w rozmazie z gardła i nosa można wykryć następujące mikroorganizmy:

• grupa beta-hemolityczna A,
• S. aureus
• Listeria,
• Branhamella catarrhalis,
• Acinetobacter baumannii,

Przygotowanie do analizy

Aby wyniki analizy były jak najbardziej wiarygodne, niezbędny jest właściwy dobór materiału klinicznego. Do tego trzeba być przygotowanym.

Na 2 tygodnie przed pobraniem materiału odstawia się ogólnoustrojowe antybiotyki, a 5-7 dni wcześniej zaleca się zaprzestanie stosowania roztworów antybakteryjnych, płukanek, aerozoli i maści do stosowania miejscowego. Analizę należy wykonać na pusty żołądek. Wcześniej zabronione jest mycie zębów, picie wody i żucie gumy. W przeciwnym razie wynik analizy może być fałszywy.

Wymaz z nosa na eozynofile jest również pobierany na pusty żołądek. Jeśli dana osoba zjadła, musisz odczekać co najmniej dwie godziny.

Biorąc materiał

Aby prawidłowo pobrać materiał z gardła, pacjenci odchylają głowę do tyłu i szeroko otwierają usta. Specjalnie przeszkolony personel laboratorium uciska język szpatułką i zbiera wydzielinę gardłową za pomocą specjalnego narzędzia - sterylnego wacika. Następnie wyjmuje go z jamy ustnej i opuszcza do probówki. Tuba zawiera specjalne rozwiązanie, które zapobiega śmierci drobnoustrojów podczas transportu materiału. Probówkę należy dostarczyć do laboratorium w ciągu dwóch godzin od momentu pobrania materiału. Pobranie wymazu z gardła jest zabiegiem bezbolesnym, ale nieprzyjemnym. Dotknięcie wacikiem błony śluzowej gardła może wywołać wymioty.

Aby pobrać wymaz z nosa, należy usiąść naprzeciwko pacjenta i lekko pochylić głowę. Przed analizą konieczne jest oczyszczenie nosa z istniejącego śluzu. Skórę nozdrzy traktuje się 70% alkoholem. Sterylny wacik wprowadza się naprzemiennie najpierw do jednego, a potem do drugiego kanału nosowego, obracając instrument i mocno dotykając jego ścianek. Wymazówkę szybko opuszcza się do probówki, a materiał przesyła do badań mikroskopowych i mikrobiologicznych.

badanie mikroskopowe

Badany materiał nakłada się na szkiełko, utrwala w płomieniu palnika, barwi zgodnie z metodą Grama i bada pod mikroskopem z olejkiem immersyjnym. Gram-ujemne lub Gram-dodatnie pałeczki, ziarniaki lub coccobacilli znajdują się w rozmazie, badane są ich właściwości morfologiczne i barwiące.

Mikroskopijne objawy bakterii są ważnym punktem diagnostycznym. Jeśli rozmaz zawiera ziarniaki Gram-dodatnie, znajdujące się w skupiskach przypominających winogrona, zakłada się, że czynnikiem sprawczym patologii jest gronkowiec złocisty. Jeśli ziarniaki są dodatnio barwione metodą Grama i ułożone w łańcuchy lub pary w rozmazie, są to prawdopodobnie paciorkowce; Gram-ujemne ziarniaki - Neisseria; Gram-ujemne pałeczki z zaokrąglonymi końcami i lekką kapsułką - Klebsiella, małe Gram-ujemne pałeczki - Escherichia,. Kontynuowane są dalsze badania mikrobiologiczne z uwzględnieniem cech mikroskopowych.

Zaszczepienie materiału badawczego

Każdy mikroorganizm rośnie w swoim „rodzimym” środowisku, uwzględniając pH i wilgotność. Środowiska są różnicowo-diagnostyczne, selektywne, uniwersalne. Ich głównym celem jest zapewnienie odżywiania, oddychania, wzrostu i reprodukcji komórek bakteryjnych.

Inokulacja materiału testowego musi być przeprowadzona w sterylnym pojemniku lub komorze z przepływem laminarnym. Pracownik służby zdrowia musi być ubrany w sterylną odzież, rękawiczki, maseczkę i ochraniacze na buty. Jest to konieczne do utrzymania sterylności w miejscu pracy. W boksie należy pracować cicho, ostrożnie, dbając o bezpieczeństwo osobiste, ponieważ każdy materiał biologiczny jest podejrzany i oczywiście zakaźny.

Wymaz z nosogardzieli zaszczepia się na pożywce i inkubuje w termostacie. Po kilku dniach na podłożu rosną kolonie, które mają inny kształt, wielkość i kolor.

Istnieją specjalne pożywki, które są selektywne dla określonego mikroorganizmu.

Materiał wciera się wacikiem w podłoże na niewielkim obszarze o powierzchni 2 metrów kwadratowych. patrz, a następnie za pomocą pętli bakteriologicznej wysiewa się je pociągnięciami na całej powierzchni szalki Petriego. Uprawy są inkubowane w termostacie w określonej temperaturze. Następnego dnia ogląda się plony, bierze pod uwagę liczbę wyrośniętych rodzin i opisuje ich charakter. Hodować poszczególne kolonie na selektywnych pożywkach w celu wyizolowania i zgromadzenia czystej kultury. Badanie mikroskopowe czystej kultury pozwala określić wielkość i kształt bakterii, obecność otoczki, wici, zarodników oraz stosunek drobnoustroju do wybarwienia. Wyizolowane mikroorganizmy identyfikuje się do rodzaju i gatunku, w razie potrzeby przeprowadza się typowanie fagowe i serotypowanie.

Wynik badań

Wynik badania mikrobiolodzy piszą na specjalnym formularzu. Aby rozszyfrować wynik wymazu z gardła, wymagane są wartości wskaźników. Nazwa mikroorganizmu składa się z dwóch łacińskich słów oznaczających rodzaj i gatunek drobnoustroju. Obok nazwy należy podać liczbę komórek bakteryjnych wyrażoną w specjalnych jednostkach tworzących kolonie. Po określeniu stężenia mikroorganizmu przystępują do określenia jego patogenności - „flory warunkowo patogennej”.

U zdrowych osób bakterie pełniące funkcję ochronną żyją na błonie śluzowej nosogardzieli. Nie powodują dyskomfortu i nie powodują rozwoju stanu zapalnego. Pod wpływem niekorzystnych czynników endogennych i egzogennych liczba tych mikroorganizmów dramatycznie wzrasta, co prowadzi do rozwoju patologii.

Normalnie zawartość drobnoustrojów saprofitycznych i warunkowo chorobotwórczych w nosogardzieli nie powinna przekraczać 10 3 - 10 4 CFU/ml, a bakterie chorobotwórcze powinny być nieobecne. Tylko lekarz ze specjalnymi umiejętnościami i wiedzą może określić patogenność drobnoustroju i rozszyfrować analizę. Lekarz określi zasadność i konieczność przepisania pacjentowi leków przeciwzapalnych i przeciwbakteryjnych.

Po zidentyfikowaniu czynnika sprawczego patologii i jego identyfikacji do rodzaju i gatunku przystępują do określenia jego wrażliwości na fagi, antybiotyki i środki przeciwdrobnoustrojowe. Konieczne jest leczenie choroby gardła lub nosa antybiotykiem, na który zidentyfikowany drobnoustrój jest najbardziej wrażliwy.

wyniki wymazu z gardła

Warianty wyników badania wymazu z gardła:

• Negatywny wynik hodowli- Nie ma czynników sprawczych infekcji bakteryjnej lub grzybiczej. W tym przypadku przyczyną patologii są wirusy, a nie bakterie czy grzyby.
• Pozytywny wynik hodowli mikroflory- występuje wzrost liczby bakterii chorobotwórczych lub oportunistycznych, które mogą powodować ostre zapalenie gardła, błonicę, krztusiec i inne infekcje bakteryjne. Wraz ze wzrostem flory grzybowej rozwija się kandydoza jamy ustnej, której czynnikiem sprawczym są czynniki biologiczne trzeciej grupy patogenności - grzyby drożdżopodobne z rodzaju Candida.

Badanie mikrobiologiczne wydzielonej części gardła i nosa na florę pozwala określić rodzaj drobnoustrojów oraz ich stosunek ilościowy. Wszystkie drobnoustroje chorobotwórcze i oportunistyczne podlegają pełnej identyfikacji. Wynik diagnostyki laboratoryjnej pozwala lekarzowi przepisać właściwe leczenie.

Acinetobacter spp. odnosi się do mikroorganizmów żyjących swobodnie w środowisku (saprofity), na różnych obiektach w placówkach medycznych, w wodzie i produktach spożywczych. Ponadto Acinetobacter spp. izolowane z różnych biotopów (na przykład ze skóry, błon śluzowych) osoby.

Obecność Acinetobacter spp. w biomateriałach pochodzących od pacjenta przebywającego w szpitalu może być zarówno konsekwencją kolonizacji błon śluzowych i skóry, jak i przyczyną powikłań infekcyjnych o różnej lokalizacji. Kolonizacja skóry występuje u 25% dorosłych, a górnych dróg oddechowych u 7% dzieci. Acinetobacter spp., podobnie jak P. aeruginosa, jest w stanie przetrwać miesiące w różnych obiektach środowiska.
Ponadto Acinetobacter spp. odporny na wiele roztworów bakteriobójczych, np.

Według CDC(NNIS), w ciągu ostatnich 20 lat znacznie wzrosło na całym świecie znaczenie niefermentujących pałeczek Gram-ujemnych z rodzaju Acinetobacter jako czynników sprawczych NCI. Podczas interwencji chirurgicznych Acinetobacter spp. izolowane z ran ropnych w 2,1% przypadków. Gatunek A. baumannii stanowi 80% wszystkich gatunków tego rodzaju odpowiedzialnych za ECI, dlatego wyodrębnienie jakiegokolwiek innego gatunku tego rodzaju sugeruje istnienie coptamu i nacji badanego biomateriału.

Ponowny wybór Acinetobacter spp. z jakichkolwiek biomateriałów jest istotna dla wykluczenia zanieczyszczenia lub kolonizacji, a ostatecznie dla prawidłowej interpretacji wyników badań mikrobiologicznych. Należy zauważyć, że najczęściej Acinetobacter spp. izolowane w zapaleniu płuc (Acinetobacter spp. stanowi 6,9% wszystkich patogenów w tej lokalizacji), zwłaszcza jeśli poprzedzone było kolonizacją błon śluzowych górnych dróg oddechowych. Śmiertelność w zapaleniu płuc wywołanym przez Acinetobacler spp. wynosi 40-64%.

Wraz z innymi drobnoustroje oportunistyczne(takich jak S. maltophilia) Acinetobacter spp. jest wysoce oporny na większość środków przeciwdrobnoustrojowych, chociaż istnieją znaczne różnice w oporności szczepów na antybiotyki w różnych krajach i regionach. Obecnie, według różnych autorów, większość szczepów A. baumannii jest oporna na wiele klas leków przeciwdrobnoustrojowych. Fluorochinolony, tygecyklina, ceftazydym, trimetoprim/sulfametoksazol, doksycyklina, imipenem, meropenem, doripenem, polimyksyna B i kolistyna były do ​​niedawna uważane za aktywne wobec szpitalnych szczepów A. baumannii.

Szybki rozwój odporność A. baumannii na większość antybiotyków (MDR-Acinetobacter) jest zarejestrowany na całym świecie. Sulbaktam ma wyższą naturalną aktywność bakteriobójczą wobec MDR-Acinetobacter w porównaniu z tazobaktamem i kwasem klawulanowym, jednocześnie następuje wzrost oporności na sulbaktam. Połączenie imipenemu z amikacyną w badaniach in vitro wykazało synergizm w stosunku do szczepów MDR, podczas gdy in vivo efekt ten jest mniej wyraźny. Połączenie fluorochinolonów z amikacyną jest dopuszczalne, gdy istnieje niski MIC fluorochinolonów dla szpitalnych szczepów A baumannii.

Podczas podświetlania szczepy MDR-A. baumannii zastosować połączenie polimyksypu B z ryfampicyną (lub z imipenemem lub z azytromycyną). Niewiele jest badań nad zastosowaniem tygecykliny w leczeniu zakażeń wywołanych przez A. baumannii, jednak stosowanie tego antybiotyku wiąże się już ze stopniowym narastaniem oporności. Według danych z Niemiec oporność na tygecyklinę wśród A. baumannii wynosi 6%, natomiast oporność na coli 2,8%.

Według WARTOWNIK 2001-2004 (30 krajów europejskich) odsetek szczepów Acinetobacter spp. opornych na imipenem, meropenem, ampicylinę/sulbaktam i polimyksynę B wynosi odpowiednio 26,3, 29,6, 51,6 i 2,7%. Należy zauważyć, że nawet w krajach o niskim poziomie odporności zjawisko rozprzestrzeniania się szczepów MDR, XDR lub PDR A. baumannii nie jest jeszcze jasne. Jeden z czynników ryzyka MDR-A. baumannii uważa się za przepisywane karbapenemy i cefalosporyny trzeciej generacji.
Ponadto ryzyko jest związane z sztuczna wentylacja płuc(IVL), przedłużony pobyt na oddziale intensywnej terapii, zabieg chirurgiczny, skażenie otaczających obiektów.

Część 4. „Problemowe” drobnoustroje Gram-ujemne: Pseudomonas aeruginosa i Acinetobacter
Streszczenie klinicysty i mikrobiologa
Część 4. „Problemowe” drobnoustroje Gram-ujemne: Pseudomonas aeruginosa i Acinetobacter">!}

Istnieje szereg mikroorganizmów (MO), które ze względu na wysoki poziom nabytej oporności są zwykle nazywane problematycznymi. Wśród czynników sprawczych chorób układu oddechowego metycylinooporny Staphylococcus aureus oraz niektórzy przedstawiciele flory Gram-ujemnej – Pseudomonas aeruginosa, P. aeruginosa, bakterie z rodzaju Acinetobacter (Acinetobacter spp.) oraz w niektórych przypadkach poszczególne MO rodzina Enterobacteriaceae (E. coli, K. pneumoniae). Ten artykuł skupi się na P. aeruginosa i Acinetobacter spp.

TA Pertseva, Wydział Terapii i Endokrynologii, Państwowa Akademia Medyczna w Dniepropietrowsku, Ukraina; RA Bontsevich, Centralny Miejski Szpital Wielodyscyplinarny Labytnangskaya, Rosja

Wstęp

Pseudomonas aeruginosa była pierwotnie znana mikrobiologom jako patogen różnych roślin, ale później okazało się, że może powodować choroby także u ludzi. W większości przypadków P. aeruginosa jest patogenem oportunistycznym dla ludzi. Nie narusza zdrowych, nieuszkodzonych tkanek. Jednak każda tkanka organizmu może zostać zakażona P. aeruginosa w przypadku uszkodzenia lub ogólnego zmniejszenia funkcji ochronnych makroorganizmu (niedobór odporności). Dlatego też infekcje wywołane przez P. aeruginosa są dość powszechne, zwłaszcza w warunkach szpitalnych, kiedy znaczna część tych MO szybko nabywa wielooporności.

Według Amerykańskiego Centrum Kontroli Chorób (CDC), ogólny odsetek zakażeń P. aeruginosa w szpitalach w USA wynosi około 0,4%. Ten MO, zajmując czwarte miejsce wśród patogenów szpitalnych, powoduje około 10,1% wszystkich zakażeń szpitalnych. Według innych danych P. aeruginosa jest przyczyną 28,7% wszystkich zakażeń szpitalnych, 20-40% wszystkich późnych szpitalnych zapaleń płuc. P. aeruginosa stanowi największe zagrożenie dla pacjentów onkologicznych, oparzeń i chorych na AIDS, u których może nawet wywołać bakteriemię, przy której śmiertelność sięga 50%.

Naturalne siedlisko Acinetobacter spp. są woda i gleba, często są one emitowane ze ścieków. Mikroorganizmy te wchodzą w skład mikroflory skóry osób zdrowych (częściej kolonizują okolice międzypalcowe i pachwinowe, zwłaszcza u osób żyjących w gorącym i wilgotnym klimacie), przewodu pokarmowego i moczowo-płciowego oraz należą do grup mało zjadliwych mikroorganizmów, jednak obecność pewnych właściwości przyczynia się do wzrostu wirulencji Acinetobacter spp. .

Najbardziej klinicznie znaczące MO z rodzaju Acinetobacter spp. Znacznie rzadziej gatunki A. baumannii uważane są za czynniki wywołujące choroby A. lwoffii. Dlatego odnosząc się do zakażenia Acinetobacter, należy przede wszystkim rozumieć A. baumannii.

U pacjentów w stanie krytycznym (oddziały intensywnej terapii, oddziały intensywnej terapii) A. baumannii może powodować zapalenie płuc, zapalenie tchawicy i oskrzeli, zapalenie krwi, infekcje dróg moczowych, infekcje odcewnikowe i rany (Joly-Guillou, 2005). Na oddziałach intensywnej terapii (OIOM) w Stanach Zjednoczonych w 2003 r. Acinetobacter spp. spowodował 6,9% wszystkich zapaleń płuc, 2,4% zakażeń krwi, 2,1% zakażeń miejsca operowanego i 1,6% zakażeń dróg moczowych. W klimacie tropikalnym Acinetobacter spp. może powodować ciężkie pozaszpitalne zapalenie płuc (Houang i in., 2001). Ponadto Acinetobacterium może powodować wybuchy chorób podczas klęsk żywiołowych.

