A helmintiázisok laboratóriumi diagnosztikája. Módszer a patológiás szövetek kaparásával nyert tiszta Leishmania tenyészet izolálására

Egyszerű módszerek

makroszkópos módszer. Az ürülék vizsgálata során kimutathatóak a féreg, azok feje, szegmentuma, strobiliz töredékei, amelyek önmagukban vagy féregtelenítés után kiemelkednek. Ez a módszer különösen ajánlott enterobiasis, taeniasis és taeniarhynchosis kimutatására.

Az ürülék kis adagjait lapos fürdőben vagy Petri-csészében vízzel összekeverjük, és sötét háttér előtt jó fényben, szükség esetén nagyítóval távolítsuk el a bélférgeket és minden gyanús fehér képződményt csipesszel vagy pipettával. Az összegyűjtött anyagot egy másik csészébe vízzel vagy tárgylemezre helyezzük egy csepp hígított glicerinben vagy izotóniás nátrium-klorid oldatban további vizsgálat céljából.

Az ülepítési módszerrel az ürülék teljes vizsgálati részét vízzel kell összekeverni egy üveghengerben, majd a felső vízréteget óvatosan le kell engedni. Ez többször megismétlődik. Amikor a folyadék átlátszóvá válik, lecsepegtetjük, és a csapadékot kis részletekben üvegfürdőben vagy Petri-csészében nézzük, ahogy fentebb jeleztük.

A mikroszkópos módszerek a széklet vizsgálatának fő módszerei a peték vagy a bélféreg lárváinak kimutatására. Az alábbiakban különböző kutatási módszereket ismertetünk. A vizsgálat megbízhatóságának növelése érdekében az elemzések naponta többször vagy 1-3 napos időközönként megismételhetők.

Natív kenet módszer. A natív kenet a leggyakoribb és technikailag elérhető módszer a széklet vizsgálatára. A natív kenetben mindenféle helminták tojásai és lárvái megtalálhatók. Azonban kis számú tojás a székletben nem mindig található meg. Ezért a széklet vizsgálata csak natív kenet segítségével nem teljes, és dúsítási módszerekkel kell kiegészíteni. A natív kenetvizsgálat hatékonysága markánsan javul, ha négy, székletmintából készült készítményt nézünk két fedőlemez nélküli üveglemezen, amely összesen megközelítőleg ugyanannyi széklet vizsgálatát teszi lehetővé, mint a Kato-módszerrel (lásd alább).

Kis mennyiségű (gyufafejnyi) felkavart ürüléket fapálcikával vékonyan megkenünk egy tárgylemez felületére csepp 50%-os glicerines oldatban. Általában két kenetet készítenek egy pohárra. A kenetet kis nagyítású mikroszkóp alatt nézzük (8. sz., 7. sz.). Kétes esetekben fedőlemezzel letakarva nagy nagyítással megvizsgálják (40. ob.).

Nagy natív kenet készítéséhez 200-300 mg (nagy borsó nagyságú) székletet őrölünk egy 6x9 cm-es poháron 15-20 csepp 50%-os vizes glicerinoldatban. Binokuláris sztereoszkópikus mikroszkóp alatt (4. kötet, kb. 12,5 vagy 2. kötet, kb. 17) áteresztett fényben, fedőlemezek nélkül. Kétséges esetekben az objektívet nagyobb nagyításra fordíthatja. Az ilyen kenetekben jól láthatóak a színes, nagy helminta tojások, és a törpe galandféreg átlátszó tojásai valamivel rosszabbak. Ez a módszer nem alkalmas kisméretű tojások kimutatására. Ugyanakkor a vizsgált anyag nagy mennyisége és a nagy látómező nagy mélységélességgel jelentős hatékonyságot biztosít ennek a módosításnak a hagyományos natív kenethez képest.

A vastag celofán kenet (Kato módszer) hatékonyabb, mint a natív kenetvizsgálat, de dúsító módszerekkel is kombinálni kell. Valamennyi féregtípus tojásait kimutatják, azonban a törpe galandféreg (átlátszó peték) vagy opisthorchis (kis tojások) peték kimutatásához a laboránsnak különösen ügyelnie kell arra, hogy ne hagyja ki őket (21. ábra).

A módszer a bélféreg tojásainak kimutatásán alapul egy vastag, glicerinnel tisztított és malachitzöldre színezett székletkenetben. A hidrofil celofánt előzetesen 20 x 40 mm-es lemezekre vágjuk, és Kato keverékbe merítjük (6 ml 3%-os vizes malachitzöld oldat, 500 ml glicerin, 500 ml 6%-os fenolos oldat). A keverékből 3-5 ml 100 tányérra elegendő, amelyek egy nap alatt készen állnak a használatra, és ugyanabban a keverékben jól zárható edényben szobahőmérsékleten 6 hónapig tárolhatók. Malachit zöld (a laborasszisztens szemfáradásának csökkentésére ajánlott) és fenol (fertőtlenítő) hiányában csak 50%-os vizes glicerinoldat használható, a vizsgálat hatékonysága nem csökken.

Rizs. 20. Módszer vastag székletkenet készítésére celofánnal Kato szerint

100 mg ürüléket a fentiek szerint kezelt celofán lemezzel lefedő üveglapra helyezünk, és gumidugóval lenyomjuk, hogy az ürülék ne terjedjen szét a celofán alól. A mikroszkóp kis vagy nagy nagyítású mikroszkópos vizsgálatát legkésőbb 1 órával (meleg időben - 30-40 perccel) a kenet elkészítése után kell elvégezni. A készítmény átlátszatlanságának oka lehet vastag székletréteg, a lemez rossz feldolgozása a Kato keverékben, a készítmény nem megfelelő expozíciós ideje celofán alatt. A glicerinnel való hosszan tartó tisztítás és a készítmény túlzott szárítása szintén megnehezíti a tojások kimutatását.

Csavarási módszer az S.S. szerint. Shulman. A módszert a bélféreg lárvák, elsősorban a Strongyloid székletben történő kimutatására javasolták. Csak a frissen kiürült ürüléket vizsgáljuk, amelyből 2-3 g-ot üvegedénybe töltünk, üvegrúddal körkörös mozdulatokkal 3-5-szörös mennyiségű sóoldattal keverjük, anélkül, hogy az edény falát érintené. A központban felhalmozódnak a helminták tojásai és lárvái. Keverés után a pálcika végén lévő cseppet gyorsan egy tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

dúsítási módszerek. A dúsítási módszerek a tojások fajsúlyának és az alkalmazott sóoldatnak a különbségén alapulnak, ami lehetővé teszi kis mennyiség kimutatását. Ha a peték fajsúlya nagyobb, mint a folyadék fajsúlya, akkor a peték az üledékben koncentrálódnak, amit mikroszkóp alatt vizsgálunk. Ezt az ülepítési módszert a trematode tojások esetében alkalmazzák. Az oldat nagyobb fajsúlya esetén a tojások a folyadék felszínére úsznak, majd a filmet megvizsgálják. Ezek flotációs (lebegő) módszerek, ezek a leghatékonyabbak a horogféreg, ostorféreg és törpe galandféreg peték kimutatására.

flotációs módszerek. A Fulleborn módszer a helmintpeték telített nátrium-klorid-oldatban való lebegtetésén alapul, amelynek nagy relatív sűrűsége (1,2), amely lehetővé teszi a kis számú tojás kimutatását. A módszer hatékonyabb, mint a natív kenet tanulmányozása, bár nehezebb. A módszer előnye az olcsóság és a rendelkezésre állás. A natív kenet és a Fülleborn-módszer vizsgálatát javasolt kombinálni.

Telített oldatot készítünk úgy, hogy 400 g nátrium-kloridot feloldunk 1 liter vízben forrás közben. Az oldat relatív sűrűsége 1,18-1,22. Az oldatot zárt üvegben tárolják. Az elemzéshez 2-3 g ürüléket helyezünk egy 30-50 ml térfogatú edénybe, és pálcikával keverve telített nátrium-klorid-oldatot adunk hozzá majdnem a tetejéhez. Egy papírcsík gyorsan eltávolítja a lebegő nagy részecskéket. 45-60 perc után. huzalhurokkal ülepítjük, távolítsuk el a felületi filmet és vigyük át tárgylemezre csepp 50%-os vizes glicerinoldatban. A fólia hurkával történő eltávolítása helyett a tetejére önthetjük az üvegben lévő oldatot, letakarjuk egy tárgylemezzel, aminek a felületére rátapadnak a lebegő tojások. Számos előkészület van folyamatban. Ezen kívül 2-4 készítményt megnéznek az üledékből, szempipettával 2 üveglemezen felszedve. A felszíni film mellett az üledék vizsgálata is szükséges, mivel a trematodák, taeniidák, az ascaris megtermékenyítetlen petéi ebben az oldatban nem úsznak. Számos helmint tojása nem úszik azonnal a sóoldatban. Tehát, ha a törpe galandféreg tojásainak maximális száma 15-20 perc múlva lebeg, akkor az ascaris - 1,5-2 óra múlva, az ostorféreg - 2-3 óra múlva.

Így ennek a módszernek az előnyei közé tartozik az olcsósága és elérhetősége, hátrányai pedig a preparátumok felületi filmen és üledéken való megtekintésének szükségessége, valamint az ülepedés időtartama.

E. V. Kalantaryan módszere is dúsítási módszer, de hatékonyabb és egyszerűbb, mint a Fülleborn módszer. 1,38 relatív sűrűségű telített nátrium-nitrát oldatot használunk. Ezért a legtöbb féreg tojásai felúsznak, és a felszíni filmben találhatók, üledékvizsgálat nem szükséges.

Telített nátrium-nitrát-oldat elkészítéséhez 1 kg nátrium-nitrát sót (nátrium-nitrát) feloldunk 1 liter vízben, és addig forraljuk, amíg teljesen fel nem oldódik, és a felületén film képződik. Szűrés nélkül töltse száraz üvegbe. Nátrium-nitrát hiányában ammónium-nitráttal (ammónium-nitrát) helyettesíthető, 1 liter vízben 1,7 kg-ot oldva. A kapott oldat relatív sűrűsége 1,3, ami némileg csökkenti a hatékonyságot a nátrium-nitrát oldathoz képest.

A módszer előnyei: a legtöbb helminth petéi gyorsan előbukkannak és megtalálhatók a felületi filmben, ami szükségtelenné teszi az üledék tanulmányozását. A módszer hátránya a nátrium-nitrát hiánya, valamint az, hogy a trematoda peték, taeniid onkoszférák nem úsznak le és maradnak az üledékben. Nem szabad megfeledkezni arról, hogy a széklet oldatban való hosszan tartó (több mint 1-2 órás) expozíciója esetén egyes helminták tojásai megduzzadnak és leülepednek, eltűnnek a felületi filmből.

ülepítési módszerek

P. P. Goryachev módszere a peteülepedés elvén alapul. A kenet ebben az esetben könnyű, durva szennyeződések nélkül, ami megkönnyíti a trematodák (opisthorchia stb.) kis tojásainak kimutatását. Az ópisztolytojások fajsúlya nagy, ezért nem úszik a sóoldatban.

70-100 ml telített nátrium-klorid-oldatot öntünk egy 2-3 cm átmérőjű hengerbe. Külön-külön alaposan keverjen el 0,5 g ürüléket 20-25 ml vízben, és óvatosan szűrje át egy tölcséren két réteg gézzel egy sóoldattal töltött hengerbe, elkerülve a keveredést (hogy két jól elhatárolható réteg képződjön). 2-3 óra elteltével pipettával leszívjuk a felső ürülékes réteget, a maradék sóoldatot 12-20 órán át állni hagyjuk, vagy centrifugáljuk. A csapadékot egy tárgylemezre pipettázzuk, fedőlemezzel lefedjük és mikroszkóppal lefedjük.

Gorjacsov módszerét az ópisztoly peték kimutatására javasolták, és hatékonyabbnak bizonyult, mint a natív kenetvizsgálat és a Fülleborn módszer. Jelenleg az opisthorchiasis (clonorchiasis) diagnosztizálására a Kato és Kalantaryan módszereit ajánlják, mint meglehetősen hatékonyak és technikailag egyszerűbbek.

Krasilnikov módszer. A detergensek (mosószerek) részét képező felületaktív anyagok hatására a helmint tojások felszabadulnak a székletből, és az üledékben koncentrálódnak.

Előzetesen elkészítjük a Lotus mosópor 1%-os oldatát. Ehhez 10 g port fel kell oldani 1 liter csapvízben. Lotus hiányában más mosópor is használható, de mindegyikből annyit kell bevenni, amennyi csapadék nélkül feloldódik 1 liter csapvízben. 20-30 ml mosószeres oldatot öntünk egy 30-50 ml-es üvegedénybe, egy kis adag ürüléket helyezünk oda, és jól összekeverjük. A széklet és az oldat arányának körülbelül 1:20-nak kell lennie. A székletnek legalább egy napig az oldatban kell lennie. Ezalatt az alján 2-3 rétegű üledék képződik. Az alsó réteg durva, nehéz részecskékből áll, a középső rétegben féregpeték gyűlnek össze, a felső réteg fehéresszürke pelyhek. Ezután pipettával 2-3 csepp folyadékot gyűjtünk a középső rétegből, és egy tárgylemezre visszük. Egy pohárra 2 készítményt készítünk, fedőlemezzel lefedjük és mikroszkóppal.

A Krasilnikov-módszer lehetővé teszi az ürülékkel kiválasztott férgek minden típusának tojásainak kimutatását.

Az éter-formalin ülepítési módszer és a kémiai ülepítés nagyon munkaigényes, nagy hatékonyságú, különösen tömegvizsgálatoknál, ezért célszerűbb az éter-ecetsav módszer alkalmazása. Lehetővé teszi, hogy az üledék kémiai reagensekkel történő további feldolgozása után gyakorlatilag csak féregpeték nyerhetők benne, ami megkönnyíti a kis trematoda tojások azonosítását. Ez a módszer univerzálisnak bizonyult, feltárja az összes bélféreg petéit, bélprotozoon cisztáit, és az invázió intenzitásának számszerűsítésére is használható.

Öntsön 7 ml 10%-os ecetsavoldatot centrifuga beosztású kémcsövekbe, és adjon hozzá 1 g ürüléket a 8 ml-es jelig. A székletet egy pálcikával alaposan összekeverjük, amíg homogén keveréket nem kapunk, majd két réteg gézen át egy másik centrifugacsőbe szűrjük (hogy a leszűrt oldat új csövében ismét 8 ml legyen, ha kevesebb, akkor tovább öblíthető a tölcsért 10%-os ecetsavoldattal kötött kötéssel, aki átszűrte a székletoldatot). Ehhez a kémcsőhöz adjunk 2 ml étert (a 10 ml-es jelig), dugóval zárjuk le, és 30 másodpercig rázzuk erőteljesen. Az elegyet 3000 fordulat/perc sebességgel centrifugáljuk 1 percig (vagy 2 percig 1500 rpm-en). A koaguláló réteget (a cső felső részében parafa formájában) egy pálcikával elválasztjuk a cső falától, és a felülúszóval együtt óvatosan lecsepegtetjük. A csapadékot (általában kicsi, színtelen) pipettával üveglapokra visszük fel, fedjük le fedőlemezzel és mikroszkóppal vizsgáljuk.

A legegyszerűbbek 4 osztályra oszthatók:

Az encisztálás során a mikroorganizmus lekerekített alakot kap, és védőhéjjal borítja be. Ciszta formájában a protozoonok kevésbé érzékenyek a káros környezeti tényezőkre.

A kutatás a következőket foglalhatja magában:

Jegyzet:A diagnosztikának nagyon sok fajtája létezik, figyelembe vesszük azokat a típusokat, amelyek a leggyakoribbak a klinikai laboratóriumi gyakorlatban.

Magán típusú diagnosztika

Minden konkrét esetben a laboráns feladata egy adott kórokozó felkutatása, néha a fő kórokozóval együtt másokat is találnak.

Ennek a mikroorganizmusnak 6 faja van, amely képes élni az emberi bélben. Csak a vegetatív formában és ciszta formájában előforduló dizentériás amőbának van klinikai jelentősége.

Ezenkívül immunológiai módszereket alkalmaznak:

• indirekt immunfluoreszcencia;
• indirekt agglutináció (PHA);
• radiális immundiffúzió.

Jegyzet: A szerológiai módszerek nem informatívak, és csak kétes esetekben használják a fő módszerek kiegészítéseként.

Ciliáris (csillók) diagnózisa

E nemzetség mikroorganizmusainak patogén formája a balantidia. Ez egy mikroba, amely balantidiasist okoz – a vastagbél fekélyes folyamatával járó betegséget. A kórokozó natív kenetben található vegetatív forma és ciszta formájában. A kenet anyagát (ürülék és nyálka) szigmoidoszkópos vizsgálat során veszik, és speciális táptalajra vetik.

A flagellátok (leishmania, giardia, tripanoszómák, trichomonádok) diagnosztikája

A leishmania, a trypanosoma, a giardia, a trichomonads veszélyes az emberre.

Leishmania- a leishmaniasis-t okozó mikrobákat vérkenetekben, csontvelői anyagokban, bőrinfiltrátumokból származó kaparékban vizsgálják. Egyes esetekben a Leishmania diagnosztizálása során táptalajra vetik.

Trypanoszómák- Alvásbetegség kórokozói (amerikai/afrikai trypanosomiasis vagy Chagas-kór).

Az afrikai változatot a kezdeti időszakban határozzák meg a perifériás vér vizsgálatában. A kóros mikrobák a betegség progressziója során megtalálhatók a nyirokcsomók szúrásának anyagában, előrehaladott stádiumban - a cerebrospinális folyadékban.

A trypanoszómák diagnosztizálásához Chagas-betegség gyanúja esetén a vizsgálati anyagot mikroszkóp alatt, kis nagyítással vizsgálják. Ebben az esetben a keneteket és egy vastag cseppet előre megfestik.

Trichomonas(bél, száj,) az érintett nyálkahártyákról vett anyagok mikroszkópos vizsgálatával mutathatók ki.

A sporozoák azonosítása (malária plazmódium, kokcidózis kórokozója stb.)

A leggyakoribb és az emberre legveszélyesebb faj a maláriás plazmódium, amelynek 4 fő kórokozója van: a háromnapos malária, a négynapos malária, a trópusi malária és az ovális malária kórokozója.

A Plasmodium (sporogony) szexuális fejlődése az Anopheles szúnyogokban megy végbe. Aszexuális (szöveti és eritrocita skizogónia) - a májszövetben és az emberi eritrocitákban. Az életciklus ezen sajátosságait figyelembe kell venni a maláriás plazmódium diagnosztizálása során.

Tehát egy újonnan megbetegedett beteg vérében megtalálhatók a sporogony ciklus csírasejtek. De a maláriás rohamok csúcspontján a skizonták nagy számban jelennek meg a vérben.

Ezenkívül a maláriás láz különböző fázisaiban a plazmódium különféle formái jelennek meg:

• a hideg időszakában a vér megtelik merozoitákkal, egyfajta skizonttal;
• a hőmérséklet magasságában a gyűrű alakú trofozoiták felhalmozódnak az eritrocitákban;
• a hőmérséklet csökkenését az amőboid trophozoiták túlsúlya jellemzi;
• normál állapot időszakában a vér a skizonták felnőtt formáit tartalmazza.

A malária kórokozójának (malária plazmódium) vizsgálatát kenetben és vastag cseppben végezzük.

Jegyzet:a kenetek és vastag vércseppek tanulmányozása során a malária diagnózisa néha téves. A vérlemezkék bizonyos esetekben tévesen malária kórokozóként sorolhatók be. Ezenkívül a leukociták és más sejtek fragmensei néha plazmódiumot szimulálnak.

Alapvető kutatási módszerek egysejtűekre

Tekintsük át röviden a protozoonok jelenlétének legáltalánosabb kutatási módszereit.

A protozoonok diagnosztizálása natív kenettel és Lugol-oldattal festett kenettel (ürülékben)

A gyógyszert ürülék emulziójából állítják elő izotóniás oldatban. Két csepp nátrium-kloridot és Lugol-oldatot csepegtetünk egy tárgylemezre. A vizsgálandó anyagot fapálcikával mindkét készítményhez adjuk, és miután üveggel letakarjuk, a mikroszkóp különböző felbontásán nézzük.

Bizonyos jelek szerint a talált protozoonokat regisztrálják. A pontosság érdekében egy anyagból 2-3 készítményt készítenek. Kétséges esetekben az elemzést 2-3 héten keresztül többször megismételjük.

A módszer képes kimutatni a vegetatív és cisztás formákat:

• lamblia;
• balantidia;
• vérhas amőba.

A patogén formákkal együtt a nem patogén protozoonokat is meghatározzák. Az egészséges hordozóknak luminális és cisztás formájuk is van.

Fontos:a pontatlanságok és hibák elkerülése érdekében ismételten kutatásokat kell végezni.

A protozoonok natív és festett kenet módszerével történő diagnosztizálásának eredményének tartalmaznia kell a kórokozó formájának leírását (áttetsző, ciszta, szövet).

Kutatási követelmények:

• az elemzésre vett anyagot (folyékony széklet) a székletürítés után legkésőbb 30 perccel megvizsgálják;
• a kialakult ürüléket a székletürítést követő 2 órán belül diagnosztizálni kell;
• az anyag nem tartalmazhat szennyeződéseket (fertőtlenítőszerek, víz, vizelet);
• csak fából készült pálcikákat használnak az anyaggal való munkához, az üvegek nem alkalmasak a nyálka elcsúszása miatt;
• A rudakat használat után azonnal el kell égetni.

Konzervációs módszer (ürülék vizsgálata) a protozoonok diagnosztikájában

A vizsgálatot a protozoonok tartósítószerrel történő rögzítésével végezzük. A különbség e módszer és az előző között az, hogy a tartósítószerek lehetővé teszik a gyógyszer hosszú távú tárolását.

Használt tartósítószerek:

• Talicska. Tartósítószer összetevőket tartalmaz: 0,7 ml nátrium-klorid, 5 ml formalin, 12,5 ml 96%-os alkohol, 2 g fenol és 100 ml desztillált víz. Színező összetétel: 0,01% tionin oldat (azúrkék).
• Safarliev megoldása. Összetétel: 1,65 g cink-szulfát, 10 ml formalin, 2,5 g kristályos fenol, 5 ml ecetsav, 0,2 g metilénkék, 100 ml víz. Ezt a tartósítószert olyan esetekben használják, amikor az anyagot több mint egy hónapig kell tárolni.