Śmiertelność w zakażeniu acinetobacter jest zazwyczaj bardzo wysoka i wynosi 20-60%, śmiertelność przypisywana to około 10-20% (Joly-Guillou, 2005).

Częstość występowania infekcji Acinetobacter wzrasta. W Wielkiej Brytanii bakteriemia Acinetobacter wzrosła o 6% w latach 2002-2003 do 1087 przypadków (Health Protection Agency, 2004). Poważnym problemem jest znaczny wzrost częstości bakteriemii wywołanej wielolekoopornymi szczepami Acinetobacter spp. – ponad 300% w latach 2002-2003 (odpowiednio 7 i 22 przypadki) (Agencja Ochrony Zdrowia, 2004). Na oddziałach intensywnej terapii w USA częstość występowania zapalenia płuc wywołanego przez Acinetobacter wzrosła z 4% w 1986 r. do 7% w 2003 r. (Gaynes i Edwards, 2005).

Obecnie największym problemem jest wzrost wielooporności tych mikroorganizmów, istnieją szczepy, które są oporne na wszystkie główne leki przeciwdrobnoustrojowe (AMP). Z tego powodu MO został w przenośni nazwany „gram-ujemnym MRSA”.

W niektórych regionach na pierwszy plan wysuwa się problem zakażeń szpitalnych Acinetobacter. Tak więc w Izraelu, według strony antybiotyk.ru, w ostatniej dekadzie Acinetobacter spp. stała się główną przyczyną respiratorowego zapalenia płuc i bakteriemii. Rozprzestrzenianie się tego patogenu następowało w szybkim tempie. Jeszcze 7-8 lat temu w Izraelu nie było przypadków zakażeń wywołanych przez Acinetobacter spp., a dziś tylko w Tel Awiwie notuje się około 500 przypadków rocznie, z czego 50 jest śmiertelnych. Retrospektywne badanie kohortowe 236 pacjentów wykazało, że zakażenia wywołane wielolekoopornymi szczepami A. baumannii miały mniej korzystne wyniki. W grupie chorych, u których wyizolowano szczepy wielolekooporne, śmiertelność wyniosła 36%, natomiast w przypadku zakażenia szczepem niewielolekoopornym 21% (p=0,02). Acinetobacteria są bardzo trudne do wyeliminowania. Chociaż wysiłki mające na celu wyeliminowanie MRSA i Clostridium difficile w placówkach medycznych w Tel Awiwie zakończyły się sukcesem, Acinetobacter spp. przegrany. E. Harris (USA) w swoim raporcie stwierdził, że dziś niezwykle potrzebne jest poszukiwanie środków zapobiegawczych i nowych leków do leczenia. Potrzebne są nowe antybiotyki, które są aktywne przeciwko patogenom Gram-ujemnym, chociaż takie leki nie są obecnie opracowywane.

Charakterystyka wzbudnicy

P. aeruginosa i Acinetobacter spp. są Gram-ujemnymi, niefermentującymi bakteriami.

P. aeruginosa („Pseudomonas aeruginosa”) jest Gram-ujemną, ruchliwą bakterią w kształcie pałeczki, bezwzględnym tlenowcem. Ma wymiary 0,5-0,8 mikrona grubości i 1,5-3 mikrona długości. Należy do rodzaju Pseudomonas (liczącego ponad 140 gatunków bakterii) z rodziny Pseudomonadaceae (Pseudomonas). Jest niezwykle odporny na większość antybiotyków ze względu na barierę, jaką tworzą liposacharydy błony zewnętrznej, a także tworzenie się biofilmu, który pełni również rolę ochronną. Istnieją szczepy, na które praktycznie nie działa żaden ze znanych antybiotyków.

Zdecydowana większość MO z rodziny Pseudomonadaceae, żyjących w glebie i wodzie, ma niewielkie znaczenie kliniczne (z wyjątkiem B. mallei i B. pseudomallei, czynników wywołujących odpowiednio nosaciznę i melioidozę). W warunkach domowych Pseudomonas aeruginosa jest w stanie kolonizować powierzchnię płytek, zatykając się w szwach i tworząc ochronny biofilm, przez co standardowe środki dezynfekcyjne mają na nią zły wpływ.

W szpitalach P. aeruginosa można znaleźć na powierzchniach różnych przedmiotów i sprzętu, a także w zbiornikach z płynami. Często przenoszony jest z zanieczyszczoną żywnością lub wodą, a także podczas transportu przez łazienki, umywalki, krany, przedmioty, zwłaszcza mokre (np. ręczniki), którymi pacjenci mogą się dzielić poprzez bezpośredni kontakt z bakterionośnikiem lub pośrednio przez ręce personelu medycznego itp. .P. .

Wysoka częstość izolacji i wyraźniejsza patogeniczność P. aeruginosa w porównaniu z innymi Pseudomonas są związane z obecnością w tym MO wielu czynników wirulencji, które sprzyjają kolonizacji i infekcji tkanek ludzkich. Determinanty wirulencji obejmują czynniki adhezji, inwazji i cytotoksyczności.

Fosfolipaza C, egzotoksyna A, egzoenzym S, elastaza, leukocidyna, pigment piocyjaninowy (który powoduje niebieskozielone zabarwienie podłoża w przypadku wzrostu mikroorganizmu w hodowli lub ropnej wydzieliny z zainfekowanych ran), lipopolisacharyd (induktor ogólnoustrojowej reakcji zapalnej) działają miejscowo i ogólnoustrojowo na organizm ssaków polisacharyd otoczkowy alginian (zwykle u pacjentów z przewlekłymi infekcjami, np. mukowiscydozą; alginian przyczynia się do tworzenia na powierzchni nabłonka filmu, który chroni patogen przed ekspozycją na czynniki oporności mikroorganizmów i antybiotyki).

P. aeruginosa charakteryzuje się różnorodnością mechanizmów regulujących ekspresję czynników wirulencji, co ma na celu szybką adaptację mikroorganizmu do zmieniających się warunków środowiskowych. Kiedy MO znajduje się w środowisku zewnętrznym, czynniki wirulencji nie są syntetyzowane, ale gdy dostanie się do środowiska wewnętrznego organizmu ssaka, rozpoczyna się intensywna synteza białek, przyczyniając się do rozwoju procesu zakaźnego.

Szereg naukowców zauważa, że ​​oprócz regulacji syntezy czynników wirulencji na poziomie poszczególnych komórek drobnoustrojów, u P. aeruginosa regulacja zachodzi również na poziomie populacji. Mowa o zjawisku „kooperatywnej wrażliwości” lub „quorum sensing” (quorum sensing), które polega na gromadzeniu się w populacji drobnoustrojów związków o małej masie cząsteczkowej (laktonów homoseryny), które po osiągnięciu określonego stężenia ulegają derepresji synteza większości czynników wirulencji. Okazuje się zatem, że ekspresja genów wirulencji zależy od gęstości populacji drobnoustrojów. Biologiczne znaczenie zjawiska wiąże się prawdopodobnie ze skoordynowanym rozpoczęciem syntezy czynników wirulencji dopiero po osiągnięciu przez populację drobnoustrojów określonego poziomu zagęszczenia. Ekspresja większości czynników wirulencji i metabolitów wtórnych podlega regulacji na poziomie wrażliwości kooperacyjnej u P. aeruginosa.

Rodzaj Acinetobacter łączy Gram-ujemne (czasami słabo odbarwione alkoholem po barwieniu według Grama) nieruchome (ruch w szarpnięciach można zaobserwować z powodu polarnie rozmieszczonych fimbrii o długości 10-15 mikronów i średnicy 6 mikronów) coccobacillus. Ściśle tlenowy, oksydazo-ujemny i katalazo-dodatni.

A. baumannii jest organizmem wodnym żyjącym w różnych sztucznych i naturalnych zbiornikach wodnych. Jednocześnie bakterie te są w stanie przetrwać na suchej powierzchni do 1 miesiąca.

W warunkach szpitalnych A. baumannii często kolonizuje roztwory do wielokrotnego użytku zewnętrznego, wewnętrznego i pozajelitowego. MO ma niską zjadliwość. Często można go wyizolować ze skóry i plwociny pacjentów, ran, moczu, co z reguły nie wskazuje na infekcję, ale kolonizację.

Rozwój zakażenia Acinetobacter jest nietypowy, bardziej typowy dla pacjentów z obniżoną odpornością. Zakażenie jest bardziej tropikalne dla tkanek i narządów o dużej zawartości płynów (układ oddechowy i moczowy, płyn mózgowo-rdzeniowy, krew, płyn otrzewnowy). Objawia się w postaci szpitalnego zapalenia płuc, zakażeń związanych z przedłużającą się dializą otrzewnową, zakażeń odcewnikowych.

Obecność MO w wydzielinach oddechowych zaintubowanych pacjentów prawie zawsze wskazuje na kolonizację. Zapalenie płuc może być epidemiologicznie związane z kolonizacją sprzętu oddechowego lub płynów, zapaleniem opłucnej z systemami drenażowymi, posocznicą z cewnikami oraz innym sprzętem i roztworami infuzyjnymi.

Charakterystyczne cechy kolonizacji i częstość występowania zakażenia Acinetobacter przedstawiono w tabeli 1.

Izolacja MO

Pod względem mikrobiologicznym Pseudomonas aeruginosa jest mało wymagająca, rośnie na różnych podłożach sztucznych (ENDO, Kligler, Koda, Levin itp.) w normalnych warunkach, w temperaturze do 42°C (optymalnie - 37°C), nie fermentuje laktozy i tworzy gładkie, okrągłe kolonie o fluorescencyjnych zielonkawych, słodko pachnących kolorach. W rozmazie przygotowanym z czystej kultury pręciki mogą być ułożone pojedynczo, parami lub tworzyć krótkie łańcuchy. Specyficzną właściwością P. aeruginosa jest zjawisko „lizy tęczy”, a także zdolność do intensywnego wybarwiania podłoża (częściej na kolory niebiesko-zielone). Za pomocą diagnostyki serologicznej w stosunkowo krótkim czasie można wykryć zarówno antygeny czynnika zakaźnego, jak i przeciwciała wytwarzane w odpowiedzi na antygenową stymulację układu odpornościowego.

Istnieją MO związane z P. aeruginosa, takie jak S. maltophilia i B. cepacia, dla których wymagana jest prawidłowa diagnostyka różnicowa identyfikacji mikrobiologicznej. Wynika to z faktu, że S. maltophilia ma naturalną oporność na karbapenemy, B. cepacia na aminoglikozydy, a P. aeruginosa na nie naturalną wrażliwość (chociaż oporność może być nabyta).

Acinetobacter hoduje się na podłożach konwencjonalnych w zakresie temperatur 20-30°C, przy optymalnej temperaturze wzrostu 33-35°C; te MO nie potrzebują czynników wzrostu i nie są zdolne do denitryfikacji. Większość szczepów rośnie na podłożach mineralnych zawierających etanol, octan, pirogronian, mleczan jako jedyne źródło węgla i energii oraz sole amonowe lub azotany jako źródło azotu.

Identyfikacja. W praktycznym laboratorium wystarczy użyć minimalnego zestawu testów, aby zidentyfikować bakterie z rodzaju Acinetobacter i odróżnić je od innych Gram-ujemnych MO. W tym przypadku cechami definiującymi są: kształt komórek (ziarniaki lub małe pręciki), brak ruchliwości, charakter i zdolność wzrostu na podłożu MacConkeya (kolonie laktozo-ujemne małych i średnich rozmiarów), brak zmiany barwy wskaźnika na agarze poliwęglowodanowym Kliglera i alkalizacja podłoża, ujemny wynik testu z oksydazą cytochromową. Do różnicowania Acinetobacter spp. z innych oksydazo-ujemnych bakterii niefermentujących stosuje się dodatkowe testy. Identyfikacja gatunkowa Acinetobacter jest znacznie trudniejsza iz reguły nie jest przeprowadzana w rutynowej praktyce.

Odporność P. aeruginosa na AMP

Główne grupy antybiotyków o klinicznie istotnym działaniu przeciw Pseudomonas to β-laktamy, aminoglikozydy i fluorochinolony. Jednak P. aeruginosa ma wiele mechanizmów oporności:

• do aminoglikozydów - inaktywacja enzymatyczna, zmniejszona przepuszczalność, modyfikacja celu działania;
• do β-laktamowych AMP – zmiana struktury kanału porinowego (zmniejszenie przepuszczalności), hydroliza przez β-laktamazy, aktywne uwalnianie z udziałem białka OprM, modyfikacja celu działania PBP, zmiany w strukturze białko poriny OprD;
• na fluorochinolony – zmiana struktury celu działania (gyraza DNA), aktywacja układu wydalania (MexA-MexB-OprM), zmniejszenie przepuszczalności błon.

Szczególnie ważny jest fakt, że u 30-50% pacjentów polioporność P. aeruginosa rozwija się nawet przy monoterapii.

Odporność na Acinetobacter spp. do AMP

MO są oporne na wiele leków przeciwbakteryjnych, w zależności od źródła izolacji i gatunku. Szczepy pozyskane od pacjentów są bardziej oporne na antybiotyki niż bakterie wyizolowane z personelu medycznego lub obiektów środowiskowych, a oporność A. baumannii może być 10-20 razy większa niż minimalne stężenia hamujące (MIC) antybiotyków β-laktamowych ustalone dla A. lwoffii. Zdecydowana większość izolatów klinicznych jest oporna na penicylinę w dawce powyżej 100 IU / ml, a także na makrolidy, linkozamidy, chloramfenikol, cefalosporyny generacji I-II. Szczepy szpitalne stają się oporne na szerszy zakres leków przeciwbakteryjnych, ale pozostają stosunkowo wrażliwe na karbapenemy i amikacynę.

Odporność na Acinetobacter spp. na β-laktamowe AMP wiąże się z produkcją plazmidowych i chromosomalnych β-laktamaz, zmniejszeniem przepuszczalności struktur powierzchniowych komórek oraz zmianą struktury białek wiążących penicyliny.

Oporność izolatów Acinetobacter na aminoglikozydy wynika ze wszystkich trzech znanych grup enzymów modyfikujących aminoglikozydy: aminoacetylotransferaz, adenylotransferaz i fosforylaz, które są kontrolowane przez geny zlokalizowane na plazmidach i transpozonach.

Oporność na fluorochinolony występuje w wyniku modyfikacji bakteryjnej gyrazy DNA, w wyniku zmian w strukturze białka błony zewnętrznej i zmniejszenia penetracji leku do wnętrza komórki.

Oznaczanie wrażliwości na AMP

Leki pierwszego rzutu w określaniu antybiotykowrażliwości Pseudomonas spp. i Acinetobacter spp. są środkami o największej naturalnej aktywności.

Ceftazydym- jeden z głównych AMP stosowanych w leczeniu zakażeń wywołanych przez omawianą grupę mikroorganizmów.

cefepim przy poziomie naturalnej aktywności porównywalnym z ceftazydymem, w niektórych przypadkach zachowuje aktywność wobec MO opornych na ceftazydym.

Gentamycyna, Amikacyna. Aminoglikozydy nie są stosowane w monoterapii zakażeń wywołanych przez tę grupę bakterii, jednak w wielu przypadkach są niezbędnym składnikiem terapii skojarzonych.

cyprofloksacyna wśród fluorochinolonów jest uważany za lek z wyboru w leczeniu tej grupy zakażeń.

Meropenem, imipenem. Meropenem charakteryzuje się najwyższym poziomem aktywności w stosunku do tych MO, nieco ustępuje mu imipenem. Celowość włączenia obu karbapenemów tłumaczy się brakiem oporności krzyżowej między nimi w niektórych przypadkach.

Leki dodatkowe pod względem naturalnego działania z reguły ustępują antybiotykom pierwszego rzutu, jednak w wielu przypadkach, przede wszystkim ze względów ekonomicznych, mogą być stosowane w terapii. Ponadto należy wziąć pod uwagę, że bakterie niefermentujące różnią się istotnie poziomem naturalnej wrażliwości na AMP.

Aztreonam, cefoperazon na główne właściwości są zbliżone do ceftazydymu.

Cefoperazon/sulbaktam, tikarcylina/klawulanian. Inhibitory stosowane w terapii nie są w stanie zahamować aktywności większości β-laktamaz syntetyzowanych przez P. aeruginosa, dlatego preparaty złożone nie mają znaczących zalet w porównaniu z oryginalnymi antybiotykami. Jednocześnie cefoperazon/sulbaktam, jak również ampicylina/sulbaktam, mogą być wysoce skuteczne w leczeniu zakażeń Acinetobacter ze względu na wewnętrzną aktywność sulbaktamu.

karbenicylina. Ze względu na toksyczność i dużą częstość występowania oporności stosowanie karbenicyliny w leczeniu zakażeń wywołanych przez P. aeruginosa należy uznać za niewłaściwe.

Ponieważ ciężkie zakażenia wywołane przez Pseudomonas są wskazaniem do leczenia skojarzonego, przy przekazywaniu wyników badań mikrobiologicznych do kliniki wskazane jest wskazanie kombinacji antybiotyków najskuteczniejszej z mikrobiologicznego punktu widzenia.

Ogólne wymagania dotyczące pobierania próbek materiału i diagnostykę mikrobiologiczną przedstawiono w artykule „Klinicznie istotne patogeny zakażeń dróg oddechowych. Streszczenie klinicysty i mikrobiologa. Część 1. Pneumokoki ”(patrz nr 3 (04), 2006) .

Czynniki ryzyka i cechy infekcji

Ze względu na obecność wielu czynników wirulencji u P. aeruginosa, infekcje wywołane przez ten MO są potencjalnie bardziej zjadliwe niż te wywołane przez inne patogeny oportunistyczne.