Az üres palackokat tartósítószerrel töltik meg, az anyagot 3: 1 arányban töltik bele, majd szükség esetén festéket adnak hozzá. Az eredmények értékelése 2-3 gyógyszer vizsgálata során történik.

Formalin-éter dúsítási módszer (a protozoonok székletben való jelenlétének elemzése)

Ez a diagnosztikai módszer lehetővé teszi a protozoon ciszták elkülönítését és koncentrálását. Az elemzéshez a következő összetevőkre van szükség: formalin (10 ml), 0,85 g izotóniás oldat, desztillált víz, kénsav-éter, Lugol-oldat.

A bioanyag és a felsorolt ​​folyadékok keverékét összekeverik és centrifugálják. A cső alján kapott csapadékot Lugol-oldattal megfestjük, és ciszták és vegetatív formák jelenlétére vizsgáljuk.

Leishmania kimutatási módszer (csontvelő kenet)

A leishmaniasis diagnosztizálására reagenseket használnak: Nikiforov (kénsav-éter és etil-alkohol), foszfátpuffer, Azur-eozin keveréke Romanovsky szerint.

A csontvelő-anyagot speciális előkészítés után nagyon óvatosan egy tárgylemezre helyezzük. Merítési rendszerrel ellátott mikroszkópot használnak.

A betegség akut periódusában nagyszámú Leishmania található a pontban.

Jegyzet:néha a vérsejtek hasonlíthatnak a kezelt leishmaniára, ezért nagyon fontos, hogy a laboráns figyelmes legyen és elegendő tapasztalattal rendelkezzen az önálló tanulmányozáshoz.

Módszer a leishmania kimutatására bőrinfiltrátumból származó kenetben

A szükséges reagensek hasonlóak az előző vizsgálathoz.

A vizsgálati anyagot a meglévő tuberkulózis vagy fekélyes tartalomból nyerik. A leishmaniasis gyanújával végzett kaparást nagyon óvatosan, szikével, vér nélkül végezzük. Ezután a készítményt üvegen készítjük el. A kapott eredmények pontossága érdekében több készítményt egyidejűleg vizsgálnak meg.

Betegség jelenlétében a vizsgálati anyagban jelenlévő makrofágok, fibroblasztok és limfoid sejtek közül a Leishmaniát is meghatározzák.

Módszer a patológiás szövetek kaparásával nyert tiszta Leishmania tenyészet izolálására

Ezzel a diagnosztizálási módszerrel a legegyszerűbb szövetkaparékot egy speciális táptalajba helyezik, amelyben a Leishmania aktívan szaporodik.

A kaparás előtt a bőrt óvatosan alkohollal kezeljük, majd a gümőben bemetszést készítünk, melynek aljáról a tartalmát eltávolítjuk, és a tápközeggel együtt kémcsőbe helyezzük. Az anyagot többször veszik, majd különböző kémcsövekbe helyezik. Ezután egy termosztátban 22-24 fokos hőmérsékleten történik a termesztés. Az eredményeket mikroszkóp alatt értékelik. Ezt a módszert akkor alkalmazzák, ha a protozoák diagnosztizálásának más, olcsóbb és gyorsabb módszerei nem hatékonyak.

Megnézheti, hogyan fejti meg a gyakorlatban a protozoon jelenlétére vonatkozó teszteket egy csepp vér, ha megnéz egy videót:

Lotin Alexander, orvosi rovatvezető

A helmintológiai kutatások módszerei direkt és indirektre oszthatók. Közvetlen módszerek: maguknak a helmintáknak, azok töredékeinek, petéknek, lárváknak a kimutatása székletben, vizeletben, nyombélváladékban, köpetben, orr- és hüvelynyálkahártyában, a subungualis üregek tartalmában, biopsziás szövetdarabokban. Közvetett módszerek: az emberi szervezetben a parazita létfontosságú tevékenysége következtében fellépő másodlagos változások kimutatása, szerológiai reakciók, általános vér- és vizeletvizsgálatok. A széklet vizsgálatának leggyakoribb módszerei a helminthoovoscopos és protozooscopos. A diagnosztizálás során egyetlen módszerrel sem lehet azonosítani az emberi emésztőrendszerben élő férgek minden típusának tojásait vagy lárváit. Így a flotációs módszer alkalmazásakor a trematoda peték és esetenként a megtermékenyítetlen orsóféreg peték nem úsznak be a felületi filmbe (a nagy fajsúly ​​miatt). Az ürülékben nagyon ritkán találunk tűféregpetéket, teniid onkoszférákat, amelyeket speciális kutatási módszerekkel mutatnak ki: a perianális redőkből való kaparással férgek és teniidek esetében, ülepedési módszerekkel trematodák esetében (opistorch tojások stb.). Ezért a beteg helminthiasisok célzott vizsgálatához az orvosnak a beutalóban meg kell jelölnie, hogy mely helmintákra kell a fő figyelmet fordítani (diagnózis), ami lehetővé teszi a laboratóriumi asszisztens számára, hogy kiválaszthassa a megfelelő technikát az ilyen típusú bélféreg azonosítására. Az ürülék különböző helyeiről vett, legalább 50 grammos (teáskanálnyi) ürüléket tiszta üvegedényben, legkésőbb a székletürítést követően egy nappal a laboratóriumba kell küldeni, és az átvétel napján meg kell vizsgálni. Ha az ürüléket másnapig kell tárolni, hideg helyre tesszük (0-4 °C), vagy megtöltjük valamelyik tartósítószerrel. A vizsgálat előtt a székletet egy pálcikával összekeverik, hogy a helmint tojások egyenletesen oszlanak el a teljes tömegben. Ha a készítményben féregpetéket találnak, a megtekintést nem állítják le, mert. kettős vagy háromszoros invázió lehet. A helminthiasis kezelésének hatékonyságát a bélféreg tojásainak ürülékének vizsgálatával lehet ellenőrizni a kezelést követő 2-3 hétben vagy 2-3 hónapon belül, az észlelt helminthától függően. Makroszkópos módszerekkel szabad szemmel vagy kézi nagyítóval lehet kimutatni az ivarérett bélféreg egészét vagy töredékeit a székletben. Gyakran a széklet felszínén a székletürítés után aktívan csúszó férgek láthatók; ürülékkel ürülék orsóféreg; néha az emberek maguk is észreveszik a helminták váladékozását. Diphyllobothriasisban szenvedő betegeknél a galandféreg strobilusának töredékei ("tészta" formájában), a teniidekkel (sertés- vagy szarvasmarha-galandféreggel) fertőzötteknél pedig a bélféreg szegmensei ("fehér vágott" formájában) tűnhetnek ki. ) gyakran elhagyják a székletet ("fehér vágások" formájában), vagy aktívan másznak ki a végbélnyílásból. A makroszkópos módszer a teniadosis és a teniarhynchosis differenciáldiagnózisának fő módszere (felméréssel kombinálva). A speciális makroszkópos módszerek közül a széklet szekvenciális mosásának módszerét alkalmazzák. Az ürüléket vízben összekeverik, hogy egyenletes szuszpenziót kapjanak, majd jó megvilágítás mellett külön kis részletekben, fekete fotóküvettákban vagy sötét háttéren Petri-csészékben gondosan megvizsgálják. Csipesszel vagy boncolótűvel minden gyanús fehér részecskét, féregtöredékekre gyanús nagy képződményt eltávolítunk és nagyító alatt megvizsgálunk két tárgylemez között. A kis helmintákat vagy a cestódák fejét nagyító alatt, egy csepp glicerinben vagy mikroszkóp alatt vizsgálják. Amikor ezt a módszert a sertéshús, szarvasmarha galandféreg, széles galandféreg szegmenseinek diagnosztizálására alkalmazzuk, a megmosott szegmenseket két pohár közé helyezzük, és nagyítóval vagy a mikroszkóp kis nagyításával a fénybe nézve meghatározzuk a fajt: a méh szerkezete (a sertésgalandféreg érett szegmensében 8-12 oldalág, bikagalandféregnél 18-32, gyakrabban 28-32 széles galandféregnél a szegmensek szélesebbek, a méh pedig a közepe „rozetta” formájában). Ha a méh rosszul látható, akkor először egy ideig 50% -os glicerines oldatban tarthatja, ami után még az elhagyott méhtörzsek is jól láthatóak. Amikor ezeket a cestódákat a leválasztott fejek szerkezete alapján határozzuk meg, óvatosan nyakkal helyezzük őket egy csepp glicerinbe üveglapok közé (vagy fedjük le fedőlemezzel), és – szorítás nélkül – kis nagyítással mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

A mikroszkópos módszereket egyszerű, összetett és speciális módszerekre osztják.

Az egyszerű módszerek közé tartozik a natív kenet, a natív kenet Lugol-oldattal, a vastag kenet celofán alatt Kato szerint, a csavarás (Shulman szerint) és a perianális kaparás.

A komplex módszerek hatékonyabbak, és a tojások koncentrációján alapulnak a készítményekben. Ezek közé tartozik a széklet folyékony reagensekkel történő előkezelése, melynek eredményeként a helmintpeték vagy kicsapódnak, vagy felúsznak a folyadék felszínére.

A komplex módszerek közé tartoznak a dúsítási módszerek:

a) flotáció (amikor a tojások fajsúlya kisebb, mint a sóoldat fajsúlya, és a tojások beleúsznak a felületi filmbe);

b) ülepedés (amikor a peték fajsúlya nagyobb, mint a sóoldatok fajsúlya, és a tojás üledékbe rakódik).

A férgek, ciszták és a protozoák vegetatív formáinak tojásainak és lárváinak kimutatására szolgáló speciális módszerek a kaparás, flotáció, ülepítés, larvoszkópia, protozooszkópia, az epe vizsgálata, valamint a széklet, köpet stb. keneteinek festési módszerei.

Mintavétel és konzerválás

A kutatáshoz a székletet különböző helyekről 50 g-os adagokban veszik, és tiszta üveg- vagy műanyag edényben, szoros fedéllel küldik a laboratóriumba. A friss ürüléket (legfeljebb egy napos) vizsgálják, és bizonyos esetekben (a strongyloidiasis vizsgálatakor) közvetlenül a székletürítés után. Számos tartósítószert javasoltak bélféregpetéket tartalmazó ürülékhez: 4-10%-os formalinoldat, amelyet 50-60°-ra kell melegíteni, hogy megakadályozzuk a kampósféreg-peték kialakulását; 0,2%-os vizes nátrium-nitrát oldat (1900 ml), Lugol-oldat (5 g jód, 10 g kálium-jodid, 250 ml víz), formalin (300 ml) és glicerin (25 ml) keveréke, amelyben helmint található a tojásokat 6-8 hónapig tárolják; glicerin (5 ml), formalin (5 ml) és víz (100 ml) keveréke; 1-1,5%-os „Lotus”, „Extra”, „Barf”, „Tide” stb. tisztítószerek oldatai (a széklet és a mosószer-oldat 1:5 tömegarányában); mertiolát 1:1000 (200 ml), formalin (25 ml), glicerin (5 ml), desztillált víz (250 ml) keveréke 0,6 ml Lugol-oldat hozzáadásával (1 g székletre számítva 10 ml-re számítva) a keverék).

A helminthiasis diagnosztizálására makro- és mikrohelmintoszkópos módszereket alkalmaznak a széklet vizsgálatára.

Makrohelmintoszkópiás vizsgálatok

Elszámolási módszer

A napi adag ürüléket 5-10-szeres mennyiségű vízzel alaposan összekeverjük, magas üveghengerekbe (tégelyekbe, vödrökbe) öntjük, és addig hagyjuk, amíg a lebegő részecskék teljesen kiülepednek. A felső zavaros réteget óvatosan lecsepegtetjük, és tiszta vizet öntünk a tetejére (ismételjük többször, amíg az üledék feletti víz átlátszóvá nem válik). A felső réteg lecsepegtetése után a csapadékot egy küvettába vagy Petri-csészébe tegyük és nézzük meg (sötét alapon) nagyító alatt vagy szabad szemmel.

Szűrési módszer

A csökkenő átmérőjű lyukakkal ellátott szitarendszerből álló készülék felső szitájára vízzel kevert ürüléket helyezünk, a készüléket a vízellátó hálózatra csatlakoztatjuk és a vízcsap kinyitásával lemossuk, majd az átfolyó folyadékot. a csatornába kerül. A nagy helminták a felső szitán maradnak, míg a kisebbek az alsókon maradnak. A szitákat megfordítják, és miután a tartalmát sötét küvettákba mosták, szabad szemmel vagy nagyító alatt nézik őket.

Mikrohelmintoszkópiás vizsgálatok

Peték (helmintho-ovoszkópos módszerek - szín. 1. ábra) vagy féreglárvák (helmintho-larvoszkópos módszerek) kimutatására végezzük.

Helmintoovoszkópos módszerek

Kvalitatív módszerek dúsítás nélkül

natív kenet. Kis mennyiségű ürüléket egy tárgylemezen eldörzsölünk egy csepp 50%-os glicerinoldatban vagy forralt vízben. A nagy részecskéket óvatosan eltávolítjuk, a keveréket fedőlemezzel lefedjük, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk (két kenetet nézünk). Kényelmesebb és egyszerűbb hosszú keneteket készíteni két tárgylemez között. A natív kenetet csak a dúsítási módszerek mellett használják, mivel nem elég hatékony, különösen gyenge inváziók esetén.

Vastag kenet celofánnal Kato szerint(Kato K., 1954) nagyon hatékony kutatási módszer. A hidrofil celofándarabokat (4x2 cm) 24 órán át áztatjuk glicerin (50 ml), 6%-os fenolos oldat (500 ml) és 3%-os vizes (6 ml) zöld malachit keverékében (ez utóbbi opcionális ). RENDBEN. 100 mg ürüléket egy tárgylemezre kenünk, majd egy darab nedves celofánnal lefedve 5-ös számú gumidugóval lenyomjuk. A gyógyszert 30-60 perc múlva vizsgáljuk, amikor kissé megszárad és kitisztul, mint a Ennek eredményeként a helmintpeték kis nagyítású mikroszkóp alatt könnyen kimutathatók.

Kvalitatív módszerek dúsítással (lebegő és ülepítési módszerek)

Az elsők különféle vegyi anyagok telített oldatainak felhasználásán alapulnak. olyan anyagok, amelyekben a tojás lebeg a fajsúlykülönbség miatt.

Kofoid-Barber módszer(Ch.A. Kofoid, M. A. Barber) Fulleborn által módosított (F. Fulleborn, 1920). RENDBEN. 5 g ürüléket egy magas és keskeny tégelyben (100 ml térfogat) egy fapálcával keverjük össze 100 ml telített konyhasó-oldatban, üt. tömeg to-rogo 1,18 (400 g sót forráskor feloldunk 1 l vízben). A felszínre úszott nagy részecskéket gyorsan eltávolítjuk egy pálcikával vagy papírdarabbal. A keverék ülepítése után 45-90 percig. egy huzalhurok (0,8-1 cm átmérőjű) eltávolítja a teljes felületi filmet, átviszi egy tárgylemezre. A kampósféreg-peték vizsgálatakor a keveréket 10-15 percig állni hagyjuk. A fóliát közvetlenül eltávolíthatja egy tárgylemezzel, amely lefedi az edényt úgy, hogy az érintkezzen a folyadékkal (telített sóoldatot adnak az edény szélére). Az ülepedés után a tárgylemezt eltávolítjuk, gyorsan megfordítjuk, és mikroszkóp alatt (fedőlemez nélkül) megvizsgáljuk egy filmet, amelyen féregpeték tapadnak. Ez a módszer jól feltárja az összes fonálféreg és törpe galandféreg tojásait. Nehéz trematode tojások; a legtöbb cestoda és megtermékenyítetlen orsóféreg rosszul úszik, ezért az üledéket is megvizsgálják. Ehhez a fólia eltávolítása után az edényből gyorsan lecsepegtetjük a folyadékot, és hurokkal vagy pipettával néhány cseppet veszünk az üledékből, egy tárgylemezre visszük, egy csepp glicerint adunk hozzá a derítéshez, és egy csepp alatt megvizsgáljuk. mikroszkóp.

Módszer E. V. Kalantaryan(1938) A Fülleborn-módszer hatékonyabb módosítása. Ebben a nátrium-klorid oldatot telített nátrium-nitrát oldattal helyettesítik, sp. tömeg to-rogo 1,39 (egy térfogat nátrium-nitrátot feloldunk azonos térfogatú vízben forrás közben), a filmet 20-30 perc múlva eltávolítjuk.

Faust módszereit is alkalmazzák (E. S. Faust, 1939), Brudastov et al. (1970) és mások.

A helmintpeték lerakódásához vegyszert használnak. olyan anyagok, amelyek zsírokat és fehérjéket oldanak a székletben.

Telemann módszere (W. Telemann, 1908) Miyagawa által módosított (Y. Miyagawa, 1913). RENDBEN. 5 g ürüléket mozsárban vagy edényben őrölünk, 5 ml etil-étert és 50% -os sósavoldatot adva hozzá; a keveréket drót- vagy szőrszitán keresztül kémcsőbe szűrjük és centrifugáljuk. A kémcsőben három réteg képződik: felül - éter oldott zsírral, alul - sósav oldott fehérjeanyagokkal, az üledékben - ürülék oldhatatlan részei és helminttojás. A felső rétegeket lecsepegtetjük, vizet adunk az üledékhez és centrifugáljuk. A csapadék néhány cseppjét tárgylemezre visszük, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. Ezzel a módszerrel minden típusú bélféreg petesejtje kimutatható, de néha deformálódnak.

Ritchie-módszer (L. S. Kitchie, 1948). A zsírok és fehérjék oldására formalint és étert használnak.

A helmintpeték lerakódásához különféle mosószerek használhatók. Külföldön elterjedt a speciális Bell készülékekben alkalmazott szűrési módszer, amellyel nemcsak a székletet, hanem a vizeletet, vért stb.

Számos módszer létezik, amely ötvözi a flotáció és a petetelepítés elvét. Köztük a Lane (C. A. Lane), Rivas (D. Rivas), Gorkina, Darling (S. T. Darling) módszerei. Az egyik ilyen flotációs-ülepítési módszert, valamint az egymást követő kisülések módszerét N. V. Demidov (1963, 1965) javasolta a fascioliasis és a dicroceliosis kutatására.

Kvantitatív módszerek

Stoll módszer(N. R. Stoll, 1926). Egy széles mérőcsőbe vagy lombikba (két jelzéssel: 56 és 60 ml) decinormális nátrium-hidroxid oldatot öntünk az első jelig, ürüléket adunk hozzá, amíg a folyadék szintje el nem éri a második jelet, üvegrúddal alaposan összekeverjük és , helyezzen 10 üveggyöngyöt vagy apró kavicsot, dugja le és rázza 1 percig. Gyorsan, hogy a szuszpenzió ne ülepedjen, beosztásos pipettával 0,075 ml keveréket (0,005 g ürülék) összegyűjtünk, rácsozott tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük, és beletesszük a bélféreg tojásait. a készítményt mikroszkóp alatt megszámoljuk; megszorozva a kapott számot 200-zal, megkapja a tojások számát 1 g székletben. A pontosabb eredmény érdekében a tojásokat két vagy több készítményben számolják, és átlagot vesznek. A Stoll módszer érzéketlen a gyenge inváziókra. Ezért ajánlatos megszámolni a tojások számát a különféle flotációs vagy ülepítési módszerekkel készített készítményekben, feltéve, hogy állandóan azonos tömegű ürüléket és azonos térfogatú edényeket használnak fel. Vastag Kato kenetet is használnak.

Beaver módszer(R. C. Beaver, 1950). Standard kenetet készítünk, amelynek sűrűségét elektrofotométerrel határozzuk meg, majd megszámoljuk benne az összes helminth tojást.

Helmintolarvoszkópos módszerek

Bermann módszer(G. Baermann, 1917). Üvegtölcsérben fémhálóra helyezzük 5-10 g frissen kiürült ürüléket, melynek keskeny végére szorítóval ellátott gumicsövet helyezünk. Az üledék székletszemcsékkel való szennyeződésének elkerülése érdekében ajánlatos papírt helyezni (a hálóra), vagy állati szenet vagy kukoricalisztet adni a széklethez. A tölcsért megtöltjük meleg vízzel (t ° 45-50 °), amíg érintkezésbe nem kerül a széklettel. A termotropizmus miatt a lárvák aktívan meleg vízbe költöznek, és fokozatosan felhalmozódnak a tölcsér alsó részében, a bilincs felett. 3-4 óra elteltével a bilincset kinyitjuk, a folyadékot 1-2 kémcsőbe engedjük, 2-3 percig centrifugáljuk, a felső réteget lecsepegtetjük, és a csapadékot tárgylemezen mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

Módszer a miracidia schistoszómák kimutatására. A székletet sötétben, t° 8-10°-on mossuk, az üledéket 45 percig tartjuk. erős fényben t ° 28 ° -on, majd öntsük egy sötét lombikba, amelynek oldalán egy cső van. A miracídiumok egy átlátszó oldalcsőben koncentrálódnak, ahonnan kiszedhetők.

Fülleborn és mások módszereit is alkalmazzák a horogféreg lárváinak kimutatására.

Módszerek más váladékok, valamint szövetek és szervek tanulmányozására

RENDBEN. 100 ml tesztvizelet álljon 30 percig. egy hengerben, és a felső réteg eltávolítása után öntsön 10-15 ml üledéket egy kémcsőbe, centrifugálja 1500 fordulat / perc sebességgel 1-2 percig; üledéket vizsgálnak. Célszerű a teljes napi vizeletmennyiséget összegyűjteni.

Az urogenitális schistosomiasis diagnosztizálása a miracidiák azonosításával történik. A friss vizelet egy részét 5 percig centrifugáljuk, az üledéket fekete színű lombikba öntjük, átlátszó üvegcsövet forrasztunk a vágás felső részéhez. Vizet adunk hozzá 1:5, 1:10 arányban, és 2 órára termosztátba helyezzük t ° 25-30 ° -on. A tojásokból kilépő miracidiumok szabad szemmel egy átlátszó csövön keresztül gyorsan mozgó pontok formájában láthatók. A hronnál a vizelet végére a betegeknél a schistosomiasis formája kerül kiosztásra, de a petesejt a vizeletben ritkán található, ezért ajánlott a húgyhólyag biopsziájához folyamodni.