Źródłem zakażenia są w pierwszej kolejności pacjenci z Pseudomonas aeruginosa, a także osoby towarzyszące. Istotnym czynnikiem rozprzestrzeniania się zakażenia Pseudomonas aeruginosa mogą być zanieczyszczone artykuły gospodarstwa domowego, roztwory, kremy do rąk, ręczniki do twarzy, narządów płciowych, pędzel do golenia itp. Do rzadkich czynników należy rozprzestrzenianie się infekcji poprzez narzędzia, urządzenia i sprzęt, które zostały zdezynfekowane, co okazało się nieskuteczne.

Pseudomonas aeruginosa atakuje głównie osoby z osłabionym układem odpornościowym: pacjentów hospitalizowanych z chorobami współistniejącymi, osoby starsze i dzieci. Szereg schorzeń, takich jak mukowiscydoza, oparzenia, białaczka, kamica moczowa, przebywanie na sztucznej wentylacji płuc (ALV) jest niezależnymi predysponującymi czynnikami ryzyka. Zestawienie stanów predysponujących do rozwoju zakażenia zawiera tabela 2.

Najpoważniejsze zakażenia szpitalne to respiratorowe zapalenie płuc. Czynniki ryzyka zapalenia płuc wywołanego przez P. aeruginosa obejmują wcześniejsze leczenie cefalosporynami trzeciej generacji, długotrwałą hospitalizację lub obturacyjną chorobę płuc. Śmiertelność w bakteriologicznie potwierdzonym respiratorowym zapaleniu płuc (zanieczyszczenie materiału pozyskanego z dolnych dróg oddechowych specjalnymi szczoteczkami, zabezpieczone przed zanieczyszczeniem górnych dróg oddechowych, powyżej 103 CFU/ml) wynosi 73%, a przy kolonizacji dolnych dróg oddechowych dróg oddechowych przez P. aeruginosa (zanieczyszczenie materiału mniejsze niż 103 CFU/ml) – 19%.

Przy dowolnej lokalizacji pierwotnego ogniska zakażenia wywołanego przez P. aeruginosa może rozwinąć się bakteriemia, co znacznie pogarsza rokowanie choroby. Według wieloośrodkowego europejskiego badania SENTRY częstość występowania bakteriemii wywołanej przez P. aeruginosa wynosi 5%. Jednocześnie ogólne wskaźniki śmiertelności wynoszą 40-75%, atrybucyjnie - 34-48%.

Rola P. aeruginosa w etiologii zakażeń pozaszpitalnych jest niewielka.

Długotrwała hospitalizacja lub terapia przeciwdrobnoustrojowa (zwłaszcza AMP o niskiej aktywności przeciw gronkowcom), obecność innych pacjentów skolonizowanych przez ten MO, a także w warunkach OIT stosowanie inwazyjnego sprzętu oddechowego lub cewnikowego predysponują do wystąpienia kolonizacji acinetobacter (a następnie infekcja).

Jak wspomniano powyżej, Acinetobacter spp. wpływać na pacjentów z obniżoną odpornością. Najczęściej te MO powodują zakażenia szpitalne. Wielu z nich jest stosunkowo leniwych, ale są niezwykle odporni na terapię.

Leczenie

Problem leczenia zakażeń Pseudomonas aeruginosa i Acinetobacter staje się z roku na rok coraz bardziej palący ze względu na wzrost częstości występowania, wzrost oporności MO i co za tym idzie spadek skuteczności terapii. W pulmonologii problem eradykacji danych MO jest częściej związany z takimi nozologiami, jak szpitalne zapalenie płuc i mukowiscydoza, rzadziej z przewlekłym ropnym zapaleniem oskrzeli, zapaleniem opłucnej i pozaszpitalnym zapaleniem płuc.

W ostatnich latach trwają prace nad stworzeniem szczepionek przeciwko pseudomonom, inhibitorów biofilmu i „quorum sensing”. Do niedawna standardowym sposobem leczenia zakażenia Pseudomonas aeruginosa były kombinacje cyprofloksacyny z ceftazydymem lub karbenicyliny z gentamycyną, często w połączeniu z piperacyliną. Aktualne dane wskazują jednak na znaczny wzrost oporności na dwa ostatnie wymienione leki, a także na karbapenemy. W związku z powyższym najskuteczniejsze mogą być następujące schematy leczenia:

• cyprofloksacyna + amikacyna;
• ceftazydym + amikacyna;
• ceftazydym + cyprofloksacyna + amikacyna.

Ponadto należy pamiętać o konieczności rutynowego monitorowania miejscowej wrażliwości i dokonywania odpowiednich korekt schematu leczenia.

Wybór antybiotyków w leczeniu Acinetobacter spp. Zakażenia szpitalne są również bardzo ograniczone i obejmują imipenem, meropenem, amikacynę w połączeniu ze skutecznym β-laktamem lub cyprofloksacyną. W leczeniu łagodnych infekcji ampicylina/sulbaktam może być skuteczna, głównie ze względu na niezależne działanie sulbaktamu. Jednak lekiem z wyboru w leczeniu ciężkich i umiarkowanych infekcji jest złożony antybiotyk cefoperazon/sulbaktam. Sulbaktam czterokrotnie zwiększa aktywność cefoperazonu i rozszerza jego spektrum działania, a MIC szczepów Acinetobacter opornych na cefoperazon (>128 g/l) zmniejsza się do 12,5 g/l. Jego skuteczność kliniczna została potwierdzona w wielu wieloośrodkowych badaniach.

W razie potrzeby można zastosować następujące kombinacje:

• cefoperazon/sulbaktam + amikacyna;
• karbapenem + amikacyna.

Według Go i Cunha (1999) lekami, które również mają działanie przeciwkwasowe, są kolistyna, polimyksyna B, ryfampicyna, mino- i tygecyklina.

W leczeniu zakażeń wywołanych przez P. aeruginosa i Acinetobacter spp. ostatnio aktywnie rozważa się możliwość zastosowania nowych fluorochinolonów. Lewofloksacyna była pod tym względem najobszerniej badana i była już zalecana w szeregu standardowych schematów leczenia w różnych krajach.

Jako przykład przedstawiamy schemat leczenia szpitalnego zapalenia płuc z naszego ostatniego artykułu oraz schemat leczenia ciężkiego pozaszpitalnego zapalenia płuc z ryzykiem zakażenia Pseudomonas aeruginosa z Amerykańskiego protokołu leczenia pozaszpitalnego zapalenia płuc ASCAP 1 -2005 (tab. 3,).

Wniosek

P. aeruginosa i Acinetobacter spp. są uważane za jedne z najbardziej „problematycznych” patogenów. W praktyce pulmonologicznej i terapeutycznej mają one znaczenie w tak ciężkich stanach, jak szpitalne i respiratorowe zapalenie płuc, mukowiscydoza. Te MO charakteryzują się znacznym zakresem naturalnej odporności, ale, co najważniejsze, szybko rozwijającym się poziomem odporności nabytej. Jednocześnie wiele szczepów wykazuje jednocześnie oporność na wszystkie główne grupy AMP (wielooporność). W niektórych przypadkach lekarz znajduje się w impasie z powodu braku wyboru.

Powoduje to uzasadniony niepokój naukowego środowiska medycznego, wymaga dużej i skoordynowanej pracy w celu monitorowania stanu wrażliwości, stworzenia recept i standardów stosowania AMP, opracowania nowych środków przeciwdrobnoustrojowych, szczepionek i leków o innych mechanizmach działania, które mogłyby rozwiązać problem wielolekoopornych Gram-ujemnych mikroorganizmów niefermentujących, takich jak Pseudomonas aeruginosa i Acinetobacterium.

1 Wybór antybiotyków i skuteczne leczenie pozaszpitalnego zapalenia płuc (ASCAP).

Lista referencji znajduje się w artykule redakcyjnym

Zakażenia wywołane przez Acinetobacter baumannii: czynniki ryzyka, diagnostyka, leczenie, sposoby profilaktyki /

Białoruski Państwowy Uniwersytet Medyczny Instytut Badawczy Chemioterapii Antybakteryjnej, Smoleńska Państwowa Akademia Medyczna, Federacja Rosyjska

Gorbich UL, Karpov I.A., Krechikova O.I.

Infekcje wywołane przezAcinetobacter baumannii: czynniki ryzyka, diagnostyka, leczenie, metody profilaktyki

Zakażenia szpitalne (łac. nosokomium szpital, grecki nosocmeo- szpital, opieka nad pacjentem) - są to zakażenia, które rozwinęły się u pacjenta co najmniej 48 godzin po hospitalizacji, pod warunkiem, że zakażenie nie istniało i nie było w okresie inkubacji w chwili przyjęcia do szpitala; zakażenia wynikające z wcześniejszej hospitalizacji, a także choroby zakaźne pracowników medycznych związane z ich działalnością zawodową.

Według różnych autorów liczba pacjentów, u których rozwijają się zakażenia szpitalne, waha się od 3 do 15%. ?. Spośród nich 90% jest pochodzenia bakteryjnego; znacznie rzadziej występują patogeny wirusowe, grzybicze i pierwotniaki.

Od początku ery antybiotyków do lat 60-tych XX wieku. Około 65% zakażeń szpitalnych (HAI) miało charakter gronkowcowy. Wraz z pojawieniem się w arsenale lekarzy leków przeciwbakteryjnych stabilnych na penicylinazę, zeszły one na dalszy plan, ustępując miejsca infekcjom wywołanym przez bakterie Gram-ujemne.

Obecnie, pomimo nieznacznie zwiększonej roli etiologicznej drobnoustrojów Gram-dodatnich i grzybów jako patogenów zakażeń szpitalnych, szczepy drobnoustrojów Gram-ujemnych wykazujące wielokrotną oporność na leki przeciwbakteryjne stanowią poważny problem w szpitalach na całym świecie. Według wielu autorów ich częstość waha się od 62 do 72% wszystkich zakażeń szpitalnych. Najbardziej istotnymi patogenami wszystkich zakażeń szpitalnych (z wyjątkiem angiogennych) i sepsy są mikroorganizmy z rodziny Enterobacteriaceae i bakterie niefermentujące, które obejmują Pseudomonasaeruginoza oraz Acinetobacterspp. .

Najbardziej klinicznie znaczący gatunek z rodzaju Acinetobacter jest Acinetobacter baumannii(genotyp 2), który powoduje 2-10% zakażeń Gram-ujemnych w Europie i USA, do 1% wszystkich zakażeń szpitalnych.

Czynniki ryzyka

Jako częsty czynnik ryzyka zakażeń wywołanych przez A. baumannii, przydzielić:

Męska płeć;

Starszy wiek;

Obecność współistniejących chorób (złośliwe choroby krwi, niewydolność sercowo-naczyniowa lub oddechowa, rozsiane wykrzepianie wewnątrznaczyniowe);

Czas stosowania inwazyjnych metod leczenia i monitorowania (wentylacja powyżej 3 dni; podawanie leków wziewnie; wprowadzenie sondy nosowo-żołądkowej; tracheostomia; cewnikowanie pęcherza, żyły centralnej, tętnicy, operacja);

Przedłużony pobyt w szpitalu lub na oddziale intensywnej terapii (OIOM);

Wcześniejsza antybiotykoterapia cefalosporynami, fluorochinolonami lub karbapenemami.

Operacja przed przyjęciem na OIT zwiększa ryzyko infekcji około 5-krotnie.

Jako czynniki ryzyka zakażenia szczepem opornym na karbapenemy A. baumannii dla dorosłych opisano dotychczas: duży rozmiar szpitala (ponad 500 łóżek); hospitalizacja na OIT lub hospitalizacja ze wskazań nagłych; długi pobyt w szpitalu; duże zagęszczenie pacjentów z CRAB na oddziale; Męska płeć; immunosupresja; IVL, cewnikowanie dróg moczowych lub tętnic, hemodializa; niedawna operacja; pulsacyjne płukanie ran; wcześniejsze stosowanie meropenemu, imipenemu lub ceftazydymu.

W Republice Białoruś jako czynniki ryzyka kolonizacji/zarażenia izolatami szpitalnymi Acinetobacter baumannii, opornych na antybiotyki z grupy karbapenemów, wcześniejsze stosowanie karbapenemów „antypseudomonalnych”, cewnikowanie dróg moczowych, hospitalizację na oddziale nieleczniczym oraz wiek poniżej 40 lat (tab. 1).

Tabela 1 Czynniki ryzyka kolonizacji/zakażenia szczepem opornym na karbapenemy A. baumannii w szpitalnych organizacjach opieki zdrowotnej w Mińsku(dane osobowe niepublikowane)

* Iloraz szans (OR) – definiowany jako stosunek szans zajścia zdarzenia w jednym do prawdopodobieństwa zajścia zdarzenia w innym lub jako stosunek szans zajścia zdarzenia do prawdopodobieństwa, że ​​zdarzenie nie nastąpi; ** meropenem, imipenem, dorypenem.

Związane z Acinetobacter

infekcje

A. baumannii w większości przypadków powoduje chorobę u ciężko chorych pacjentów z obniżoną odpornością. Drobnoustroj ten może powodować infekcje dróg oddechowych (zapalenie zatok, zapalenie tchawicy i oskrzeli, zapalenie płuc), przepływu krwi (posocznica, zapalenie wsierdzia naturalnych i sztucznych zastawek), dróg moczowych, zakażenia ran i zabiegów chirurgicznych, zakażenia skóry i tkanek miękkich (w tym martwicze zapalenie powięzi) , układ nerwowy (zapalenie opon mózgowych, zapalenie komór, ropień mózgu), wewnątrzbrzuszny (ropnie o różnej lokalizacji, zapalenie otrzewnej), układ mięśniowo-szkieletowy (zapalenie kości i szpiku, zapalenie stawów).

Według własnych badań przeprowadzonych w 15 szpitalnych zakładach opieki zdrowotnej w Mińsku, w strukturze A. baumannii zakażenia towarzyszące są zdominowane przez zakażenia krwi, stanowiące 39,4% wszystkich zakażeń wywołanych przez ten patogen. Drugie miejsce zajmują zakażenia dróg oddechowych (35,4%), trzecie (19,7%) zakażenia skóry i tkanek miękkich (w tym zakażenia rany operacyjnej). Zapalenie kości i szpiku obserwowano w 4,7% przypadków, infekcje dróg moczowych – w 0,8% przypadków.

Infekcje krwi. Objawy kliniczne zakażeń krwi wywołanych przez A. baumannii, wahają się od przejściowej bakteriemii do bardzo ciężkiej choroby z wysoką śmiertelnością. Bramami infekcji są najczęściej drogi oddechowe, jednak przy pierwotnym rozwoju procesu septycznego główną rolę odgrywają cewniki wewnątrznaczyniowe. Rzadziej bramkami wejściowymi są drogi moczowe, skóra i tkanki miękkie, rany oparzeniowe, narządy jamy brzusznej oraz ośrodkowy układ nerwowy. Posocznica szpitalna spowodowana A. baumannii, w 73% przypadków rozwija się po 15 dniu hospitalizacji. Wstrząs septyczny rozwija się u około 30% pacjentów z posocznicą wywołaną przez Acinetobacter. Jednocześnie pacjenci z bakteriemią związaną z cewnikami wewnątrznaczyniowymi mają lepsze rokowanie, prawdopodobnie dlatego, że po usunięciu cewnika można wyeliminować z organizmu źródło zakażenia.

Czynniki ryzyka rozwoju zakażeń krwi wywołanych przez A. baumannii, to: hospitalizacja w nagłych wypadkach, przedłużony pobyt w szpitalu, wcześniejsza kolonizacja gronkowcami, wysoki odsetek zabiegów inwazyjnych, wentylacja mechaniczna, zaawansowany wiek lub wiek poniżej 7 dni, masa ciała poniżej 1500 g (dla noworodków), immunosupresja, choroby nowotworowe, niewydolność krążenia, niewydolność nerek, niewydolność oddechowa w chwili przyjęcia na OIT, przebyty epizod posocznicy, która rozwinęła się na OIT, przebyta antybiotykoterapia (zwłaszcza ceftazydym lub imipenem).

Infekcje dróg oddechowych. A. baumannii, wraz z Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonasmaltofilia i MRSA jest czynnikiem etiologicznym późnych (rozwijających się później niż 5 dni po hospitalizacji) epizodów szpitalnego zapalenia płuc. Oprócz czasu wystąpienia zakażenia, ważna jest również wcześniejsza antybiotykoterapia oraz hospitalizacja w ciągu ostatnich 60 dni.

Szpitalne zapalenie płuc związane z Acinetobacter jest najczęściej polisegmentalne. Można zaobserwować tworzenie się jam w płucach, wysięk opłucnowy, powstawanie przetoki oskrzelowo-opłucnowej.

Niezależne czynniki ryzyka rozwoju VAP wywołane przez A. baumannii to przebyta antybiotykoterapia i obecność zespołu ostrej niewydolności oddechowej. Przebyty epizod sepsy, stosowanie leków przeciwbakteryjnych przed rozwojem zakażenia (zwłaszcza imipenemu, fluorochinolonów i cefalosporyn III generacji, piperacylina/tazobaktam), czas trwania wentylacji mechanicznej powyżej 7 dni, retubacja, długość pobytu w szpitalu są identyfikowane jako czynniki ryzyka rozwoju VAP wywołanego szczepem wielolekoopornym A. baumannii .