Köpet vizsgálata. A köpet tartalmazhat paragonimus petéket, schistosomákat, tominxeket, vándorló fonálférgek lárváit, echinococcus hólyag töredékeit. A kiszállított köpet teljes részét szabad szemmel vagy nagyítóval alaposan megvizsgálják, kiválasztják és megvizsgálják az összes látható szövetmaradványt, rozsdaszínű fürtöket stb.; majd vonásokkal tekintse meg a teljes részt. A gennyes köpetet azonos mennyiségű 0,5%-os lúgos lúgoldattal öntjük, centrifugáljuk, és megvizsgáljuk az üledéket.

Néhány helminthiasis esetén jellegzetes változások figyelhetők meg a köpetben. Paragonimiasis esetén például a köpetben sárgás csomók formájában lévő tojáscsoportok, valamint nagy mennyiségű nyálka, leukociták, eritrociták, alveoláris sejtek, Kurschmann-spirálok, rugalmas rostok, Charcot-Leiden kristályok találhatók. Jellegzetes, hegyes végű rombuszkristályok is feltárulnak. A nagyszámú eozinofil jelenléte lehetővé teszi a paragonimiasis és a tuberkulózis megkülönböztetését.

A tályogok és pontok tartalmának vizsgálata. A tályogok gennyes váladékában, valamint a műtét során eltávolított daganatokban, cisztákban férgek, töredékeik, lárvák és peték (echinococcus, alveococcus, sparganum, cysticercus, dirofilaria, orsóférgek, toxocara, paragonimus stb.) találhatók. A kutatási technika általános; egyes esetekben daganatszövetekből szövettani metszeteket készítenek. A gennyes tartalom a Telemann módszerrel feldolgozható; a tiszta folyadékot ugyanúgy vizsgáljuk, mint a nyombél tartalmát kénsav-éter hozzáadásával. Az echinococcus-folyadékot centrifugálják, és az üledéket megvizsgálják scolexek és horgok jelenlétére; a készítményeket karbolfukszinnal festik Ziehl-Nelsen szerint.

Vérvizsgálat. A vérben mikrofiláriák és vándorló fonálférgek lárvái találhatók. Ujjból vagy fülcimpából egy csepp vért vesznek, és frissen megvizsgálják, vagy előkészületeket készítenek belőle.

Egy csepp vért helyezünk egy tárgylemezre, amelyen egy négyzet alakú vazelint alkalmazunk, és fedőlemezzel enyhén megnyomjuk. Mikroszkóp alatt a mikrofiláriák a vérsejtek között mozognak. Két réteg ragasztós cellulóz szalag közé vér helyezhető; a mikrofiláriák 6 órán keresztül mozgékonyak maradnak; teljesen szárított készítményben mikroszkóp alatt 30 napon belül megkülönböztethetők. A mikrofilária fajokat csak festett kenetekben vagy vastag cseppekben lehet azonosítani. Az elkészített készítményeket szárítjuk, hemolizáljuk és Romanovsky-Giemsa, Wright, Ziehl-Nelsen, Leishman, Papanicolaou szerint festjük (lásd Wright festési módszer, Romanovsky-Giemsa módszer, Ziehl-Nelsen módszer). Miután a Romanovsky-Giemsa szerint festett vércseppben mikrofiláriákat találtunk, a készítményt Hansen-féle hematoxilinnel is megfestjük; 15-60 perc után. mosott 2 perc. folyó vízben. Az átfestett készítményt 0,2%-os sósavoldatban különböztetjük meg; a mikrofiláriák sapkája halványlilára, a test maganyaga pedig sötétlila színűvé válik.

Enyhe fertőzöttség esetén 2-10 vér jeget véralvadásgátlóval (pl. 5%-os nátrium-citrát oldattal) kell megvizsgálni az alábbi módszerek valamelyikével.

Knott módszere (J. Knott, 1939), amelyet Markell és Foge módosított (E. K. Markell, M. Voge, 1965). 2 ml vért egy centrifugacsőben összekeverünk 10 eset 1%-os ecetsavval, és 2 percig centrifugáljuk. 1500 ford./percnél; a felületi réteget lecsepegtetjük, a csapadékot több tárgylemezen szétosztjuk és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. A készítmények festhetők Romanovsky-Giemsa vagy más módszerekkel.

Bell-szűrési módszer (D. R. Bell, 1967). Egy téglalap alakú lyukkal ellátott, rozsdamentes acél tölcsérből és azonos alakú, 19 x 42 mm méretű, 0,8-5 μm pórusméretű membránszűrőkből álló készülékben a vért kémcsövekbe szűrik, és hemolizálják 1 ml Tipol mosószer és 9 ml fiziol oldat (a szűrés felgyorsítása érdekében a készüléket vákuumszivattyúhoz kell csatlakoztatni). A szűrőt forrásban lévő desztillált vízben rögzítjük, és Romanovsky-Giemsa vagy forró Ehrlich hematoxilin szerint festjük. A színes szűrőt exszikkátorban vagy izopropil-alkoholban (egymás után 3 csészében) szárítjuk, immerziós olajjal üvegen derítjük és fedőlemez alatt megvizsgáljuk. A festett készítményeket több hétig tárolják. A Bell módszer a leghatékonyabb a vérben lévő mikrofiláriák mennyiségi megszámlálására.

A Goldsmid-féle polividonos módszert is alkalmazzák.

Bőrkutatás. A bőrben megtalálhatóak az oncho-templom mikrofiláriái és a migráns lárva bőrformáját okozó állatok féreglárvái (lásd). A bőrmetszeteket vagy a karcolással nyert anyagot a combból, a vádliból, a fenékből vagy a deltoid izom szintjéről veszik. Az epidermisz egy kúp alakú darabját entomológiai tűvel felemeljük, és borotvával levágva üvegen megvizsgáljuk egy csepp fiziol oldatban. Ha az eredmény negatív, a friss készítményt 10 perc elteltével újra megvizsgálják; a lárvák általában a készítmény szélei mentén lokalizálódnak. A kapott anyag 2 ml fiziol, oldatban 1-2 órán belül eltartható. és vizsgálja meg az üledéket. A pácienstől 5 bőrmetszetet javasolt elvenni.

A metszetek erős összenyomása után felszabaduló vérből és szövetfolyadékból is lehet készítményeket készíteni. A cseppeket Mayer, Romanovsky-Giemsa vagy Delafield hematoxilin szerint festjük.

Szabványos módszer az invázió számszerűsítésére. Biopsziás bőrterület átm. 3-5 mm-es és legalább 1-4 mg tömegű súlyú, apró darabokra vágva fiziolban mikroszkóp alatt megszámoljuk a lárvákat. oldat egy tárgylemezen; A látómezőben 1-4 lárvát + jellel, 5-9 lárvát ++ jellel, 10-19 lárvát +++ jellel, 20 vagy annál többet + + + + jellel jelöltünk. Kényelmesebb a mennyiségi elszámolás a festett készítményeken.

Trichinosis, cysticercosis és schistosomiasis vizsgálata

Trichinella lárvák azonosítása

tömörítési módszer. A bicepsz vagy gastrocnemius izom (az ín közelében) egy darabját, amelyet sebészileg aszepszissel vettek, metszőtűkkel külön vékony szálakra hasítanak, és egy csepp glicerinben két tárgylemez közé szorítják, hogy a készítmény vékony és átlátszó legyen. A trichinella lárvák jól láthatóak mikroszkóp alatt, sötét látómezővel. Számos izomdarab kutatása az állatgyógyászatban használt kompresszorokban hatékony. gyakorlat, különösen speciális trichinelloszkópokban.

A Bechman-emésztési módszer(G. W. Bachman, 1928). 1, és a zúzott izmokat 60 ml mesterséges gyomornedvvel (0,5 g pepszin; 0,7 ml tömény sósav; 100 ml víz) öntjük, és 18 órán át inkubáljuk. termosztátban t° 37°-on; a folyadék felső rétegét lecsepegtetjük, a csapadékhoz meleg vizet (t° 37-45°) adunk, és a Bermann-készülékbe öntjük. Egy órával később a folyadékot kémcsőbe engedik, centrifugálják, és megvizsgálják az üledéket. Ha a lárvákat meszes kapszulákba zárják, előzetesen vízkőmentesítik őket sósav-, nitrogén- vagy kénsavoldatban.

bioassay. A vizsgált izmok darabjait fehér egerekkel vagy patkányokkal etetjük. 2-3 nap elteltével a nyombél tartalmában ivarérett Trichinella, 2-3 hét múlva pedig a rekeszizom és a nyelv izmaiban lárvák találhatók.

Szövettani metszetek. Az izmok darabjait Bouin-, Zenker- vagy más folyadékokban rögzítik; metszeteket a szokásos módon készítünk mikrotomon, és Delafield-féle hematoxilinnel megfestjük.

A cysticerci azonosítása

Szabad szemmel megvizsgálunk egy darab kivágott izomdarabot, kötőszövetet stb., óvatosan izolálunk egy cysticercust - egy 1-2 cm méretű, fehéres, áttetsző hólyagot, amelyet két üveglemez között összetörünk egy csepp glicerinben, és megvizsgáljuk mikroszkóp. A szövetekből izolált cysticerci életképességének meghatározásához 50%-os epeoldatban tartjuk őket fiziol számára. oldat termosztátban t° 37°-on; 10-60 perc után. életképes cysticercus feje kifelé fordul. A meszesedett cysticerciket előzőleg 4%-os salétromsavoldattal egy órán keresztül vízkőmentesítjük.

A schistoszóma tojások kimutatása

A hronnál a schistosomatosis formái, amikor a granulómák képződése megakadályozza a peték felszabadulását a szövetekből a bél lumenébe vagy a húgyutakba, a végbél nyálkahártyájának biopsziáját alkalmazzák, amelyet speciális kanállal végzünk rektoszkóp segítségével. látható elváltozással rendelkező helyszín kiválasztása. A biopsziás darabot két üveglemez között összetörik, és mikroszkóp alatt megvizsgálják. Ha az eredmény negatív, a darabokat 4%-os maró lúg oldatban derítik, és gisztolt készítenek belőlük. szeleteket. A jejunum nyálkahártyájának biopsziáját szájon át végezzük, és a kapott anyagot kompressziós módszerrel vagy gisztollal megvizsgáljuk, metszeteket készítünk belőle. A húgyúti húgyúti schistosomiasis egyes esetekben a diagnózis csak endovesicalis biopszia alapján állítható fel. A schistosomiasis hepatolienális formájával a máj punkciós biopsziáját végezzük; gistol, a kapott anyagból metszeteket készítünk, és fluoreszcens mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. Fluoreszcens mikroszkóp sötét felhasználási területtel, májszövet schistosoma tojások vizsgálatára. Ha a schistoszómák a női nemi szerveket érintik, a váladékot hüvelytükör segítségével gyűjtik össze, vagy éles kanállal veszik a méhnyak nyálkahártyájának darabjait; a beérkezett anyagot mikroszkóp alatt vizsgáljuk üvegen csepp fiziol, oldatban.