A. baumannii jest trzecią najczęstszą przyczyną szpitalnego zapalenia tchawicy i oskrzeli (NTB) u pacjentów wentylowanych mechanicznie, powodując odpowiednio 13,6 i 26,5% przypadków NTB u pacjentów z patologią chirurgiczną i terapeutyczną. Rozwój NTP istotnie doprowadził do wydłużenia czasu pobytu na OIT i czasu trwania wentylacji mechanicznej, nawet w przypadkach, gdy u chorych później nie rozwinęło się szpitalne zapalenie płuc.

Infekcje skóry i tkanek miękkich. A.baumannii jest znaczącym patogenem w urazach, oparzeniach, a także w związku z powikłaniami infekcyjnymi ran pooperacyjnych. Zakażenia skóry i tkanek miękkich wywołane przez A. baumannii, w większości przypadków są powikłane bakteriemią.

Acinetobacteria są zdolne do wywoływania infekcji podskórnej tkanki tłuszczowej w miejscu wprowadzenia cewnika dożylnego, którego ustąpienie można osiągnąć dopiero po jego usunięciu.

Infekcje układu nerwowego. Acinetobacter baumannii może powodować szpitalne zapalenie opon mózgowych, ropnie mózgu. Zapalenie opon mózgowych może rozwinąć się ostro lub mieć stopniowy początek. Na skórze może wystąpić wybroczynowa wysypka (do 30% przypadków). Zmiany w płynie mózgowo-rdzeniowym w zapaleniu opon mózgowo-rdzeniowych wywołane przez A. baumannii nie różnią się od odpowiadających im zmian w zapaleniu opon mózgowo-rdzeniowych o innej etiologii i są reprezentowane przez: pleocytozę z przewagą neutrofili, wzrost poziomu białka i kwasu mlekowego oraz spadek poziomu glukozy.

Czynnikami ryzyka rozwoju zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych wywołanych przez acinetobacter są: pilna interwencja neurochirurgiczna, ventriculostomia zewnętrzna (szczególnie wykonywana przez ≥ 5 dni), obecność przetoki mózgowo-rdzeniowej oraz nieracjonalne stosowanie leków przeciwbakteryjnych na OIT neurochirurgii.

Infekcje dróg moczowych (ZUM). Pomimo częstej kolonizacji dolnych dróg moczowych Acinetobacterium rzadko jest czynnikiem etiologicznym ZUM. Acinetobacter spp.. wyróżniają się w 1-4,6% przypadków szpitalnych ZUM.

Czynnikami ryzyka ZUM związanych z Acinetobacter są obecność cewnika w pęcherzu moczowym i kamica nerkowa.

inne infekcje. Acinetobacteria powodują zapalenie otrzewnej u pacjentów poddawanych długotrwałej ambulatoryjnej dializie otrzewnowej; a także zapalenie dróg żółciowych na tle cholangiografii przezwątrobowej lub drenażu dróg żółciowych. Zapalenie kości i szpiku oraz zapalenie stawów wywołane przez A. baumannii związane z wprowadzeniem sztucznych implantów lub urazem. Opisano również zmiany w oku związane z Acinetobacter związane z zanieczyszczeniem miękkich soczewek kontaktowych (owrzodzenie i perforacja rogówki). Możliwe jest rozwinięcie innych zmian narządu wzroku od zapalenia spojówek do zapalenia wnętrza gałki ocznej.

Diagnoza i definicja

wrażliwość na antybiotyki

W praktyce klinicznej zakażenia wywołane przez A. baumannii, poprzedzone kolonizacją skóry, dróg oddechowych i moczowych, przewodu pokarmowego pacjentów. Znacząca dystrybucja A. baumannii jako drobnoustroju kolonizującego wymaga obiektywnej oceny sytuacji podczas izolacji z materiału biologicznego pacjenta. Jednocześnie należy zauważyć, że selekcja Acinetobacterspp. jako drobnoustroju kolonizującego ma znaczenie prognostyczne dla ustalenia etiologii późniejszego zakażenia szpitalnego (wartość predykcyjna dodatnia/ujemna – odpowiednio 94/73% dla VAP, 43/100% dla zakażeń krwi).

Diagnostyka zakażeń szpitalnych, m.in. A. baumannii-związane, z klinicznego punktu widzenia, umownie dzieli się na 4 etapy:

1. Pobieranie i transport materiału klinicznego.

2. Identyfikacja patogenu.

3. Określenie znaczenia etiologicznego wyizolowanego mikroorganizmu.

4. Oznaczanie wrażliwości na leki przeciwdrobnoustrojowe i interpretacja wyników.

Właściwe gromadzenie i transport materiału klinicznego może zminimalizować prawdopodobieństwo niedokładnych wyników badań laboratoryjnych, a tym samym ograniczyć „niewłaściwe” przepisywanie środków przeciwdrobnoustrojowych.

Ogólne zasady pobierania materiału klinicznego do badań mikrobiologicznych (z późniejszymi zmianami):

1. Pobranie w miarę możliwości należy przeprowadzić przed rozpoczęciem antybiotykoterapii. Jeśli pacjent otrzymuje już antybiotykoterapię, to klinika Materiał należy pobrać bezpośrednio przed kolejnym podaniem leku.

2. Materiał do badań bakteriologicznych należy pobrać bezpośrednio ze źródła zakażenia. Jeśli nie jest to możliwe, należy użyć innego istotnego klinicznie materiału biologicznego.

3. Ściśle przestrzegać zasad aseptyki, unikając zanieczyszczenia materiału obcą mikroflorą.

4. Do pobrania wydzieliny z rany, wymazów z błon śluzowych, z oka, ucha, nosa, gardła, kanału szyjki macicy, pochwy, odbytu należy użyć sterylnych wacików bawełnianych. Do krwi, ropy, płynu mózgowo-rdzeniowego i wysięków - sterylne strzykawki i specjalistyczne media transportowe; na plwocinę, mocz, kał - sterylne szczelnie zamknięte pojemniki.

5. Ilość materiału musi być wystarczająca do opracowania.

6. Materiał natywny dostarczany jest do laboratorium w możliwie najkrótszym terminie (nie później niż 1,5-2 godziny po jego otrzymaniu). Dopuszcza się przechowywanie materiału w lodówce w temperaturze 4°C (z wyjątkiem uzyskanego materiału biologicznego z normalnie sterylnych miejsc: płyn mózgowo-rdzeniowy, krew, płyn dostawowy i opłucnowy). W przypadku stosowania nośników transportowych materiał kliniczny można przechowywać przez 24-48 godzin.

7. Płynny materiał biologiczny można transportować bezpośrednio w strzykawce, na czubek której zakłada się sterylny kapturek lub zagiętą igłę.

Identyfikacja czynnika sprawczego. Rodzaj Acinetobacter(rodzina Moraxellaceae) składa się z ściśle tlenowych, nieruchomych Gram-ujemnych, niefermentujących laktozy, oksydazo-ujemnych, katalazo-dodatnich kokkobakterii o wielkości 1-1,5 x 1,5-2,5 mikrona, utleniających glukozę do kwasu tylko w obecności tlenu i zdolnych do wzrostu na zwykłych pożywki. Na gęstych pożywkach kolonie są gładkie, nieprzezroczyste, nieco mniejsze niż przedstawiciele enterobakterii.

Drobnoustroje te mają typowe formy morfologiczne w rozmazach wykonanych z materiału klinicznego lub płynnych pożywek. Podczas wzrostu na gęstym podłożu w obecności antybiotyków w rozmazach bakterie mają kształt pałeczki. Niektóre izolaty Acinetobacteria mogą zachowywać fiolet krystaliczny, słabo odbarwiać się w barwieniu metodą Grama, co prowadzi do błędnej interpretacji ich jako bakterii Gram-dodatnich.

Interpretacja wyników(ze zmianami i uzupełnieniami). Według głębokiego przekonania autorów, wiarygodnym kryterium zakażenia związanego z oportunistyczną mikroflorą szpitalną, m.in. Acinetobacter baumannii, to izolacja kultury ze sterylnego źródła.

Krew. Materiał do badania należy pobrać z co najmniej dwóch żył obwodowych w różnych fiolkach. Nie pobierać krwi z cewnika żylnego, chyba że podejrzewa się zakażenie związane z cewnikiem. Porównując hodowle dwóch próbek krwi pobranych z cewnika i żyły obwodowej i zaszczepionych metodą ilościową, uzyskanie wzrostu kolonii z cewnika przekraczającego liczbę identycznych kolonii 5-10 razy w stosunku do liczby identycznych kolonii z posiewów krwi żylnej wskazuje obecność infekcji związanej z cewnikiem.

Trunek. Wybór A. baumannii przy niskich stężeniach utrudnia interpretację wyników, zwłaszcza na oddziałach, gdzie mikroorganizm ten często kolonizuje skórę pacjentów. Prawdopodobieństwo jego znaczenia etiologicznego znacznie wzrasta w przypadku izolacji gronkowcowych z płynu mózgowo-rdzeniowego u pacjentów z istniejącym zakażeniem wywołanym przez A.baumannii poza ośrodkowym układem nerwowym (tzw. wtórne zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych), po zabiegach neurochirurgicznych, u pacjentów z penetrującymi urazami czaszki, zwłaszcza na tle istniejących czynników ryzyka zakażeń wywołanych przez Acinetobacter.

Interpretacja znaczenia klinicznego gronkowca izolowanego z niesterylnych loci jest procesem wieloczynnikowym, zależnym od kwalifikacji lekarza, mikrobiologa, specjalisty, który pobrał materiał, oraz stanu pacjenta. Poniższe kryteria są w pewnym stopniu warunkowe, ale jednocześnie zwiększają prawdopodobieństwo właściwej interpretacji wyizolowanego mikroorganizmu jako czynnika kolonizującego lub czynnika zakaźnego.

Plwocina. Izolacja acinetobacteria w ilości ³ 10 6 jtk/ml (z popłuczyn oskrzelowych ³ 10 4 jtk/ml) ma znaczenie diagnostyczne pod warunkiem przestrzegania zasad pobierania plwociny. Jednak wartości te nie są bezwzględne, ponieważ na tle antybiotykoterapii zmniejsza się liczba przyczynowo istotnych bakterii w plwocinie i odwrotnie, zwiększa się stężenie kolonizującej mikroflory.

Podczas badania plwociny jej bakterioskopia jest obowiązkowa, ponieważ pozwala ocenić jakość pobranego materiału. Obecność więcej niż 10 komórek nabłonkowych i/lub mniej niż 25 leukocytów polimorfojądrowych w jednym polu widzenia przy małym powiększeniu wskazuje na zanieczyszczenie próbki śliną, dlatego dalsze badanie tego materiału jest niewłaściwe. W takim przypadku należy ponownie pobrać plwocinę zgodnie ze wszystkimi zasadami pobierania próbek.

Materiał do zakażenia rany. Należy wykluczyć możliwość zanieczyszczenia badanego materiału izolatami. A. baumannii z powierzchni skóry, zwłaszcza podczas używania tamponów. Podczas izolowania kultur mieszanych należy preferować mikroorganizmy wyizolowane w wyższych stężeniach.

Mocz. Diagnostycznie istotna jest izolacja bakterii w stężeniu ³ 10 5 CFU/ml w obecności objawów choroby. Podczas pobierania moczu bezpośrednio z pęcherza bez cewnikowania dróg moczowych izolacja acinetobacteria w dowolnym mianie jest uważana za istotną. Obecność trzech lub więcej rodzajów mikroorganizmów w wysokich stężeniach wskazuje na zanieczyszczenie podczas pobierania moczu lub niewłaściwego przechowywania.

Dodatkowy marker o znaczeniu etiologicznym Acinetobacter baumannii jest dodatnią dynamiką ogólnego stanu pacjenta na tle terapii przeciwciciowej.

Interpretacja antybiogramu(ze zmianami i uzupełnieniami). Po otrzymaniu wyników badania patogenu pod kątem wrażliwości na leki przeciwbakteryjne, terapii etiotropowej nie należy przepisywać formalnie, opierając się wyłącznie na wskazaniach antybiogramu. Wrażliwość organizmu na określony lek przeciwdrobnoustrojowy in vitro nie zawsze koreluje z jego działalnością na żywo. Może to wynikać zarówno z indywidualnej charakterystyki farmakokinetyki i/lub farmakodynamiki leku u tego konkretnego pacjenta, jak i z błędów w metodologii badań, jakości użytych materiałów itp.

Analizując antybiogram, nie należy zwracać uwagi na konkretny lek (leki), na który patogen jest wrażliwy/oporny, ale na całość obrazu. Umożliwia to, poprzez porównanie prawdopodobnego fenotypu oporności Acinetobacteria z rzeczywistymi danymi, skorygowanie tych ostatnich, unikając w ten sposób przepisywania nieskutecznych leków.

W szczególności, aby zidentyfikować szczepy wytwarzające beta-laktamazy o rozszerzonym spektrum działania (ESBL), należy zwrócić uwagę na wrażliwość patogenu na cefoksytynę i aztreonam. Jeśli izolat wytwarza ESBL, cefoksytyna pozostaje aktywna, ale aztreonam nie. W takim przypadku izolat należy uznać za oporny na wszystkie cefalosporyny I-IV generacji i aztreonam, niezależnie od rzeczywistych wyników antybiogramu. Jeśli szczep jest oporny na cefoksytynę, ale wrażliwy na aztreonam, jest producentem chromosomalnych beta-laktamaz. W takim przypadku cefalosporyny IV generacji mogą zachować swoje działanie.

Jeśli wrażliwość jest określana tylko na jeden z karbapenemów „antypseudomonalnych”, nie należy oceniać wrażliwości innych karbapenemów przez analogię. Różni przedstawiciele karbapenemów są nierówno podatni na działanie jednego lub drugiego mechanizmu oporności. A. baumannii, oporne na przykład na meropenem, mogą pozostać wrażliwe na imipenem i/lub doripenem i vice versa.

Jeśli zostanie wykryty szczep oporny na kolistynę, wynik ten należy traktować z ostrożnością, a wrażliwość należy ponownie zbadać, przeprowadzając równolegle testy szczepów kontrolnych.

W odniesieniu do aminoglikozydów interpretacyjna ocena profilu antybiotyku jest niezwykle trudna ze względu na dużą liczbę enzymów modyfikujących aminoglikozydy oraz zmienność ich profilu substratowego. Dlatego w przypadku aminoglikozydów dopuszczalna jest szeroka gama kombinacji wrażliwości/oporności w ramach jednej klasy.

Większość izolatów klinicznych A. baumannii oporne na fluorochinolony i chloramfenikol, dlatego należy zachować ostrożność przy wyborze tych leków jako leków etiotropowych w leczeniu zakażeń wywołanych przez Acinetobacter, pomimo wyników oznaczania wrażliwości na antybiotyki. Ponadto ocena czułości Acinetobacter baumannii na chinolony, należy wziąć pod uwagę fakt, że jedna mutacja w genie gyrazy DNA (gyrA) lub topoizomerazy IV (parC) jest wystarczająca do powstania oporności na chinolony niefluorowane. Mutacje w obu genach są wymagane do rozwoju oporności na fluorochinolony. Dlatego też, uzyskując wyniki antybiogramu wskazujące na wrażliwość szczepu na kwas nalidyksowy lub pipemidowy przy jednoczesnej oporności na fluorowane chinolony, należy podchodzić do tego antybiogramu jako całości z dużym sceptycyzmem.

Przy interpretacji gramów antybiotyków należy również wziąć to pod uwagę Acinetobacterspp. na ogół mają naturalną oporność na cefalosporyny I i II generacji, naturalne i aminopenicyliny, trimetoprim, fosfamycynę.

Scharakteryzować opór Acinetobacter baumannii Zaleca się stosowanie następujących terminów:

rezystancyjny ( odporny) Acinetobacterbaumannii- niewrażliwe na jeden lek przeciwdrobnoustrojowy;

Wieloodporny ( wielolekowy- odporny - MDR) Acinetobacterbaumannii- niewrażliwe na ³ 1 lek z ³ 3 klas wymienionych w tab. 2;

Tabela 2. Środki przeciwdrobnoustrojowe stosowane do klasyfikacji Acinetobacter spp. w zależności od stopnia oporu

Klasa	Antybakteryjne
aminoglikozydy	Gentamycyna
	Tobramycyna
	Amikacyna
	Netilmycyna
Karbapenemy „antypseudomonalne”.	Imipenem
	Meropenem
	Dorypenem
„Antypseudomonalne” fluorochinolony	cyprofloksacyna
	Lewofloksacyna
Penicyliny „antypseudomonalne” + inhibitory β-laktamazy	Piperacylina/Tazobaktam
	Tikarcylina/klawolanian
Cefalosporyny	Cefotaksym
	Ceftriakson
	Ceftazydym
Inhibitory metabolizmu kwasu foliowego	Ko-trimoksazol
Monobaktamy	Aztreonam
beta-laktamy + sulbaktam	ampicylina-sul-
	cefoperazon-sul-
polimyksyny	Kolistyna
	Polimyksyna B
tetracykliny	tetracyklina
	doksycyklina
	minocyklina

bardzo odporny ( obszernielek- odporny - XDR) Acinetobacterbaumannii- niewrażliwe na ³ 1 lek w ³ 8 klasach wymienionych w tab. 2;

odporne na panowanie ( pandrug- odporny - PDR) Acinetobacterbaumannii- niewrażliwe na wszystkie wymienione w tabeli. 2 środki przeciwdrobnoustrojowe.

Podczas analizy antybiogramu nie mniej ważna niż interpretacja jakościowej charakterystyki oporności jest ocena minimalnego stężenia hamującego (MIC). W niektórych przypadkach, zwłaszcza gdy mikroorganizm jest średniooporny (tj. wartość MIC przekracza próg czułości, ale nie osiąga progu oporności), na podstawie charakterystyki farmakokinetycznej leku możliwe jest osiągnięcie stężenie leku przekraczające MIC w ognisku zakażenia, przy przepisywaniu dawki maksymalnej i/lub stosowaniu przedłużonego schematu podawania. W szczególności, zgodnie z randomizowanymi kontrolowanymi badaniami, stałe stężenie leku, osiągane w surowicy przy ciągłym podawaniu, jest 5,8 razy wyższe niż minimalne stężenie, które osiąga się przy schemacie przerywanym. Z kolei w badaniu D. Wanga, porównując stosowanie meropenemu w dawce 1 g co 8 godzin dożylnie podczas godzinnego wlewu i w dawce 0,5 g co 6 godzin podczas trzygodzinnego wlewu w leczeniu respiratorowego zapalenia płuc wywołanego przez szczepy wielolekooporne A. baumannii stwierdzono, że stężenie leku w surowicy krwi przekraczało MIC odpowiednio przez 54 i 75,3% czasu między wstrzyknięciami; koszt antybiotykoterapii był istotnie 1,5-krotnie niższy w drugiej grupie. w tabeli. 3 przedstawia kryteria interpretacji wrażliwości według MIC i odpowiadające im strefy zahamowania wzrostu mikroorganizmów na pożywce stałej zgodnie z zaleceniami Komisji Europejskiej dotyczącymi oznaczania wrażliwości na leki przeciwdrobnoustrojowe ( Europejski Komitet ds. Badania Wrażliwości Drobnoustrojów (EUCAST).

Tabela 3 Kryteria interpretacji wrażliwości Acinetobacter spp.. na środki przeciwdrobnoustrojowe według MIC i stref opóźnienia wzrostu (EUCAST)

Antybakteryjnenarkotyk	MIC (mg/l)		na dysku (mcg)		Strefa karłowatości(mm)
Karbapenemy
Dorypenem
Imipenem
Meropenem
Fluorochinolony
cyprofloksacyna
Lewofloksacyna
aminoglikozydy
Amikacyna
Gentamycyna
Netilmycyna
Tobramycyna
kolistyna*
Trimetoprim-sulfametoksazol

* Słabo dyfunduje do stałych pożywek. Wyłącznie definicja IPC!

Leczenie

Terapia zakażeń szpitalnych wywołanych przez Acinetobacter baumannii, odbywa się zgodnie z ogólnymi zasadami postępowania w zakażeniach związanych z opieką zdrowotną (ryc. 1). Empiryczne zalecenie terapii antyacinetobacter w przypadku podejrzenia rozwoju zakażenia szpitalnego jest uzasadnione w tych organizacjach opieki zdrowotnej lub ich oddziałach strukturalnych, w których A. baumannii jest jednym z wiodących czynników sprawczych tych zakażeń, biorąc pod uwagę czynniki ryzyka.

Ocenę skuteczności prowadzonej terapii należy przeprowadzić po 48-72 godzinach od jej rozpoczęcia, niezależnie od tego, czy terapia została przepisana empirycznie, czy po wyizolowaniu patogenu. Powinna opierać się na dynamice obrazu klinicznego i wynikach badań mikrobiologicznych (także powtarzanych), a obraz kliniczny powinien być dominującym czynnikiem oceny.

Pomimo szeregu badań wskazujących na możliwość skrócenia czasu antybiotykoterapii, nie należy skracać czasu antybiotykoterapii w przypadku zakażeń wywołanych przez A. baumannii. I tak w wieloośrodkowym badaniu z randomizacją stwierdzono, że skrócenie czasu leczenia przeciwbakteryjnego VAP wywołanego przez niefermentujące drobnoustroje Gram-ujemne z 15 do 8 dni wiąże się ze wzrostem częstości nawrotów.

Przy wyborze terapii należy wziąć pod uwagę, że na świecie najbardziej aktywne leki przeciwbakteryjne w stosunku do A. baumannii są sulbaktam, karbapenemy, aminoglikozydy, polimyksyny, tygecyklina i minocyklina. Jednak wybór konkretnego środka przeciwbakteryjnego, który można zastosować w terapii empirycznej A. baumannii-zakażenia towarzyszące powinny opierać się na lokalnych danych z oddziału lub organizacji opieki zdrowotnej, w której rozwinęło się zakażenie szpitalne.

W przypadku wskazania antybiotykoterapii po izolacji gronkowców z materiału patologicznego wybór antybiotyku powinien opierać się na antybiogramie z uwzględnieniem analizy interpretacyjnej jego wyników (sekcja „Diagnostyka i oznaczanie wrażliwości na leki przeciwdrobnoustrojowe”) .

Sulbaktam. Sulbaktam jest obecnie lekiem z wyboru w leczeniu zakażeń wywołanych przez Acinetobacter. W Republice Białorusi 84,8% izolatów szpitalnych jest wrażliwych na ten lek przeciwdrobnoustrojowy A. baumannii.

Sulbaktam ma wewnętrzną aktywność przeciwbakteryjną przeciwko A. baumannii, który jest niezależny od leku beta-laktamowego w połączeniu z nim.

W eksperymentalnych badaniach na zwierzętach skuteczność sulbaktamu była porównywalna ze skutecznością karbapenemów przeciwko wrażliwym na karbapenemy gronkowcom. W badaniach klinicznych połączenie sulbaktamu/beta-laktamu wykazało podobną skuteczność w porównaniu z karbapenemami w VAP i posocznicy wywołanej przez izolaty wielolekooporne. A. baumannii. Wyniki leczenia wielolekoopornej sepsy A. baumannii po zastosowaniu sulbaktamu nie różniły się od wyników leczenia innymi lekami przeciwbakteryjnymi w przypadku sepsy wywołanej przez nieoporne A. baumannii .

Przy podawaniu pozajelitowym stężenie sulbaktamu w surowicy krwi wynosi 20-60 mg / l, w tkankach - 2-16 mg / l. Optymalny schemat dawkowania sulbaktamu to 2 g we wlewie 30-minutowym po 6 h lub 1 g we wlewie 3-godzinnym po 6-8 h. Przy stosowaniu dużych dawek sulbaktamu (3 g na wstrzyknięcie) mogą wystąpić działania niepożądane leku rozwijać się w postaci biegunki, wysypki, uszkodzenia nerek.

W wyniku wielu badań ustalono synergistyczne działanie sulbaktamu z meropenemem, imipenemem, ryfampicyną, cefpiromem i amikacyną.

Karbapenemy. W leczeniu ciężkich zakażeń wywołanych przez A. baumannii, można stosować z imipenemem, meropenemem i doripenem. Ertapenem nie działa przeciw Acinetobacterspp. ogólnie .

Ze względu na rosnącą liczbę szczepów opornych na karbapenemy A. bauma-nnii, w tym w Republice Białorusi, stosowanie antybiotyków karbapenemowych w leczeniu zakażeń Acinetobacter w monoterapii jest obecnie niewłaściwe. Wyjątkiem są szpitalne zakłady opieki zdrowotnej, gdzie zgodnie z lokalnym monitoringiem antybiotykooporności patogenów szpitalnych zdecydowana większość z nich pozostaje wrażliwa na karbapenemy.

W badaniach in vitro stwierdzono synergistyczne lub addytywne działanie kombinacji imipenem + amikacyna + kolistyna, doripenem + amikacyna, doripenem + kolistyna, meropenem + sulbaktam, meropenem + kolistyna; na żywo- imipenem + tobramycyna.

Zastosowanie kombinacji karbapenem + beta-laktam/sulbaktam w leczeniu zakażeń krwi wywołanych wielolekoopornymi A. baumannii wiąże się z lepszymi wynikami leczenia niż monoterapia karbapenemem lub kombinacja karbapenem + amikacyna. Jednak połączenie imipenemu z sulbaktamem wiązało się z niższym wskaźnikiem przeżycia w mysim modelu zapalenia płuc w porównaniu z połączeniem imipenemu z ryfampicyną.

Wybierając lek z tej klasy do leczenia zakażeń wywołanych przez Acinetobacter, należy wziąć pod uwagę, że w Republice Białorusi imipenem wykazuje nieco większą aktywność wobec izolatów szpitalnych. A. baumannii w porównaniu z meropenemem (odpowiednio 44,1 i 38,6% szczepów wrażliwych). Aktywność doripenemu przewyższa aktywność imipenemu i meropenemu tylko w odniesieniu do izolatów A. baumannii posiadający gen OXA-58, imipenem wykazuje aktywność wobec szczepów wytwarzających OXA-23 A. baumannii. Jednak w Republice Białorusi przeważają szczepy acinetobacteria wytwarzające OXA-40, co nie pozwala mówić o przewadze tego leku nad innymi przedstawicielami klasy w leczeniu zakażeń wywołanych przez A. baumannii.

aminoglikozydy. Aminoglikozydy są często stosowane w leczeniu zakażeń Gram-ujemnych, ale są izolowane szpitalnie A. baumannii mają wysoki poziom oporności na tę klasę leków przeciwbakteryjnych. W Republice Białorusi 64,4% jest opornych na gentamycynę, 89% badanych szczepów jest opornych na amikacynę A. baumannii. Stosunkowo niski poziom oporności na gentamycynę wynika najprawdopodobniej ze spadku stosowania tego leku przeciwdrobnoustrojowego w organizacjach ochrony zdrowia w ciągu ostatnich kilku lat.

Powołanie tej klasy leków jest możliwe tylko w połączeniu z antybiotykami bardziej aktywnymi przeciwko acinetobacteria w oparciu o lokalne dane dotyczące wrażliwości patogenu.

Ryfampicyna. Ze względu na wrażliwość szczepów szpitalnych Acinetobacteria na ryfampicynę lek ten może być dodany do leczenia zakażeń wywołanych szczepami wielolekoopornymi. Wielu autorów wykazało skuteczność ryfampicyny w monoterapii, a także w skojarzeniu z imipenemem lub sulbaktamem. Synergizm jest również charakterystyczny dla połączenia ryfampicyny z kolistyną. Wykazano, że ryfampicyna i połączenie ryfampicyny i kolistyny ​​są skuteczne w zapaleniu opon mózgowych wywołanym przez izolat oporny na imipenem. A. baumannii .

Według wielu badań oporność na ryfampicynę rozwija się w trakcie leczenia, zarówno przy stosowaniu w monoterapii, jak iw skojarzeniu z imipenemem, jednak przy stosowaniu kombinacji ryfampicyna + kolistyna nie wykazano zmian MIC ryfampicyny.

tetracykliny. Tetracykliny (minocyklina, doksycyklina, tetracyklina) w badaniach win vitro mieć aktywność przeciw A. baumannii. Najbardziej aktywna jest minocyklina (nie zarejestrowana w Republice Białoruś), która działa również na izolaty oporne na inne tetracykliny. Ogólnie rzecz biorąc, dane eksperymentalne i kliniczne charakteryzujące stosowanie tetracyklin w zakażeniach wywołanych przez A. baumannii, są bardzo nieliczne. Dlatego wyznaczenie leków tej klasy jest uzasadnione tylko na podstawie danych antybiogramu w przypadku braku innej alternatywy.

polimyksyny. Spośród pięciu znanych leków tej klasy (polimyksyny A-E) tylko polimyksyna B i polimyksyna E (kolistyna) są obecnie dostępne do użytku klinicznego. Kolistynę stosuje się w dwóch postaciach: siarczanu kolistyny ​​(do odkażania jelit i do stosowania miejscowego w zakażeniach tkanek miękkich; rzadko do podawania dożylnego) oraz kolistymetatu sodowego (do podawania pozajelitowego i wziewnego). Kolistymetan sodu (nieaktywny prekursor kolistyny) ma mniejszą toksyczność i działanie przeciwbakteryjne w porównaniu z siarczanem kolistyny.

Polimyksyny są wysoce aktywne wobec szczepów A. baumannii, w tym izolaty wielooporne i oporne na karbapenemy . Według różnych badań poziom skuteczności klinicznej kolistyny ​​wynosi 20-83%, mikrobiologicznej 50-92%. Według badań farmakokinetycznych stężenie kolistyny ​​w osoczu krwi po podaniu dożylnym mieści się w zakresie 1-6 mg / l, w płynie mózgowo-rdzeniowym - 25% stężenia w surowicy.

Ze względu na słabą penetrację przez bariery histohematyczne u pacjentów z infekcjami dolnych dróg oddechowych bardziej korzystne jest podawanie polimyksyn wziewnie, a w leczeniu infekcji ośrodkowego układu nerwowego – dokomorowo lub dooponowo, w połączeniu z ich podawaniem pozajelitowym lub ogólnoustrojowym innych środków przeciwdrobnoustrojowych.

Częstość występowania nefrotoksyczności przy stosowaniu polimyksyn, według współczesnych badań, jest porównywalna z innymi klasami leków przeciwbakteryjnych i wynosi 0-37%. Ryzyko rozwoju nefrotoksyczności podczas stosowania polimyksyn jest zależne od dawki. Jednocześnie największą częstość występowania działań niepożądanych ze strony nerek obserwowano u pacjentów z wcześniejszym zaburzeniem ich funkcji, jednak rozwijająca się niewydolność nerek była zwykle odwracalna.

Zgodnie z badaniami in vitro odnotowano synergizm kolistyny ​​z ryfampicyną, imipenemem, minocykliną i ceftazydymem; polimyksyna B z imipenemem, meropenemem i ryfampicyną.

Obecnie pozajelitowe postacie polimyksyn nie są zarejestrowane do użytku w Republice Białoruś.

Tygecyklina. Tygecyklina ma działanie bakteriostatyczne lub bakteriobójcze A. baumannii, nie jest podatny na mechanizmy oporności charakterystyczne dla tetracyklin.

Zgodnie z wynikami wielu badań tygecyklina może zachowywać aktywność wobec szczepów opornych na minocyklinę, imipenem, kolistynę i wielolekoopornych. A. baumannii .

Tygecyklina ma dużą objętość dystrybucji i tworzy wysokie stężenia w tkankach organizmu, w tym w płucach, jednak według niektórych autorów stężenie leku we krwi i płynie mózgowo-rdzeniowym przy zalecanej drodze podania jest suboptymalne i nie nie zapewniają wystarczającej aktywności przeciwbakteryjnej. Ze względu na niskie stężenia leku w moczu nie zaleca się stosowania tygecykliny w ZUM.

Według ekspertów z Agencji ds. Żywności i Leków (USA) tygecyklina okazała się skuteczna w leczeniu ciężkich zakażeń w obrębie jamy brzusznej wywołanych przez MSSA i VSE, ciężkich zakażeń skóry i tkanek miękkich wywołanych przez MSSA i MRSA oraz pozaszpitalnego zapalenia płuc . Jednocześnie stosowanie tygecykliny w leczeniu szpitalnych zapaleń płuc (zwłaszcza VAP) wiąże się ze zwiększonym ryzykiem zgonu u ciężko chorych pacjentów. Lek nie jest obecnie zarejestrowany w Republice Białoruś.

Tabela 4. Dawki leków przeciwbakteryjnych i częstość ich podawania

podczas leczenia A. baumannii-powiązane infekcje

Narkotyk	Dawka i częstość podawania
ampicylina/sulbaktam	w/w 12 g/dzień w 3-4 zastrzykach
cefoperazon/sulbaktam	w/w 8,0 g/dzień w 2 wstrzyknięciach
Imipenem	Kroplówka IV przez 30 minut w 100 ml 0,9% roztworu chlorku sodu, 1,0 g co 6-8 godzin
Meropenem	Kroplówka IV przez 15-30 minut w 100 ml 0,9% roztworu chlorku sodu, 2,0 g co 8 godzin
Dorypenem	w/w 1,5 g/dzień w 3 zastrzykach
Netilmycyna	IV 4-6,5 mg/kg/dobę w 1-2 wstrzyknięciach
Amikacyna	IV 15-20 mg/kg/dobę w 1-2 wstrzyknięciach
Tobramycyna	IV 3-5 mg/kg/dobę w 1-2 wstrzyknięciach
Ryfampicyna	IV 0,5 g/dzień w 2-4 dawkach
Tygecyklina*	Dożylna dawka nasycająca 0,1 g, a następnie 50 mg co 12 godzin
Kolistyna (kolistymetan sodu*)	w / w 2,5-5 mg / kg / dzień w 2-4 wstrzyknięciach; inhalacja 1-3 mln jednostek co 12 godzin

* Lek nie jest zarejestrowany na terytorium Republiki Białoruś.

Perspektywy leczenia zakażeń wywołanych przez A. baumannii. W badaniach in vitro opisali skuteczność nowej cefalosporyny - ceftobiprolu? przeciwko Acinetobacterspp nie ma jednak danych z badań klinicznych. Aktywność ceftobiprolu przewyższa aktywność ceftazydymu i cefepimu przy braku lub niskiej ekspresji genów odpowiedzialnych za syntezę ADC-beta-laktamaz. Brytyjscy autorzy w badaniu win vitro wykazali aktywność nowego monobaktamu BAL30072 w stosunku do 73% CRAB przy stężeniu 1 mg/l i 89% przy 8 mg/l.

W badaniu wżywy modelowanie zmian oparzeniowych u myszy pokazuje skuteczność terapii fotodynamicznej w leczeniu miejscowych zakażeń wywołanych wielolekoopornymi A. baumannii .