Az enterobiasis és teniidosis kutatása

Perianális kaparás (ajánlott este, 1-1,5 órával a beteg lefekvés után, vagy reggel, tisztálkodás előtt). Ferdén vágott és egy csepp folyadékba (fiziol, oldat, forralt víz vagy 2%-os szódabikarbóna oldat) megnedvesített gyufával, tárgylemezre kenve óvatosan csináljam? kaparás a végbélnyílás nyálkahártyájáról és a körülötte lévő redőkről (középről kifelé). A gyufa végén összegyűlt nyálkát a fedőlemez szélével lekaparjuk a tárgylemezen lévő folyadékcseppbe, és ugyanazzal a fedőlemezzel letakarva megvizsgáljuk. Tömeges vizsgálatok során, gyermek- vagy más intézményben történő kaparásnál a felhasznált gyufát egy tárgylemezen lévő folyadékcseppbe helyezik, száradás után a cseppeket egy másik tárgylemezzel lefedve a laboratóriumba szállítják, papírba csomagolva és rögzítővel rögzítik. egy rugalmas szalag. A rektális nyálka vizsgálatához speciális eszközt használnak - Shakhmatov vagy Ziemann csövet, amellyel a nyálkát a végbélből veszik, és a keneteket mikroszkóp alatt vizsgálják.

Vatta törlőkendő módszer. A betegek egy kémcsövet kapnak otthon egy vattacsomóval egy üvegre vagy fapálcára; Reggel a páciens forralt vízzel megnedvesített törlőkendővel letörli a perianális redőket, és kis mennyiségű vízzel kémcsőbe helyezi. A laboratóriumban a tamponokat ugyanabban a csőben új adag vízzel öblítik, majd centrifugálás után megvizsgálják az üledéket.

Hall-féle celofán módszer (M. C. Hall, 1937). Egy négyzet alakú celofándarabot egy üvegrúdon lévő gumiszalaggal erősítenek meg. A kaparást száraz celofánnal végezzük, és kémcsőbe helyezzük. A laboratóriumban a celofánt kissé elmozdítják a pálcikáról, és ollóval levágva a hegyét, kiegyenesítik egy tárgylemezen; decinormális nátrium-hidroxid oldattal megnedvesítjük, fedőlemezzel lefedjük és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

Graham cellulóz szalagos módszere (C. F. Graham, 1941). Egy cellulózszalag csíkot a tapadó oldalával az alany perianális redőihez, majd ugyanazzal az oldalával a tárgylemezhez nyomjuk, és fedőlemez nélkül megvizsgáljuk; adhatsz hozzá egy csepp toluolt. VV Kaledin (1972) a mosott röntgenfilmből kivágott és glicerinnel megnedvesített celluloid korongok használatát javasolta erre a célra; korongokat egy csepp szilikát ragasztóban üveglemezen vizsgáljuk. A cellulózszalagos módszerrel a gyermekek fehérneműi is vizsgálhatók.

Subunguális kaparás. A köröm széleit, a körömágyat, a subungualis tereket 0,5-1%-os maró lúgoldattal megnedvesítjük és nedves vattakoronggal áttöröljük. A tamponokat ugyanazt az oldatot tartalmazó centrifugacsövekbe helyezzük, centrifugáljuk, és megvizsgáljuk az üledéket.

Környezeti objektumok vizsgálati módszerei férgek tojásaira és lárváira (egészségügyi és helmintológiai vizsgálatok)

Kutatásokat végeznek annak érdekében, hogy meghatározzák a környezeti objektumok férgek tojásaival és lárváival való szennyezettségének mértékét. A kapott adatokat méltóságteljesítésre használják fel. az intézmények és vállalkozások állapota, valamint a helminthiasis leküzdésére irányuló folyamatban lévő intézkedések hatékonysága.

A különféle környezeti objektumok helmintpetékkel és lárvákkal való szennyezettségének vizsgálatakor, valamint a helminthiasis epidemiológiájában betöltött szerepük felmérésekor nem csak a talált peték számát, hanem életképességét és invazivitását is fontos megállapítani, melyek meghatározása: a ) megjelenés alapján, mikroszkóp alatt; b) festés különböző színezékekkel, beleértve a lumineszcenseket is; az élő tojások és lárvák általában nem festenek; c) optimális körülmények között történő termesztés az invazív stádiumig; d) laboratóriumi állatok fertőzése (bioassay).

Víz- és szennyvíztanulmányok. Egy vizsgálathoz 10-25 liter vizet (folyók, tengerek, tavak, úszómedencék, vízvezetékek) és 1-2-5 liter szennyvizet használnak fel.

3. módszer. G. Vasilkova (1941). A vizet vagy a szennyvizet membrán ultraszűrőn keresztül szűrik egy Goldman-készülékben, amely üveg- vagy fémtölcsérből áll, szűrőkkel, amelyek fúvókagyűrűvel vannak összekötve egy Bunsen-lombikkal. A szűrési folyamat felgyorsítása érdekében a készülékhez vákuumszivattyút kell csatlakoztatni. Szűrés után a membránszűrőket mikroszkóp alatt vizsgáljuk, miután 50%-os glicerinoldattal megtisztítottuk; a felgyülemlett üledéket megtisztítják és külön-külön, kenet formájában megtekintik. Szűrőeszközöket és egyéb kiviteleket használnak.

G. Sh. Gudzhabidze és G. A. Yudin (1963) módszere a szennyvíz vizsgálatára. 1 liter folyadékot 2 órán át leülepednek egy Lisenko hengerben; a keletkező üledéket (5-9 ml) úgy kezeljük, mint a talaj vizsgálatánál (lásd alább).

Módszer N. A. Romanenko (1967). 1200-1500 ml űrtartalmú üveghengerbe helyezett 1 liter hulladékfolyadékhoz adjunk 0,4-0,6 g alumínium-szulfátot vagy vas-kloridot (koaguláció céljából, ami felgyorsítja a szuszpendált részecskék ülepedési folyamatát) és utána 40 perc. az elegyet 3 percig centrifugáljuk. 1000 ford./percnél; a felső réteget lecsepegtetjük, és a pelyhek feloldásához adjunk hozzá 1-2 ml 3%-os sósavoldatot, majd 150 ml telített nátrium-nitrát-oldatot. Az üledéket úgy vizsgálják, mint a talajt.

Talajkutatás

A helminthiasis gócainak azonosítása és rehabilitációjuk hatékonyságának felmérése érdekében meghatározzák a talaj fertőzöttségét bélférgek tojásaival.

3. módszer. G. Vasilkova és V. A. Gefter (1948). Rozsdamentes acélból vagy sárgarézből készült kémcsövekben (100 ml) 12,5 g talajt keverünk össze 20 ml 5%-os lúgos maró oldattal, 10 üveggyöngy vagy apró kavics hozzáadásával. A csöveket gumidugóval lezárjuk, és 20 percig rázzuk. shakerben vagy kézzel. A dugók eltávolítása után a kémcsöveket 3-5 percig centrifugáljuk, a felületi folyadékot lecsepegtetjük, az üledékhez 60-80 ml telített nátrium-nitrát oldatot adunk, majd alaposan összekeverve ismét 3-5 percig centrifugáljuk. percek. Ezen a felületen az úszó tojásokkal ellátott filmet úgy távolítják el, hogy a keverék felületét egy összetett hurokkal (5-6 hurok kötik össze egy közös rúddal), és egy pohár vízbe helyezik; ugyanazzal az oldattal keverve, centrifugálva; az egész eljárást legalább 3-szor megismételjük. Az üveg tartalmát, ahová a filmet áthelyezik, vízzel hígítjuk és membránszűrőkön szűrjük, amelyeket mikroszkóp alatt egy csepp glicerinben vizsgálunk.

3. módszer. G. Vasilkova és V. A. Gefter által módosított A. A. Namitokov (1961) abban különbözik a fő módszertől, hogy a filmkészítmények tanulmányozása helyett a tubus tartalmának felét használjuk (minden alkalommal hozzáadunk egy új adag telített nátrium-oldatot nitrát), szűrjük és vizsgáljuk meg a szűrőket.

N. A. Romanenko (1968) azt javasolja, hogy vizsgálják meg a talajmintákat és a szennyvíziszap féregpetéket a G. Sh. Gudzhabidze által javasolt készülékkel. 50 g talajt alaposan összekeverünk 1 percig. 150 ml vízben centrifugacsövekben (250 ml űrtartalom) speciális pengékkel, amelyeket villanymotor hajt meg. Az elegyet 3 percig centrifugáljuk. 1000 ford./percnél a vizet lecsepegtetjük, és 150 ml telített nátrium-nitrát oldat hozzáadásával keverjük össze, és ismét centrifugáljuk 3 percig. A mintákat tartalmazó kémcsöveket állványra helyezzük, nátrium-nitrát oldatot adunk hozzá, amíg domború meniszkusz nem keletkezik, lefedjük tárgylemezekkel (10 x 6 cm) és félretesszük 10-15 percre, majd a poharakat eltávolítjuk és megvizsgáljuk; az eljárást legalább 4-szer megismételjük.

Helminthus lárváinak kutatása Bermann (1917) módszere szerint. 200-400 g földet helyezünk egy fémhálóra (1-2 mm-es lyukátmérőjű) egy gézdarabba, amelyet háromlábú állványra rögzített üvegtölcsér széles részére helyezünk. A tölcsér keskeny végére egy bilinccsel ellátott gumicsövet feszítenek ki. A tölcsért meleg (t ° 50 °) vízzel töltik meg úgy, hogy a háló alsó része talajjal érintkezzen vízzel. A termotrópia miatt a lárvák aktívan kimásznak a meleg vízbe, és leülepedve felhalmozódnak a gumicső alsó részében a bilincs felett. 3-4 óra elteltével a tölcsérből 50 ml-t kémcsőbe engedünk, centrifugáljuk és megvizsgáljuk az üledéket.

Zöldségek, gyümölcsök és bogyók kutatása

Főleg a hőkezelés nélkül fogyasztott zöldségeket, bogyókat és gyümölcsöket vizsgálja. 3. módszer. G. Vasilkova (1948). 5-10 darab zöldséget vagy gyümölcsöt (kb. 0,5 kg) vagy 100-200 g zöldet (saláta, zöldhagyma) több órán át vízzel leöntünk széles szájú, őrölt dugós üvegekbe, és 10-20 percig rázogatjuk. . shakerben vagy kézzel. A vizet leengedjük, a vizsgált tárgyakat tiszta vízzel leöblítjük, és az összes mosóvizet a Goldman készülékben leszűrjük; a szűrőket glicerinnel történő tisztítással vizsgáljuk. A szűrőket 25%-os glicerines Lugol-oldattal színezheti; ugyanakkor a helmint tojások megbarnulnak, és könnyen felismerhetők a kék színű keményítőszemek között. A nagy hordalékot talajként kezelik.

Háztartási cikkekből és kézből származó tamponok vizsgálata. 2%-os szódabikarbóna-oldatba mártott ragasztókefét (vagy nejlonszövetbe tekert vattapamacsot) ismételten viszünk a vizsgált tárgyra vagy kezekre, majd ugyanabban az oldatban leöblítjük kémcső. A laboratóriumban a keféket és tamponokat tiszta vízzel leöblítik; az összes mosóvizet centrifugáljuk, és az üledéket megvizsgáljuk.

V. A. Gefter módszer (1960). A puha készletről hatékonyabb a por összegyűjtése tölcséres porszívóval, amely 2 levehető részből áll: az alsó rész fém vagy műanyag hálóval borított felületére membránszűrő kerül, és felhelyezéssel megerősítik. a tölcsér tetejét. Az összeszerelt tölcsért gumicsővel rögzítjük a porszívó tömlőhöz. A port 3 percig gyűjtik az objektumról, majd a szűrőt eltávolítják és egy újra cserélik. A laboratóriumban a szűrőket mikroszkóp alatt nézik, miután glicerinnel megtisztították. Ha nagy a porréteg a szűrőn, akkor azt lekaparják, és elkenődésnek tekintik, vagy szennyeződésként kezelik.

Immunológiai diagnosztikai módszerek

Az immunol alkalmazásának lehetősége. A helmintiázisok diagnosztizálására szolgáló módszerek a férgek azon képességének köszönhetők, hogy olyan aktív antigéneket termelnek, amelyek befolyásolják a gazdaszervezet immunkompetens sejtjeit és serkentik az antitestek termelését. A leghatékonyabb immundiagnosztikai módszerek a bélbélférgek kezelésére, amikor az antigén aktivitással rendelkező helminták titkai és ürülékei közvetlenül a gazdaszervezet vérébe kerülnek. Az Immunol, reakciók ascariasis, trichinosis, filariasis, schistosomatosis, echinococcosis és alveococcosis, cysticercosis, paragonimiasis, tünetegyüttes larva migrans (toxocariasis, angiostrongylosis) stb., valamint intradermális allergia tesztek diagnosztizálására szolgál. Az antigéneket lárvákból és érett helmintákból állítják elő frissen fagyasztott vagy liofilizált szövetek homogenizátumának sós kivonatával, valamint különféle biológiailag aktív folyadékokkal (echinococcus hólyagokból származó folyadék, ascaris üreges folyadék stb.). Tekintettel arra, hogy a helminták nagyon összetett antigénszerkezettel rendelkeznek, és antigén mozaikjukban olyan komponensek és egyedi determinánsok találhatók, amelyek keresztreakcióba lépnek más típusú helmintákkal, baktériumokkal és gazdaantigénekkel, módszereket fejlesztenek ki a nem specifikus komponensektől való megtisztításukra. A frakcionálást különböző módszerekkel végezzük: gélszűrés Sephadex-oszlopon, ioncserélő kromatográfia DEAE-Sephadexen, savakkal végzett kezelés stb. A frakcionált antigének általában nagyobb specificitásúak, mint a teljes kivonatok, miközben aktivitásuk megközelítőleg azonos. Egyre gyakrabban alkalmazzák az immundiagnosztikai módszereket. A reakciókat nemcsak a betegek legteljesebb és korai felismerésére, hanem a gócok tanulmányozására és a helminthiasis epidemiológiájának tanulmányozására is használják.

Szerológiai reakciók. Az élő lárvákon történő mikrocsapadék reakcióját a fonálférgek diagnosztizálására használják - az ascariasis, ankylostomidosis, trichinosis preimaginális fázisa. A reakció a fertőzés után 5-10 nappal válik pozitívvá (ascariasis, ankylostomidosis), és 90-100 napig fennáll. Az antigén élő fonálféreg lárvák, amelyeket kísérletileg fertőzött laboratóriumi állatok szöveteiből izoláltak. A kiválasztott lárvákat steril fiziollal, oldattal és desztillált vízzel alaposan lemossuk a gazdafehérjékről, egyenként 10-15 példányban. Pasteur pipettával egy lyukkal ellátott steril üveglemezre helyezzük. Vigyen fel 2-3 csepp tesztszérumot, fedje le steril fedőlemezzel, helyezze nedves kamrába (nedvesített szűrőpapírral bélelt Petri-csészébe) és inkubálja 24-48 órán keresztül. termosztátban t° 37°-on. Pozitív reakció esetén a mikroszkóp kis nagyítása mellett a lárvák szája és végbélnyílása körül szürkésfehér, enyhén opálos gömb- vagy cikkcakk alakú csapadéktömegek láthatók. A reakció hatékonysága eléri a 85-95%-ot.

A gyűrűs precipitációs reakciót V. P. Pashuk (1957) dolgozta ki a trichinosis diagnosztizálására. A reakció a betegség 2-3. hetében válik pozitívvá. Hatékonysága eléri a 80-90%-ot. Az antigén a fertőzött állatok izomzatából izolált, t° 35°-on szárított lárvák porkivonata. Kémcsövekben átm. 0,5 cm-re öntsön 0,1 ml-t az antigén minden hígításából, és óvatosan rétegezzen rá (vagy engedje le az aljára) azonos mennyiségű tesztszérumot, hogy a folyadékok ne keveredjenek össze. A csöveket 30 percig tartjuk. termosztátban t ° 37 ° -on, majd 30-60 percig. szobahőmérsékleten. Pozitív reakció esetén az antigén és a szérum érintkezési határán fehéres finom gyűrű jelenik meg, amely felrázva könnyen szétesik.

Az Ouchterlony (O. Ouchterlony, 1949) szerinti kicsapódási reakciót a gélben A. I. Gusev és V. S. Tsvetkov mikromódosításában I. A. Ginovker, E. A. Zabozlaeva, A. V. Doronin (1970) javasolta az opistahorchiasis korai fázisainak diagnosztizálására. Hatásfoka előzetes adatok szerint 87%. Az antigén a macskák májából izolált frissen fagyasztott ivarérett opisthorchis homogenizátumának kivonata.

Kialakult az indirekt hemagglutináció reakciója (lásd) diagnosztikummal - formalizált és tanizált kos eritrociták echinococcus folyadékkal szenzitizált szuszpenziójával.

LN Stepankovskaya (1972) az echinococcosis és az alveococcosis diagnosztizálására.

L. M. Konovalova (1973) javasolta a sertés galandféreg frissen fagyasztott cysticerci homogenizátumának kivonatával szenzitizált formalinizált birka eritrociták diagnosztikájával végzett RNHA-t az agy cysticercosisának diagnosztizálására; az esetek 85%-ában hatásos.

Az ascaris diagnosticum RNHA-t az ascariasis preimaginális fázisának diagnosztizálására javasolják.

A komplement rögzítési reakciót (lásd) a szokásos módszer szerint végezzük, és trichinosis és cysticercosis diagnosztizálására használják.

Lumineszcens antitestek módszere (indirekt módszer). Ezt a módszert a sertés galandféreg cysticerci zsírtalanított száraz homogenizátumával, mint antigénnel, üveglemezre rögzítették, a JI fejlesztette ki. M. Konovalova (1973) a humán cysticercosis diagnosztizálására. Ugyanezt a reakciót a gisztollal, a Trichinella lárvák metszeteivel mint antigénnel fejlesztették ki a trichinosis diagnosztizálására.

E. S. Leykina, V. A. Gefter.

Ha különböző környezeti tárgyakon (talaj, víz, zöldség, stb.) féregpetéket találunk, mindig meg kell határozni azok életképességét megjelenéssel, létfontosságú színezékekkel való festéssel, optimális körülmények között történő tenyésztéssel és biológiai minta felállításával, pl.

Laboratóriumi állatok etetése.

A helminták tojásainak vagy lárváinak életképességének meghatározása. A helminth tojásokat először kis, majd nagy nagyítással mikroszkóppal vizsgálják. A helminták deformált és elhalt tojásaiban a héj elszakad vagy befelé hajlik, a plazma zavaros, meglazult. A szegmentált tojásokban a hasítási golyók (blastomerek) egyenlőtlen méretűek, szabálytalan alakúak, és gyakran egy pólusra tolódnak el. Néha vannak rendellenes peték, amelyek külső deformációkkal normálisan fejlődnek. Az aszkáriák élő lárváiban a finom szemcsésség csak a test középső részén van jelen, amint elpusztulnak, a szemcsésség szétterjed az egész testben, nagy fényes hialin vakuolák jelennek meg - az úgynevezett gyöngysorok.

Az aszkaridok, ostorférgek, tűférgek érett tojásainak életképességének meghatározásához a lárvák aktív mozgását a készítmény enyhe melegítésével kell előidézni (37 ° C-ot meg nem haladó hőmérsékletre). Kényelmesebb megfigyelni az ascaris és ostorféreg lárvák életképességét a tojáshéjból való izolálásuk után, ha a készítmény fedőüvegét boncolótűvel vagy csipesszel rányomjuk.

Az ascaridák invazív lárváinál gyakran látható a fej végén lehámlott kalap, az ostorférgek lárváinál pedig, amelyek a tojásban fejezték be a kifejlődést, ezen a helyen nagy nagyítással egy szálka található. A helminták elhalt lárváiban, függetlenül azok elhelyezkedésétől (a tojásban vagy azon kívül), a test bomlása észlelhető. Ebben az esetben a lárva belső szerkezete csomós vagy szemcsés lesz, a test pedig zavarossá, átlátszatlanná válik. Vacuolák találhatók a testben, és törések találhatók a kutikulán.

A teniid onkoszférák (szarvasmarha, sertés galandféreg stb.) életképességét az embriók mozgása határozza meg, amikor emésztőenzimeknek vannak kitéve. A tojásokat óraüvegre helyezzük kutya gyomornedvével vagy mesterséges nyombéllével. Ez utóbbi összetétele: pankreatin 0,5 g, nátrium-hidrogén-karbonát 0,09 g, desztillált víz 5 ml. A tojásos órapoharakat 36-38 °C-os termosztátba helyezzük 4 órára.Ebben az esetben az élő embriók kiszabadulnak a héjból. Az élő onkoszférák héja a savanyított pepszinben és a tripszin lúgos oldatában is feloldódik 6-8 óra termosztátban 38°C-on.

Ha a teniid tojásokat 1%-os nátrium-szulfid-oldatba vagy 20%-os nátrium-hipoklorid-oldatba, vagy 1%-os klór-víz-oldatba helyezik 36-38 °C-on, az érett és élő embriók kiszabadulnak a membránokból, és nem változik 1 napig. Az éretlen és elhalt onkoszférák zsugorodnak vagy megduzzadnak és erősen megnövekednek, majd 10 percen belül - 2 órán belül "feloldódnak". A teniidek élő embriói is aktívan mozognak 1%-os nátrium-klorid-oldat, 0,5%-os nátrium-hidrogén-karbonát-oldat és epe keverékében 36-on. 38 °C.

A scolex echinococcusok életképességét alacsony melegítéssel határozzuk meg. Ehhez a vízben megmosott scolexet vagy ivadékkapszulákat egy lyukas tárgylemezre helyezzük egy csepp vízbe, fedjük le fedőlemezzel, és 38-39 ° C-on melegítőfokozatú mikroszkóp alatt vizsgáljuk meg. Ha nincs fűtőasztal, a készítményt bármilyen hőforrással melegítik. Ugyanakkor az életképes scolexek aktívan mozognak, csökkentik vagy ellazítják a szívócsontokat, meghosszabbítják és lerövidítik a mellkast. Ha a scolexet szobahőmérsékleten 0,5-1%-os vizes filicilén-oldatba helyezzük, akkor az összes életképes scolexe gyorsan kihullik és elpusztul. Az életképtelen scolexek nem derülnek ki.