Wśród opracowywanych zasadniczo nowych leków o potencjalnej aktywności przeciw A. baumannii posiadają inhibitory pompy efflux, inhibitory bakteryjnych enzymów biosyntezy kwasów tłuszczowych (inhibitory FabI i FabK), inhibitory deformylazy peptydowej metaloenzymów, peptydy przeciwbakteryjne (buforyna II, A3-APO), inhibitory beta-laktamazy klasy D na bazie kwasu boronowego. W badaniu win vitro wykazali zdolność eksperymentalnego leku NAB741 zawierającego cykliczny fragment polipeptydu identyczny z analogicznym miejscem polimyksyny B do zwiększania czułości Acinetobacterbaumannii na leki, dla których nienaruszona błona zewnętrzna stanowi skuteczną barierę. w innym win vitro badania wykazały, że wankomycyna była skuteczna przeciwko A. baumannii z wykorzystaniem technologii fuzogennych liposomów do jego dostarczania do przestrzeni peryplazmatycznej. Opisano zdolność substancji niszczących biofilm (w szczególności opartych na 2-aminoimidazolu) do przywracania wrażliwości na antybiotyki wieloopornych izolatów acinetobacteria. Omówiono możliwość opracowania tzw. „antygenów” ukierunkowanych na hamowanie genów odpowiedzialnych za powstawanie mechanizmów oporności; immunizacja czynna i bierna. W wielu pracach wykazano działanie ekstraktów i wyciągów z roślin, wydzielin zwierzęcych na wielooporne Acinetobacteria. W szczególności olej kocankakursywa kwas garbnikowy i elagowy znacznie obniżają poziom odporności A. baumannii na leki przeciwbakteryjne poprzez hamowanie wypływu.

Kilka badań wykazało lizę Acinetobacteria win vitro, a także skuteczność zastosowania bakteriofagów w leczeniu eksperymentalnych infekcji wywołanych przez Acinetobacter spp.., u zwierząt.

Zapobieganie

Ze względu na dużą odporność Acinetobacterbaumannii na środki przeciwdrobnoustrojowe, a także zdolność tego mikroorganizmu do szybkiego rozwijania mechanizmów oporności, ogromne znaczenie ma profilaktyka. A. baumannii-zakażeń towarzyszących w organizacji ochrony zdrowia, która opiera się na zasadach i normach kontroli zakażeń.

A. baumannii są zdolne do kolonizacji normalnie sterylnych obiektów, przeżywają zarówno w suchych, jak i mokrych warunkach środowiska szpitalnego. Kolonizacji podlegają zwykle przedmioty otaczające pacjenta (pierze w poduszkach, materacach, pościeli, zasłonach, łóżkach, stolikach nocnych i stolikach nocnych, krany z tlenem i wodą, woda używana w respiratorach lub do podawania nosowo-żołądkowego), a także te używane do opieka nad nim, kontrola jego stanu, wykonywanie manipulacji medycznych. Wśród przedmiotów służących do pielęgnacji i wykonywania manipulacji medycznych A. baumannii jest uwalniany z wentylatorów i mechanicznych urządzeń ssących, skolonizowane mogą być także przedmioty związane z dostępem donaczyniowym (pompy infuzyjne, ciśnieniomierze, systemy do długotrwałej hemofiltracji, cewniki naczyniowe). Kolonizacji mogą podlegać m.in. wózki inwalidzkie do transportu pacjentów, rękawiczki medyczne, fartuchy, mankiety tonometrów, przepływomierze szczytowe, pulsoksymetry, łyżki laryngoskopowe, systemy wentylacji i klimatyzacji. Ze względu na zdolność do istnienia w wilgotnym środowisku A. baumannii zanieczyszczają szeroką gamę roztworów, w tym niektóre środki dezynfekujące (furacylina, rivanol). Przedmioty w środowisku szpitalnym, które często mają kontakt z rękami personelu (klamki, klawiatury komputerowe, dokumentacja medyczna, stoliki na stanowiskach lekarskich, umywalki, a nawet sprzęt do sprzątania), wykładziny podłogowe służą również jako dodatkowy zbiornik A. baumannii .

Podczas epidemii szpitalnych zakażeń wywołanych przez A. baumannii, manipulacje medyczne mogą być również związane z rozprzestrzenianiem się patogenu, głównie ze względu na zanieczyszczenie użytych materiałów. Takimi manipulacjami mogą być hydroterapia lub pulsacyjne płukanie ran, interwencje chirurgiczne, cewnikowanie, tracheostomia, nakłucie kręgosłupa.

Za odpowiednią realizację kontroli zakażeń szpitalnych A. baumannii-zakażenia towarzyszące, konieczne jest stałe utrzymywanie środków mających na celu zapobieganie przenoszeniu patogenu z pacjenta na pacjenta (ryc. 2), gdyż głównym rezerwuarem A. baumannii w szpitalu są skolonizowani/zakażeni pacjenci.

Poza powyższymi środkami niemałe znaczenie ma wprowadzenie ścisłych wskazań do przepisywania środków przeciwdrobnoustrojowych, które nie są zaliczane do pierwszej linii terapii przeciwdrobnoustrojowej (np. karbapenemy, cefalosporyny i fluorochinolony IV generacji itp.), co zmniejsza częstość niewłaściwego przepisywania antybiotyków w szpitalnej organizacji zdrowia w ogóle i w efekcie poziom oporności izolatów szpitalnych, w tym A. baumannii.

Ogólnie należy powiedzieć, że Acinetobacter baumannii jest obecnie „problemowym” czynnikiem sprawczym zakażeń szpitalnych, dotykającym głównie pacjentów w ciężkim stanie klinicznym, dobrze przystosowanych do życia w warunkach szpitalnych i wysoce opornych na większość leków antyseptycznych i przeciwdrobnoustrojowych. Przepisując antybiotykoterapię dla A. baumannii, konieczne jest uwzględnienie lokalnych danych dotyczących jego wrażliwości w konkretnej organizacji opieki zdrowotnej, a najlepiej w każdym konkretnym oddziale.

Wiadomości medyczne. - 2011. - Nr 5. - S. 31-39.

Uwaga!Artykuł skierowany jest do lekarzy specjalistów. Przedruk tego artykułu lub jego fragmentów w Internecie bez hiperłącza do oryginalnego źródła jest uważane za naruszenie praw autorskich.

zakażenia szpitalne. Charakterystyka ogólna. Winiki wyszukiwania.

Gorbich Yu.L., Karpov I.A., Krechikova O.I.

Białoruski Państwowy Uniwersytet Medyczny, Republika Białoruś.

Instytut Badawczy Chemioterapii Antybakteryjnej, Smoleńska Państwowa Akademia Medyczna, Federacja Rosyjska.

Zakażenia szpitalne (łac. nosocomium – szpital, gr. nosocmeo – szpital, opieka nad chorym) to zakażenia, które rozwinęły się u pacjenta co najmniej 48 godzin po hospitalizacji, pod warunkiem, że w okresie inkubacji nie doszło do zakażenia przy przyjęciu do szpitala; zakażenia wynikające z wcześniejszej hospitalizacji, a także choroby zakaźne pracowników medycznych związane z ich działalnością zawodową.

Według różnych autorów liczba pacjentów, u których rozwijają się zakażenia szpitalne, waha się od 3 do 15%. Spośród nich 90% jest pochodzenia bakteryjnego; znacznie rzadziej występują patogeny wirusowe, grzybicze i pierwotniaki.

Od początku ery antybiotyków do lat 60-tych XX wieku. Około 65% zakażeń szpitalnych (HAI) miało charakter gronkowcowy. Wraz z pojawieniem się w arsenale lekarzy leków przeciwbakteryjnych stabilnych na penicylinazę, zeszły one na dalszy plan, ustępując miejsca infekcjom wywołanym przez bakterie Gram-ujemne.

Obecnie, pomimo nieco zwiększonej roli etiologicznej drobnoustrojów Gram-dodatnich i grzybów jako czynników sprawczych zakażeń szpitalnych, szczepy drobnoustrojów Gram-ujemnych o wielokrotnej oporności na leki przeciwbakteryjne stanowią poważny problem w szpitalach na całym świecie. Według wielu autorów ich częstość waha się od 62 do 72% wszystkich zakażeń szpitalnych. Najbardziej istotnymi patogenami wszystkich zakażeń szpitalnych (z wyjątkiem angiogennych) i posocznicy są mikroorganizmy z rodziny Enterobacteriaceae oraz bakterie niefermentujące, do których należą Pseudomonasaeruginosa i Acinetobacter spp. .

Najbardziej klinicznie znaczącym gatunkiem z rodzaju Acinetobacter jest Acinetobacter baumannii (genom gatunek 2), który powoduje 2–10% zakażeń Gram-ujemnych w Europie i USA, do 1% wszystkich zakażeń szpitalnych.

Czynniki ryzyka

Do powszechnych czynników ryzyka infekcji wywołanych przez A. baumannii należą:

•  płeć męska;

•  zaawansowany wiek;

•  współistniejące choroby (nowotworowe choroby krwi, niewydolność sercowo-naczyniowa lub oddechowa, rozsiane wykrzepianie wewnątrznaczyniowe);

•  czas stosowania inwazyjnych metod leczenia i monitorowania (wentylacja powyżej 3 dni; podawanie leków wziewnie; wprowadzenie sondy nosowo-żołądkowej; tracheostomia; cewnikowanie pęcherza, żyły centralnej, tętnicy, operacja);

•  długotrwały pobyt w szpitalu lub na oddziale intensywnej terapii (OIOM);

•  wcześniejsza antybiotykoterapia cefalosporynami, fluorochinolonami lub karbapenemami.

Wcześniejsza hospitalizacja na OIT, zabieg chirurgiczny zwiększa ryzyko zakażenia około 5-krotnie.

Jako czynniki ryzyka zakażenia karbapenemoopornym szczepem A. baumannii u dorosłych opisano dotychczas: duże rozmiary szpitala (ponad 500 łóżek); hospitalizacja na OIT lub hospitalizacja ze wskazań nagłych; długi pobyt w

szpital; duże zagęszczenie pacjentów z CRAB na oddziale; Męska płeć; immunosupresja; IVL, cewnikowanie dróg moczowych lub tętnic, hemodializa; niedawna operacja; pulsacyjne płukanie ran; wcześniejsze stosowanie meropenemu, imipenemu lub ceftazydymu.

W Republice Białoruś jako czynniki ryzyka kolonizacji/zakażenia szpitalnym izolatem Acinetobacter baumannii opornym na antybiotyki karbapenemowe zidentyfikowano wcześniejsze stosowanie karbapenemów „antipseudomonalnych”, cewnikowanie dróg moczowych, hospitalizację na oddziale nieleczniczym oraz wiek. do 40 lat (tab. 1).

Infekcje związane z Acinetobacter

A. baumannii w większości przypadków powoduje chorobę u ciężko chorych pacjentów z obniżoną odpornością. Drobnoustroj ten może powodować infekcje dróg oddechowych (zapalenie zatok, zapalenie tchawicy i oskrzeli, zapalenie płuc), przepływu krwi (posocznica, zapalenie wsierdzia naturalnych i sztucznych zastawek), dróg moczowych, zakażenia ran i zabiegów chirurgicznych, zakażenia skóry i tkanek miękkich (w tym martwicze zapalenie powięzi) , układ nerwowy (zapalenie opon mózgowych, zapalenie komór, ropień mózgu), wewnątrzbrzuszny (ropnie o różnej lokalizacji, zapalenie otrzewnej), układ mięśniowo-szkieletowy (zapalenie kości i szpiku, zapalenie stawów).

Według badań własnych przeprowadzonych w 15 szpitalnych zakładach opieki zdrowotnej w Mińsku w strukturze zakażeń związanych z A. baumannii przeważają zakażenia krwi, stanowiąc 39,4% wszystkich zakażeń wywołanych tym patogenem. Drugie miejsce zajmują zakażenia dróg oddechowych (35,4%), trzecie (19,7%) zakażenia skóry i tkanek miękkich (w tym zakażenia rany operacyjnej). Zapalenie kości i szpiku obserwowano w 4,7% przypadków, infekcje dróg moczowych – w 0,8% przypadków.

Infekcje krwi. Kliniczne objawy zakażenia krwi przez A. baumannii wahają się od przejściowej bakteriemii do bardzo ciężkiej choroby z wysoką śmiertelnością. Bramami zakażenia są najczęściej drogi oddechowe, jednak w pierwotnym rozwoju procesu septycznego główną rolę odgrywają cewniki wewnątrznaczyniowe. Rzadziej bramkami wejściowymi są drogi moczowe, skóra i tkanki miękkie, rany oparzeniowe, narządy jamy brzusznej oraz ośrodkowy układ nerwowy. Posocznica szpitalna wywołana przez A. baumannii rozwija się w 73% przypadków po 15. dobie hospitalizacji. Wstrząs septyczny rozwija się u około 30% pacjentów z posocznicą wywołaną przez Acinetobacter. W tym samym czasie pacjenci z bakteriemią związaną z cewnikami wewnątrznaczyniowymi

charakteryzują się lepszym rokowaniem, prawdopodobnie dlatego, że po usunięciu cewnika można usunąć źródło zakażenia z organizmu.

Czynnikami ryzyka rozwoju zakażeń krwi wywołanych przez A. baumannii są hospitalizacja w trybie nagłym, przedłużony pobyt w szpitalu, wcześniejsza kolonizacja gronkowcami, wysoki odsetek zabiegów inwazyjnych, wentylacja mechaniczna, zaawansowany wiek lub wiek poniżej 7 dni, masa ciała poniżej 1500 g (dla noworodków), immunosupresja, choroby nowotworowe, niewydolność sercowo-naczyniowa, niewydolność nerek, niewydolność oddechowa w chwili przyjęcia na OIT, przebyty epizod posocznicy, która rozwinęła się na OIT, przebyta antybiotykoterapia (zwłaszcza ceftazydym lub imipenem).

Infekcje dróg oddechowych. A. baumannii, obok Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonasmaltophilia i MRSA, jest czynnikiem etiologicznym późnych (pojawiających się później niż 5 dni po hospitalizacji) epizodów szpitalnego zapalenia płuc. Oprócz czasu ujawnienia się zakażenia ważna jest również wcześniejsza antybiotykoterapia oraz hospitalizacja w ciągu ostatnich 60 dni.

Szpitalne zapalenie płuc związane z Acinetobacter jest najczęściej polisegmentalne. Można zaobserwować tworzenie się jam w płucach, wysięk opłucnowy, powstawanie przetoki oskrzelowo-opłucnowej.

Niezależnymi czynnikami ryzyka rozwoju VAP wywołanego przez A. baumannii są przebyta antybiotykoterapia oraz obecność zespołu ostrej niewydolności oddechowej. Przebyty epizod sepsy, stosowanie leków przeciwbakteryjnych przed rozwojem zakażenia (zwłaszcza imipenemu, fluorochinolonów i cefalosporyn III generacji, piperacylina/tazobaktam), czas trwania wentylacji mechanicznej powyżej 7 dni, reintubacja, długość pobytu w szpitalu były zidentyfikowane jako czynniki ryzyka rozwoju VAP wywołanego przez wielooporny szczep A. baumannii.

A. baumannii jest trzecią najczęstszą przyczyną szpitalnego zapalenia tchawicy i oskrzeli (NTB) u pacjentów wentylowanych, powodując odpowiednio 13,6% i 26,5% przypadków NTB u pacjentów z patologią chirurgiczną i terapeutyczną. Rozwój NTP istotnie doprowadził do wydłużenia czasu pobytu na OIT i czasu trwania wentylacji mechanicznej, nawet w przypadkach, gdy u chorych później nie rozwinęło się szpitalne zapalenie płuc.

Infekcje skóry i tkanek miękkich. A. baumannii jest istotnym patogenem urazów, oparzeń, a także powikłań infekcyjnych ran pooperacyjnych. Zakażenia skóry i tkanek miękkich wywołane przez A. baumannii są w większości przypadków powikłane bakteriemią.

Acinetobacteria są zdolne do wywoływania infekcji podskórnej tkanki tłuszczowej w miejscu wprowadzenia cewnika dożylnego, których ustąpienie można osiągnąć dopiero po jej usunięciu.

Infekcje układu nerwowego. Acinetobacter baumannii może powodować szpitalne zapalenie opon mózgowych, ropnie mózgu. Zapalenie opon mózgowych może rozwinąć się ostro lub mieć stopniowy początek. Na skórze może wystąpić wybroczynowa wysypka (do 30% przypadków). Zmiany w płynie mózgowo-rdzeniowym w zapaleniu opon mózgowo-rdzeniowych wywołanym przez A. baumannii nie różnią się od analogicznych zmian w zapaleniu opon mózgowo-rdzeniowych o innej etiologii i są reprezentowane przez: pleocytozę z przewagą neutrofili, wzrost poziomu białka i kwasu mlekowego oraz spadek w poziomie glukozy.

Czynnikami ryzyka rozwoju zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych wywołanych przez acinetobacter są: pilna interwencja neurochirurgiczna, ventriculostomia zewnętrzna (szczególnie wykonywana przez ≥5 dni), obecność przetoki mózgowo-rdzeniowej oraz nieracjonalne stosowanie leków przeciwbakteryjnych na OIT neurochirurgii.

Infekcje dróg moczowych (ZUM). Pomimo częstej kolonizacji dolnych dróg moczowych, Acinetobacteria rzadko są czynnikiem etiologicznym ZUM. Acinetobacter spp. wyróżniają się w 1–4,6% przypadków szpitalnych ZUM.

Czynnikami ryzyka ZUM związanych z Acinetobacter są obecność cewnika w pęcherzu moczowym i kamica nerkowa.

inne infekcje. Acinetobacteria powodują zapalenie otrzewnej u pacjentów poddawanych długotrwałej ambulatoryjnej dializie otrzewnowej; a także zapalenie dróg żółciowych na tle cholangiografii przezwątrobowej lub drenażu dróg żółciowych. Zapalenie kości i szpiku oraz zapalenie stawów wywołane przez A. baumannii są związane ze sztucznymi implantami lub urazami. Opisano również zmiany w oku związane z Acinetobacter związane z zanieczyszczeniem miękkich soczewek kontaktowych (owrzodzenie i perforacja rogówki). Możliwe jest rozwinięcie innych zmian narządu wzroku od zapalenia spojówek do zapalenia wnętrza gałki ocznej.

Diagnostyka i oznaczanie wrażliwości na leki przeciwdrobnoustrojowe

W praktyce klinicznej zakażenie A. baumannii poprzedzone jest kolonizacją skóry, dróg oddechowych i moczowych oraz przewodu pokarmowego pacjentów. Znaczne rozprzestrzenianie się A. baumannii jako mikroorganizmu kolonizującego wymaga obiektywnej oceny sytuacji podczas izolacji z materiału biologicznego pacjenta. Jednocześnie należy zauważyć, że izolacja Acinetobacterspp. jako drobnoustroju kolonizującego ma znaczenie prognostyczne dla ustalenia etiologii późniejszego zakażenia szpitalnego (wartość predykcyjna dodatnia/ujemna – odpowiednio 94/73% dla VAP, 43/100% dla zakażeń krwi).

Diagnostyka zakażeń szpitalnych, m.in. Związany z A. baumannii, z klinicznego punktu widzenia, umownie dzieli się go na 4 etapy:

• 1. Pobieranie i transport materiału klinicznego.

• 2. Identyfikacja patogenu.

• 3. Określenie znaczenia etiologicznego wyizolowanego mikroorganizmu.

• 4. Oznaczanie wrażliwości na leki przeciwdrobnoustrojowe i interpretacja wyników.

Właściwe gromadzenie i transport materiału klinicznego może zminimalizować prawdopodobieństwo niedokładnych wyników badań laboratoryjnych, a tym samym ograniczyć „niewłaściwe” przepisywanie leków przeciwdrobnoustrojowych.

Ogólne zasady pobierania materiału klinicznego do badań mikrobiologicznych (z późniejszymi zmianami):

• 1. Pobranie w miarę możliwości należy przeprowadzić przed rozpoczęciem antybiotykoterapii. Jeżeli pacjent jest już w trakcie antybiotykoterapii, to materiał kliniczny należy pobrać bezpośrednio przed kolejnym podaniem leku.

• 2. Materiał do badań bakteriologicznych należy pobrać bezpośrednio ze źródła zakażenia. Jeżeli jest to niemożliwe, należy użyć innego istotnego klinicznie materiału biologicznego.

• 3. Ściśle przestrzegać zasad aseptyki, unikając zanieczyszczenia materiału obcą mikroflorą.

• 4. Do pobrania wydzieliny z rany, wymazów z błon śluzowych, z oka, ucha, nosa, gardła, kanału szyjki macicy, pochwy, odbytu należy użyć sterylnych wacików bawełnianych. Do krwi, ropy, płynu mózgowo-rdzeniowego i wysięków - sterylne strzykawki i specjalistyczne media transportowe; na plwocinę, mocz, kał - sterylne szczelnie zamknięte pojemniki.

• 5. Ilość materiału powinna być wystarczająca do opracowania.

• 6. Materiał natywny dostarczany jest do laboratorium w możliwie najkrótszym terminie (nie później niż 1,5–2 godziny po jego otrzymaniu). Dopuszcza się przechowywanie materiału w lodówce w temperaturze 4°C (z wyjątkiem materiału biologicznego uzyskanego z miejsc normalnie sterylnych: płynu mózgowo-rdzeniowego, krwi, płynu dostawowego i opłucnowego). W przypadku stosowania nośników transportowych materiał kliniczny można przechowywać przez 24-48 godzin.

• 7. Płynny materiał biologiczny można transportować bezpośrednio w strzykawce, na czubek której zakłada się sterylny kapturek lub zagiętą igłę.

Identyfikacja czynnika sprawczego. Rodzaj Acinetobacter (rodzina Moraxellaceae) składa się z ściśle tlenowych, nieruchomych, Gram-ujemnych, niefermentujących lakto, oksydazo-ujemnych i katalazo-dodatnich kokkobakterii o wielkości 1–1,5 x 1,5–2,5 µm, utleniających glukozę do kwasu tylko w obecności tlen i zdolne do wzrostu na konwencjonalnych pożywkach. Na gęstych koloniach pożywek

gładki, nieprzezroczysty, nieco mniejszy niż przedstawiciele enterobakterii.

Drobnoustroje te mają typowe formy morfologiczne w rozmazach wykonanych z materiału klinicznego lub płynnych pożywek. Podczas wzrostu na gęstym podłożu w obecności antybiotyków w rozmazach bakterie mają kształt pałeczki. Niektóre izolaty Acinetobacteria mogą zachowywać fiolet krystaliczny, słabo odbarwiać się w barwieniu metodą Grama, co prowadzi do błędnej interpretacji ich jako bakterii Gram-dodatnich.

Interpretacja wyników (ze zmianami i uzupełnieniami). Według głębokiego przekonania autorów wiarygodnym kryterium zakażenia związanego z oportunistyczną mikroflorą szpitalną, w tym Acinetobacter baumannii, jest izolacja kultury ze sterylnego źródła.

Krew. Materiał do badania należy pobrać z co najmniej dwóch żył obwodowych w różnych fiolkach. Nie pobierać krwi z cewnika żylnego, chyba że podejrzewa się zakażenie związane z cewnikiem. Porównując hodowle dwóch próbek krwi pobranych z cewnika i żyły obwodowej i zaszczepionych metodą ilościową, uzyskanie wzrostu kolonii z cewnika przekraczającego liczbę identycznych kolonii 5-10 razy w stosunku do liczby identycznych kolonii podczas hodowli krwi żylnej wskazuje na obecność infekcji związanej z cewnikiem.

Trunek. Izolacja A. baumannii w niskich stężeniach utrudnia interpretację wyników, zwłaszcza na oddziałach, gdzie mikroorganizm ten często kolonizuje skórę pacjentów. Prawdopodobieństwo jego znaczenia etiologicznego znacznie wzrasta w przypadku izolacji Acineto-bacteria z płynu u pacjentów z istniejącą infekcją wywołaną przez A. baumannii, poza ośrodkowym układem nerwowym (tzw. wtórne zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych), po zabiegach neurochirurgicznych , u pacjentów z penetrującym uszkodzeniem czaszki, zwłaszcza na tle istniejących czynników ryzyka zakażeń związanych z Acinetobacter.

Interpretacja znaczenia klinicznego gronkowca izolowanego z niesterylnych loci jest procesem wieloczynnikowym, zależnym od kwalifikacji lekarza, mikrobiologa, specjalisty, który pobrał materiał, oraz stanu pacjenta. Poniższe kryteria są w pewnym stopniu warunkowe, ale jednocześnie pozwalają zwiększyć prawdopodobieństwo właściwej interpretacji wyizolowanego mikroorganizmu jako czynnika kolonizującego lub zakaźnego.

Plwocina. Izolacja acinetobacteria w ilości ³106 CFU/ml (z popłuczyn oskrzelowych ³104 CFU/ml) ma znaczenie diagnostyczne pod warunkiem przestrzegania zasad pobierania plwociny. Jednak wartości te nie są bezwzględne, ponieważ na tle antybiotykoterapii zmniejsza się liczba przyczynowo istotnych bakterii w plwocinie i odwrotnie, zwiększa się stężenie kolonizującej mikroflory.

Podczas badania plwociny jej bakterioskopia jest obowiązkowa, ponieważ pozwala ocenić jakość pobranego materiału. Obecność więcej niż 10 komórek nabłonka i/lub mniej niż 25 leukocytów wielojądrzastych w jednym polu widzenia przy małym powiększeniu wskazuje na zanieczyszczenie próbki śliną, dlatego dalsze badanie tego materiału jest niewłaściwe. W takim przypadku plwocinę należy pobrać ponownie zgodnie ze wszystkimi zasadami pobierania próbek.

Materiał do zakażenia rany. Należy wykluczyć możliwość zanieczyszczenia materiału badawczego izolatami A. baumannii z powierzchni skóry, zwłaszcza przy stosowaniu tamponów. Podczas izolowania kultur mieszanych należy preferować mikroorganizmy wyizolowane w wyższych stężeniach.

Mocz. Diagnostycznie istotna jest izolacja bakterii w stężeniu ³105 CFU/ml w obecności objawów choroby. Podczas pobierania moczu bezpośrednio z pęcherza bez cewnikowania dróg moczowych izolacja acinetobacteria w dowolnym mianie jest uważana za istotną. Obecność trzech lub więcej rodzajów mikroorganizmów w wysokich stężeniach wskazuje na zanieczyszczenie podczas pobierania moczu lub niewłaściwego przechowywania.

Dodatkowym wskaźnikiem etiologicznego znaczenia Acinetobacter baumannii jest dodatnia dynamika stanu ogólnego chorego na tle terapii antyacinetobacter.

Interpretacja antybiogramu (ze zmianami i uzupełnieniami). Po otrzymaniu

wyniki badania patogenu pod kątem wrażliwości na leki przeciwbakteryjne, terapii etiotropowej nie należy przepisywać formalnie, opierając się wyłącznie na wskazaniach grama antybiotyku. Wrażliwość organizmu na dany lek przeciwdrobnoustrojowy in vitro nie zawsze koreluje z jego działaniem in vivo. Może to wynikać zarówno z indywidualnej charakterystyki farmakokinetyki i/lub farmakodynamiki leku u tego konkretnego pacjenta, jak i z błędów w metodologii badań, jakości użytych materiałów itp.

Analizując antybiogram, nie należy zwracać uwagi na konkretny lek (leki), na który patogen jest wrażliwy/oporny, ale na całość obrazu. Pozwala to, porównując prawdopodobny fenotyp oporności Acinetobacteria z rzeczywistymi danymi, poprawić te ostatnie, unikając w ten sposób wyznaczenia nieskutecznych leków.

W szczególności, aby zidentyfikować szczepy wytwarzające beta-laktamazę o rozszerzonym spektrum działania (ESBL), należy zwrócić uwagę na wrażliwość patogenu na cefoksytynę i aztreonam. Jeśli izolat wytwarza ESBL, cefoksytyna pozostaje aktywna, ale aztreonam nie. W takim przypadku izolat należy uznać za oporny na wszystkie cefalosporyny I-IV generacji i aztreonam, niezależnie od rzeczywistych wyników antybiogramu. Jeśli szczep jest oporny na cefoksytynę, ale wrażliwy na aztreonam, jest producentem chromosomalnych beta-laktamaz. W takim przypadku cefalosporyny IV generacji mogą zachować swoje działanie.

Jeśli wrażliwość jest określana tylko na jeden z karbapenemów „antypseudomonalnych”, nie należy oceniać wrażliwości innych karbapenemów przez analogię. Różni przedstawiciele karbapenemów są nierówno podatni na działanie jednego lub drugiego mechanizmu oporności. A. baumannii oporne na przykład na meropenem mogą pozostać wrażliwe na imipenem i/lub doripenem i vice versa.

Jeśli zostanie wykryty szczep oporny na kolistynę, konieczne jest potraktowanie tego wyniku z ostrożnością i ponowne określenie czułości z równoległym testowaniem szczepów kontrolnych.

W odniesieniu do aminoglikozydów interpretacyjna ocena profilu antybiotyku jest niezwykle trudna ze względu na dużą liczbę enzymów modyfikujących aminoglikozydy oraz zmienność ich profilu substratowego. Dlatego w przypadku aminoglikozydów dopuszczalna jest szeroka gama kombinacji wrażliwości/oporności w ramach tej klasy.

Większość izolatów klinicznych A. baumannii jest opornych na fluorochinolony i chloramfenikol, dlatego należy zachować ostrożność przy wyborze tych leków jako leków etiotropowych w leczeniu zakażeń związanych z Acinetobacter, pomimo wyników oznaczania wrażliwości na antybiotyki. Ponadto, oceniając wrażliwość Acinetobacter baumannii na chinolony, należy wziąć pod uwagę fakt, że jedna mutacja w genie gyrazy DNA (gyrA) lub topoizomerazy IV (parC) jest wystarczająca do powstania oporności na niefluorowane chinolony. Mutacje w obu genach są wymagane do rozwoju oporności na fluorochinolony. Dlatego też, uzyskując wyniki antybiogramu wskazujące na wrażliwość szczepu na kwas nalidyksowy lub pipemidowy przy jednoczesnej oporności na fluorowane chinolony, należy podchodzić do tego antybiotykogra- mu jako całości z dużym sceptycyzmem.

Przy interpretacji gramów antybiotyków należy również wziąć pod uwagę, że Acinetobacterspp. ogólnie mają naturalną oporność na cefalosporyny 1. i 2. generacji, naturalne i aminopenicyliny, trimetoprim, fosfamycynę.

Aby scharakteryzować oporność Acinetobacter baumannii, zaleca się stosowanie następujących pojęć:

•  oporny (oporny) Acinetobacterbaumannii – niewrażliwy na jeden lek przeciwdrobnoustrojowy;

•  wielolekooporne (MDR) Acinetobacterbaumannii - niewrażliwe na ³1 lek w ³3 klasach wymienionych w tabeli. 2;

•  Ekstensywnie lekooporny (XDR) Acinetobacterbaumannii - niewrażliwy na ³1 lek w ³8 klasach wymienionych w tabeli. 2;

•  pandrug-odporny (PDR) Aci-netobacterbaumannii – niewrażliwy na

• wszystkie wymienione w tabeli. 2 przeciwdrobnoustrojowe

• leki.

Podczas analizy antybiogramu nie mniej ważna niż interpretacja jakościowej charakterystyki oporności jest ocena minimalnego stężenia hamującego (MIC). W niektórych przypadkach, zwłaszcza gdy mikroorganizm jest średniooporny (tj. wartość MIC przekracza próg czułości, ale nie osiąga progu oporności), na podstawie charakterystyki farmakokinetycznej leku możliwe jest osiągnięcie stężenie leku przekraczające MIC w ognisku zakażenia, z wyznaczeniem maksymalnej dawki i / lub stosowaniem przedłużonego schematu podawania. W szczególności, zgodnie z randomizowanymi kontrolowanymi badaniami, stałe stężenie leku, osiągane w surowicy przy ciągłym podawaniu, jest 5,8 razy wyższe niż minimalne stężenie, które osiąga się przy schemacie przerywanym. Z kolei w badaniu D. Wanga, porównując stosowanie meropenemu w dawce 1 g co 8 godzin dożylnie podczas godzinnego wlewu i w dawce 0,5 g co 6 godzin podczas trzygodzinnego wlewu w leczeniu respiratorowego zapalenia płuc wywołanego wieloopornymi szczepami A. baumannii stwierdzono, że stężenie leku w surowicy krwi przekraczało MIC odpowiednio w 54 i 75,3% czasu między wstrzyknięciami; koszt antybiotykoterapii był istotnie 1,5-krotnie niższy w drugiej grupie. w tabeli. 3 przedstawia kryteria interpretacji czułości MIC i odpowiadających im stref zahamowania wzrostu mikroorganizmów na pożywce stałej zgodnie z zaleceniami Komisji Europejskiej ds. Oznaczania Wrażliwości Drobnoustrojów (EUCAST).

Terapia zakażeń szpitalnych wywołanych przez Acinetobacter baumannii prowadzona jest zgodnie z ogólnymi zasadami postępowania w zakażeniach szpitalnych (ryc. 1). Empiryczne zalecenie terapii przeciwcinetobakteryjnej w przypadku podejrzenia rozwoju zakażenia szpitalnego jest uzasadnione w tych jednostkach ochrony zdrowia lub ich oddziałach strukturalnych, w których A. baumannii jest jednym z głównych czynników sprawczych tych zakażeń, biorąc pod uwagę czynniki ryzyka.

Ocenę skuteczności prowadzonej terapii należy przeprowadzić po 48–72 godzinach od jej rozpoczęcia, niezależnie od tego, czy terapia została przepisana doraźnie.

pirycznie lub po wyizolowaniu patogenu. Powinna opierać się na dynamice obrazu klinicznego i wynikach badań mikrobiologicznych (w tym powtarzanych), a obraz kliniczny powinien być dominującym czynnikiem oceny.

Pomimo szeregu badań wskazujących na możliwość skrócenia czasu antybiotykoterapii, nie należy skracać czasu antybiotykoterapii w przypadku zakażeń wywołanych przez A. baumannii. I tak w wieloośrodkowym badaniu z randomizacją stwierdzono, że skrócenie czasu leczenia przeciwbakteryjnego VAP wywołanego przez niefermentujące drobnoustroje Gram-ujemne z 15 do 8 dni wiąże się ze wzrostem częstości nawrotów.

Przy wyborze terapii należy pamiętać, że na świecie najbardziej aktywnymi lekami przeciwbakteryjnymi przeciwko A. baumannii są sulbaktam, karbapenemy, aminoglikozydy, polimyksyny, tygecyklina i minocyklina. Jednak wybór konkretnego leku przeciwbakteryjnego, który można zastosować w terapii empirycznej zakażeń związanych z A. baumannii, powinien opierać się na lokalnych danych z oddziału lub zakładu opieki zdrowotnej, w którym rozwinęło się zakażenie szpitalne.

W przypadku wskazania antybiotykoterapii po izolacji gronkowców z materiału patologicznego wybór antybiotyku powinien opierać się na antybiogramie z uwzględnieniem analizy interpretacyjnej jego wyników (sekcja „Diagnostyka i oznaczanie wrażliwości na leki przeciwdrobnoustrojowe”) .

Sulbaktam. Sulbaktam jest obecnie lekiem z wyboru w leczeniu zakażeń wywołanych przez bakterie Acinetobacter. W Republice Białorusi 84,8% izolatów szpitalnych A. baumannii jest wrażliwych na ten lek przeciwdrobnoustrojowy.

Sulbaktam ma wewnętrzną aktywność przeciwdrobnoustrojową przeciwko A. baumannii, która jest niezależna od leku beta-laktamowego w połączeniu z nim.

W eksperymentalnych badaniach na zwierzętach skuteczność sulbaktamu była porównywalna ze skutecznością karbapenemów przeciwko gronkowcom niewrażliwym na karbapenemy. W badaniach klinicznych połączenie sulbaktamu/beta-laktamu wykazało podobną skuteczność jak karbapenemy w VAP i posocznicy wywołanej przez wielolekooporne izolaty A. baumannii. Wyniki leczenia sepsy wywołanej wielolekoopornym szczepem A. baumannii sulbaktamem nie różniły się od wyników leczenia sepsy wywołanej przez nieopornego szczepu A. baumannii innymi lekami przeciwbakteryjnymi.

Po podaniu pozajelitowym stężenie sul-baktamu w surowicy krwi wynosi 20-60 mg / l, w tkankach - 2-16 mg / l. Optymalny schemat dawkowania sulbaktamu to 2 g we wlewie 30-minutowym po 6 h lub 1 g we wlewie 3-godzinnym po 6–8 h. rozwój niepożądanych reakcji na lek w postaci biegunki, wysypki, uszkodzenia nerek.

W wyniku wielu badań ustalono synergistyczne działanie sulbaktamu z meropenemem, imipenemem, ryfampicyną, cefpiromem, amikacyną.

Karbapenemy. W leczeniu ciężkich infekcji A. baumannii można stosować imipenem, meropenem i dorypen. Ertapenem nie działa na Acinetobacter spp. ogólnie .

Ze względu na wzrost liczby szczepów A. bauma-nnii opornych na karbapenemy, w tym w Republice Białorusi, stosowanie antybiotyków karbapenemowych w leczeniu zakażeń wywołanych przez Acinetobacter w monoterapii jest obecnie niewłaściwe. Wyjątkiem są szpitalne zakłady opieki zdrowotnej, gdzie zgodnie z lokalnym monitoringiem antybiotykooporności patogenów szpitalnych zdecydowana większość z nich pozostaje wrażliwa na karbapenemy.

W badaniach in vitro wykazano synergistyczne lub addytywne działanie kombinacji imipenemu + amikacyny + kolistyny, dorypenemu + amikacyny, dorypenemu + kolistyny, meropenemu + sulbaktamu, meropenemu + kolistyny; in vivo - imipenem + tobramycyna.

Zastosowanie karbapenemu + beta-laktamu/sulbaktamu w leczeniu zakażeń wielolekoopornych A. baumannii wiąże się z lepszymi wynikami leczenia niż sam karbapenem lub karbapenem + amikacyna. Jednak połączenie imipenemu z sulbaktamem wiązało się z niższym wskaźnikiem przeżycia w mysim modelu zapalenia płuc w porównaniu z połączeniem imipenemu z ryfampicyną.

Wybierając lek z tej klasy do leczenia zakażeń wywołanych przez Acinetobacter, należy wziąć pod uwagę, że w Republice Białoruś imipenem wykazuje nieco wyższą aktywność wobec szpitalnych izolatów A. baumannii w porównaniu z meropenemem (44,1 i 38,6% szczepów wrażliwych). Aktywność doripenemu przewyższa aktywność imipenemu i meropenemu tylko w stosunku do izolatów A. baumannii z genem OXA-58, aktywność imipenemu w stosunku do szczepów A. baumannii wytwarzających OXA-23. Jednak w Republice Białorusi przeważają szczepy gronkowcowe wytwarzające OXA-40, co nie pozwala mówić o przewadze tego leku nad innymi przedstawicielami klasy w leczeniu infekcji wywołanych przez A. baumannii.

aminoglikozydy. Aminoglikozydy są często stosowane w leczeniu zakażeń wywołanych przez drobnoustroje Gram-ujemne, ale szpitalne izolaty A. baumannii wykazują wysoki poziom oporności na tę klasę leków przeciwbakteryjnych. W Republice Białorusi 64,4% jest opornych na gentamycynę, a 89% badanych szczepów A. baumannii jest opornych na amikacynę. Stosunkowo niski poziom oporności na gentamycynę jest najprawdopodobniej związany ze spadkiem stosowania tego leku przeciwdrobnoustrojowego w organizacjach ochrony zdrowia w ciągu ostatnich kilku lat.

Powołanie tej klasy leków jest możliwe tylko w połączeniu z antybiotykami bardziej aktywnymi przeciwko acinetobacteria w oparciu o lokalne dane dotyczące wrażliwości patogenu.

Ryfampicyna. Ze względu na wrażliwość szczepów szpitalnych Acinetobacteria na ryfampicynę lek ten może być dodany do leczenia zakażeń wywołanych szczepami wielolekoopornymi. Wielu autorów wykazało skuteczność samej ryfampicyny, jak również w połączeniu z imipenemem lub sulbaktamem. Synergizm jest również charakterystyczny dla połączenia ryfampicyny z kolistyną. Wykazano, że ryfampicyna i połączenie ryfampicyny i kolistyny ​​są skuteczne w zapaleniu opon mózgowych wywołanym przez oporny na imipenem izolat A. baumannii.

Według wielu badań oporność na ryfampicynę rozwija się w trakcie leczenia, zarówno przy stosowaniu w monoterapii, jak iw skojarzeniu z imipenemem, jednak przy stosowaniu kombinacji ryfampicyna + kolistyna nie wykazano zmian MIC ryfampicyny.

tetracykliny. W badaniach in vitro wykazano aktywność tetracyklin (minocyklina, doksycyklina, tetracyklina) przeciwko A. baumannii. Największą aktywność wykazuje minocyklina (nie zarejestrowana w Republice Białoruś), która działa również na izolaty oporne na inne tetracykliny. Ogólnie rzecz biorąc, dane eksperymentalne i kliniczne charakteryzujące zastosowanie tetracyklin w infekcjach wywołanych przez A. baumannii są niezwykle nieliczne. Dlatego wyznaczenie leków tej klasy jest uzasadnione tylko na podstawie danych antybiogramu w przypadku braku innej alternatywy.

polimyksyny. Spośród pięciu znanych leków tej klasy (polimyksyny A-E) tylko polimyksyna B i polimyksyna E (kolistyna) są obecnie dostępne do użytku klinicznego. Kolistynę stosuje się w dwóch postaciach: siarczanu kolistyny ​​(do odkażania jelit i do stosowania miejscowego w zakażeniach tkanek miękkich; rzadko do podawania dożylnego) oraz metanosolu kolistyny ​​(do podawania pozajelitowego i wziewnego). Kolistymetan sodu (nieaktywny prekursor kolistyny) ma mniejszą toksyczność i działanie przeciwbakteryjne w porównaniu z siarczanem kolistyny.

Polimyksyny są wysoce aktywne wobec szczepów A. baumannii, w tym izolatów wieloopornych i opornych na karbapenemy. Według różnych badań poziom skuteczności klinicznej kolistyny ​​wynosi 20–83%, mikrobiologicznej 50–92%. Według badań farmakokinetycznych

Zgodnie z wynikami stężenie kolistyny ​​w osoczu krwi po podaniu dożylnym mieści się w zakresie 1–6 mg / l, w płynie mózgowo-rdzeniowym - 25% stężenia w surowicy.

Ze względu na słabą penetrację przez bariery histohematyczne u pacjentów z infekcjami dolnych dróg oddechowych bardziej korzystne jest podawanie polimyksyn wziewnie, a w leczeniu infekcji ośrodkowego układu nerwowego - dokomorowo lub dokanałowo, w połączeniu z ich podawaniem pozajelitowym lub ogólnoustrojowe stosowanie innych leków przeciwdrobnoustrojowych, szczury.

Częstość występowania nefrotoksyczności przy stosowaniu polimyksyn, według współczesnych badań, jest porównywalna z innymi klasami leków przeciwbakteryjnych i wynosi 0–37%. Ryzyko rozwoju nefrotoksyczności podczas stosowania polimyksyn jest zależne od dawki. Jednocześnie największą częstość występowania działań niepożądanych ze strony nerek obserwowano u pacjentów z wcześniejszym naruszeniem ich funkcji, jednak rozwijająca się niewydolność nerek była zwykle odwracalna.

W badaniach in vitro stwierdzono synergizm kolistyny ​​z ryfampicyną, imipenemem, minocykliną i ceftazydymem; polimyksyna B z imipenemem, meropenemem i ryfampicyną.

Obecnie pozajelitowe postacie polimyksyn nie są zarejestrowane do użytku w Republice Białoruś.

Tygecyklina. Tygecyklina działa bakteriostatycznie lub bakteriobójczo na A. baumannii, nie podlega mechanizmom oporności charakterystycznym dla tetracyklin.

Zgodnie z wynikami wielu badań tygecyklina może zachowywać aktywność wobec opornych na minocyklinę, imipenem, kolistynę i wielolekoopornych szczepów A. baumannii.

Tygecyklina ma dużą objętość dystrybucji i tworzy duże stężenia w tkankach organizmu, w tym w płucach, jednak według wielu autorów stężenie leku we krwi i płynie mózgowo-rdzeniowym przy zalecanej drodze podania jest suboptymalne i nie zapewnia wystarczającej aktywności przeciwbakteryjnej. Ze względu na niskie stężenia leku w moczu nie zaleca się stosowania tygecykliny w ZUM.

Według ekspertów z Food and Drug Administration (USA), tygecyklina okazała się skuteczna w leczeniu ciężkich zakażeń w obrębie jamy brzusznej wywołanych przez MSSA i VSE, ciężkich zakażeń skóry i tkanek miękkich wywołanych przez MSSA i MRSA oraz nabyte zapalenie płuc. Jednocześnie stosowanie tygecykliny w leczeniu szpitalnych zapaleń płuc (zwłaszcza VAP) wiąże się ze zwiększonym ryzykiem zgonu u ciężko chorych pacjentów. Lek nie jest obecnie zarejestrowany w Republice Białoruś.

Tabela 4. Dawki leków przeciwbakteryjnych i częstość ich podawania w leczeniu zakażeń wywołanych przez A. baumannii

Perspektywy leczenia zakażeń wywołanych przez A. baumannii. Badania in vitro opisują skuteczność nowej cefalosporyny, ceftobiprolu? przeciwko Acinetobacter spp., brak jest jednak danych z badań klinicznych. Aktywność ceftobiprolu przewyższa aktywność ceftazydymu i cefepimu przy braku lub niskiej ekspresji genów odpowiedzialnych za syntezę ADC-beta-laktamazy. Brytyjscy autorzy w badaniu in vitro wykazali aktywność nowego monobaktamu BAL30072 w stosunku do 73% CRAB przy stężeniu 1 mg/l i 89% przy stężeniu 8 mg/l.

Badanie symulacji oparzeń in vivo na myszach pokazuje skuteczność terapii fotodynamicznej w leczeniu miejscowych infekcji wywołanych przez wielolekooporne szczepy A. baumannii.

Wśród opracowywanych zasadniczo nowych leków, inhibitory pompy efluksowej, inhibitory bakteryjnych enzymów biosyntezy kwasów tłuszczowych (inhibitory FabI i FabK), inhibitory deformylazy peptydowej metaloenzymów, peptydy przeciwdrobnoustrojowe (buforyna II, A3-APO) mają potencjalną aktywność przeciwko A baumannii, inhibitory beta-laktamazy klasy D na bazie kwasu boronowego. W badaniu in vitro wykazano zdolność eksperymentalnego preparatu NAB741, który zawiera cykliczny fragment polipeptydu identyczny z analogicznym fragmentem polimyksyny B, do zwiększania wrażliwości Acinetobacterbaumannii na leki, dla których nienaruszona błona zewnętrzna stanowi skuteczną barierę. Inne badanie in vitro wykazało skuteczność wankomycyny przeciwko A. baumannii przy użyciu technologii fuzogennych liposomów w celu dostarczenia jej do przestrzeni peryplazmatycznej. Opisano zdolność substancji niszczących biofilm (w szczególności opartych na 2-aminoimidazolu) do przywracania wrażliwości na antybiotyki wieloopornych izolatów acinetobacteria. Omówiono możliwość opracowania tzw. „antygenów” ukierunkowanych na hamowanie genów odpowiedzialnych za powstawanie mechanizmów oporności; immunizacja czynna i bierna. Szereg prac wykazało działanie ekstraktów i ekstraktów z roślin, sekretów zwierzęcych w stosunku do wieloopornych Acinetobacteria. W szczególności olej Helichrysumitalicum, kwasy garbnikowy i elagowy znacznie obniżają poziom oporności A. baumannii na leki przeciwbakteryjne poprzez hamowanie wypływu.

Szereg badań wykazało lizę Acinetobacteria in vitro, a także skuteczność zastosowania bakteriofagów w leczeniu eksperymentalnych infekcji wywołanych przez Acinetobacter spp. u zwierząt.

Zapobieganie

Biorąc pod uwagę wysoką oporność Acinetobacter baumannii na leki przeciwdrobnoustrojowe, a także zdolność tego mikroorganizmu do szybkiego rozwijania mechanizmów oporności, profilaktyka zakażeń wywołanych przez A. baumannii w organizacji ochrony zdrowia, oparta na zasadach i normach kontrola infekcji ma ogromne znaczenie.

A. baumannii są w stanie kolonizować normalnie sterylne przedmioty i przetrwać zarówno w suchym, jak i wilgotnym środowisku szpitalnym. Przedmioty otaczające pacjenta są zwykle kolonizowane (pierze w poduszkach, materacach, pościeli, zasłonach, łóżkach, stolikach nocnych i stolikach nocnych, krany z tlenem i wodą, woda używana w respiratorach lub do podawania nosowo-żołądkowego), a także służą do pielęgnacji, kontrolować jego stan i przeprowadzać manipulacje medyczne. Spośród przedmiotów służących do zabiegów pielęgnacyjnych i medycznych A. baumannii izolowany jest od urządzeń do sztucznej wentylacji płuc i odsysaczy mechanicznych, kolonizacji mogą podlegać również przedmioty związane z dostępem donaczyniowym (pompy infuzyjne, ciśnieniomierze, systemy do długotrwałej hemofiltracji). , cewniki naczyniowe). Wśród pozostałego sprzętu kolonizacyjnego kolonizacji mogą podlegać wózki inwalidzkie do transportu pacjentów, rękawiczki medyczne, fartuchy, mankiety tonometrów, przepływomierze szczytowe, pulsoksymetry, łyżki laryngoskopowe, systemy wentylacji i klimatyzacji. Ze względu na zdolność bytowania w wilgotnym środowisku A. baumannii zanieczyszczają wiele różnych roztworów, w tym niektóre środki dezynfekujące (furatsilina, rivanol). Dodatkowym rezerwuarem A. baumannii są również przedmioty znajdujące się w środowisku szpitalnym, które często mają kontakt z rękami personelu (klamki, klawiatury komputerowe, dokumentacja medyczna, stoliki na stanowiskach lekarskich, umywalki, a nawet sprzęt do sprzątania).

Podczas szpitalnych ognisk zakażeń wywołanych przez A. baumannii zabiegi medyczne mogą być również związane z rozprzestrzenianiem się patogenu, głównie z powodu zanieczyszczenia stosowanych materiałów. Takimi manipulacjami mogą być hydroterapia lub pulsacyjne płukanie ran, interwencje chirurgiczne, cewnikowanie, tracheostomia, nakłucie kręgosłupa.

Dla właściwej kontroli zakażeń szpitalnych wywołanych przez A. baumannii konieczne jest stałe utrzymywanie działań mających na celu zapobieganie przenoszeniu patogenu z pacjenta na pacjenta (ryc. 2), ponieważ głównym rezerwuarem A. baumannii w szpitalu jest skolonizowani Nye/zakażeni pacjenci.

Poza powyższymi środkami nie bez znaczenia jest wprowadzenie ścisłych wskazań do przepisywania leków przeciwdrobnoustrojowych, które nie wchodzą w skład pierwszej linii terapii przeciwbakteryjnej (np. karbapenemy, cefalosporyny, fluorochinolony IV generacji itp.), co zmniejsza częstość niewłaściwego przepisywania antybiotyków w szpitalnej organizacji opieki zdrowotnej w ogóle, a co za tym idzie, poziom oporności izolatów szpitalnych, w tym A. baumannii.

Ogólnie należy stwierdzić, że Acinetobacter baumannii jest obecnie „problematycznym” czynnikiem sprawczym zakażeń szpitalnych, dotykającym głównie pacjentów w ciężkim stanie klinicznym, dobrze przystosowanych do życia w środowisku szpitalnym i wykazujących dużą oporność na większość leków antyseptycznych i przeciwdrobnoustrojowych. Przepisując terapię przeciwbakteryjną skierowaną na A. baumannii, należy wziąć pod uwagę lokalne dane dotyczące jej wrażliwości w konkretnej placówce służby zdrowia, a najlepiej w każdym konkretnym oddziale.

Ten artykuł pochodzi z czasopisma „Medical News”, nr 5, 2011.