A növényekről és a víztestek egyéb tárgyairól gyűjtött fasciolia adolescariae életképességét sóoldatban lévő üveglemezen, fűtőfokozatú mikroszkóp alatt vizsgáljuk. Melegítéskor a cisztában lévő trematoda lárvái mozogni kezdenek.

A törpe galandféreg petéinek életképességét az embrión lévő horgok elhelyezkedése határozza meg.

A törpe galandféreg élő petékjében a protoplazma lomha ingaszerű mozgása, az oldalsó horogpár hegyes végeinek szinte észrevehetetlen megnyúlása, eltolódása a középső pártól távolodva történik.

Az embrió protoplazmájának összehúzódásai és a csírahorgok elősegítik, hogy az embrió először az onkoszféra héjából, majd a tojás külső héjából szabaduljon fel.

Élő tojásban a középső horogpár és az oldalsó horogpárok párhuzamosan helyezkednek el, egyes tojásokban az oldalsó párok pengéi össze vannak hozva, és 45°-nál kisebb szöget zárnak be a középső horogpárhoz képest.

A haldokló embrió görcsösen összehúzódik, és lomhán löki szét a horgokat. Az elhalt embrióban a horgok mozgása leáll, rendezetlenek, néha a szomszédos párhoz képest oldalsó horgok derékszögben, tompa vagy hegyes szögben elmozdulnak egymástól.

Néha megfigyelhető az embrió ráncosodása, szemcsézettség kialakulása. Egy pontosabb módszer az onkoszféra mozgásainak megjelenésén alapul éles hőmérsékletváltozás során: 5-10 és 38-40 °C között.

Az éretlen fonálférgek életképességének meghatározását nedves kamrában (Petri-csészékben) kell vizsgálni, az ascaris tojásokat izotóniás nátrium-klorid-oldatban 24-30 °C hőmérsékleten készített 3%-os formalinoldatba, az ostorféreg tojásait 3%-os oldatba helyezve. sósavoldat 30-35 °C hőmérsékleten, gombatojások izotóniás nátrium-klorid oldatban 37 °C hőmérsékleten. A Petri-csészéket hetente 1-3 alkalommal kell kinyitni a jobb levegőztetés érdekében, és ismét nedvesítse meg a szűrőpapírt tiszta vízzel.

A helminth tojások fejlődésének megfigyelése hetente legalább kétszer történik. A fejlődés jeleinek 2-3 hónapon belüli hiánya életképtelenségre utal. A helmintpeték kialakulásának jelei először a zúzás szakaszai, a tojás tartalmának különálló blasztomerekre való felosztása. Az első nap során legfeljebb 16 blastomer fejlődik ki, amelyek átmennek a második szakaszba - morula stb.

A kampósféreg tojásait dugóval lezárt (50 cm magas és 7 cm átmérőjű) üveghengerben tenyésztik. Egyenlő térfogatú steril homok, faszén és ürülék kampósféreg-tojás keverékét, vízzel félig folyékony állagúra hígítva, üvegcső segítségével óvatosan öntjük a henger aljába. A 25-30 °C-os sötétben való 1-2 napos ülepedés során a rhabditoid lárvák kikelnek a tojásokból, és 5-7 nap múlva már filarissá válnak: a lárvák felkúsznak a henger falán, ahol még szabad szemmel is láthatóak. A vízben természetesen fejlődő trematode tojásokat, mint például opisthorchis, diphyllobotriid, fasciol stb., óraüvegre, Petri-csészére vagy más edénybe helyezzük, és egy kis réteg közönséges vizet öntünk rá. A fasciola tojások termesztésénél figyelembe kell venni, hogy sötétben gyorsabban fejlődnek, míg élő tojásban 22-24 °C hőmérsékleten 9-12 nap alatt képződik miracidium. A fejlődő trematode peték mikroszkópos vizsgálatakor a miracidium mozgása jól látható. A Fasciola miracidium a tojáshéjból csak a fény hatására emelkedik ki. Termesztéskor a vizet 2-3 nap múlva cserélik.

A kampósféreg lárváit és a strongyloidot agar agáron tenyésztik Petri-csészében állati szénnel. 5-6 napig 26-30 °C-os termosztátban való tartózkodás után a lárvák szétterjednek az agaron, és baktériumok útját hagyják maguk után (Fülleborn módszer).

Harada és Mori módszere (1955). 7 ml desztillált vizet adunk az állványba helyezett kémcsövekbe. Vegyünk 0,5 g ürüléket egy fapálcával, és készítsünk kenetet a szűrőpapírra (15X150 mm) a bal széltől 5 cm-re (ezt a műveletet egy papírlapon végezzük, hogy megvédjük a laboratóriumi asztal felületét). Ezután a kenetet tartalmazó csíkot behelyezzük a tubusba úgy, hogy a kenettől mentes bal vége elérje a tubus alját. A felső végét egy darab celofán borítja, és egy rugalmas szalaggal szorosan becsomagolja. A kémcsőre írja fel az alany vezeték- és számát. Ebben az állapotban a csöveket 8-10 napig tárolják 28 °C-os hőmérsékleten. A tenyészet tanulmányozásához távolítsa el és távolítsa el a celofán fedelet, és csipesszel távolítson el egy szűrőpapírcsíkot. Ilyenkor vigyázni kell, mert kis számú fertőző lárva a szűrőpapír felső végére vagy a kémcső falára költözhet, és behatolhat a celofán felszíne alá.

A csöveket 15 percre 50 °C-os forró vízfürdőbe helyezzük, majd a tartalmát összerázzuk, és gyorsan egy 15 ml-es csőbe öntjük, hogy a lárvákat kicsapjuk. Centrifugálás után a felülúszót eltávolítjuk, és a csapadékot tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük, és kis nagyítással mikroszkóppal vizsgáljuk.

A filariform lárvák differenciáldiagnózisához a táblázatban szereplő adatokat kell felhasználni. 13.

A helminták tojásainak és lárváinak festési módszerei. Az elhalt szövetek a legtöbb esetben gyorsabban érzékelik a színeket, mint az élők. Ezeket a jellemzőket a helmintológiában használják a helminthák peték és lárvái életképességének meghatározására. Bizonyos esetekben azonban egyes festékeket az élő szövetek jobban érzékelnek, mint az elhaltak.

13. táblázat: A.duodenale, N.americanus, Strongyloides stercoralis, Trichostrongylus spp. fonalas lárváinak differenciáldiagnózisa.

Az élő és elpusztult tojások és lárvák differenciált felismerésére a következő festékeket és módszereket alkalmazzuk.

A metilénkék leukobázist élő és elhalt szövetek megfestésére használják. Egy élő sejt vagy szövet a metilénkéket színtelen leukobázissá redukálja; az elhalt szövetek nem rendelkeznek ezzel a képességgel, ezért színt kapnak.

Az Ascaris tojás színezéséhez metilénkéket használhat lúgos tejsavoldatban (0,05 g metilénkék, 0,5 g nátronlúg, 15 ml tejsav). Az élő tojások nem érzékelik a színt, az elhalt tojások embriói kékre színeződnek.

A festési módszer nem alkalmazható éretlen orsóféreg- és ostorféregpetékre; a pigmentált héj elszíneződik, ezért nem látható, hogy a tojás belsejében lévő csírasejt elfestődött-e.

Az Ascaris lárvákat 1:10 000 koncentrációjú briliáns-krezilkék festék bázikus oldatával festjük meg a következőképpen: egy csepp ascaris tojást tartalmazó folyadékot és egy csepp alapfesték oldatot viszünk egy tárgylemezre. A készítményt fedőlemezzel fedjük le, amelyet boncolótűvel enyhe kopogtatással szorosan a tárgyhoz nyomunk. Mikroszkóp alatt megfigyelik a kikelt lárvák számát és festődésük mértékét, majd 2-3 óra elteltével ugyanazt a készítményt ismételten felülvizsgálják Csak a 2 órán át nem festődő deformálatlan lárvákat tekintjük élőnek Az elpusztult lárvák akkor festődnek, amikor a héj eltörik (részben vagy teljesen).

Az ascaridia madarak tojásainak életképességének meghatározásakor a készítmények jódoldattal történő festésének lehetőségét jelezzük. Ebben az esetben 5% -os alkoholos jódoldatot használnak festékként. Amikor a gyógyszerre alkalmazzák, az elhalt ascarida peték embriói 1-3 másodpercen belül narancssárgává válnak. Az opisthorchis és a szarvasmarha galandféreg onkoszféráit toluidin-kék oldattal (1:1000), a szarvasmarha-galandféreg elhalt onkoszféráit briliáns-krezilkék oldattal (1:10000) festjük meg. Ugyanakkor mind az elhalt, mind az élő tojások embriói és héjai színt kapnak. Ezért a festés után a tojásokat és az onkoszférákat tiszta vízben mossuk, és szafraninnal (10%-os alkoholos oldattal 1:10 000 arányban hígítva) megfestjük. Az alkohol eltávolítja a festéket a héjból, a szafranin pedig vörös színt ad nekik. Ennek eredményeként az élő tojások vörösre festődnek, az elpusztult tojások embriója kék színű, a héj vörös marad. A szarvasmarha galandféreg onkoszférájának elhalt embriói gyorsan, néhány percen belül élénkvörösre vagy rózsaszínre festődnek szafraninnal vagy kékre gyémánt-krezilkékkel 1:4000 hígításban vagy indigókárminnal 1:1000-1 hígításban: 2000.

Az élő embriók ezeknek a színeknek a hatására még 2-7 óra múlva sem változnak.

A törpe galandféreg tojások életképességének meghatározásához a következő festékek használata javasolt: 1) briliáns krezilkék (1: 8000) - 1 óra elteltével az elhullott peték onkoszférája különösen élénken festődik, ami élesen kiemelkedik a halvány színből. vagy a tojás többi részének színtelen háttere; 2) szafranin: 1:8000 hígításban 2 órás expozíció esetén és 1:5000 hígításban 3-5 órán keresztül; 3) 50%-os pirogallinsav-oldat 1:2 hígításban - 1 órán át 29-30 °C hőmérsékleten (minél alacsonyabb a hőmérséklet, annál hosszabb a festési folyamat).

A széles galandféreg élő plerocercoidjai nagyon jól festődnek semleges száj vizes oldatával (1:1000) 5-20 percig. A tartós rózsaszín szín eléréséhez, amely 5 napon belül nem tűnik el, és nem befolyásolja a plerocercoidok mobilitását, általában 10 perc elegendő. A színfokot úgy szabályozzuk, hogy a lárvákat tiszta izotóniás nátrium-klorid oldatban nézzük, amihez a plerocerkoidokat időszakonként eltávolítjuk a festékről. Az elhalt plerocercoidok megfestésére metilénkéket célszerű használni.

R. E. Chobanov és munkatársai (1986) egy módszert javasoltak a bélféreg tojásainak és lárváinak életképességének meghatározására, festékként a Peniciliium rubrum gomba tenyésztésével nyert rubrin pigment felhasználásával. Ehhez használjon 3% -os vizes festékoldatot.

A peték és a lárvák színezése 1,5 óra elteltével fejeződik be, a pinwormok, szarvasmarha- és törpegalandférgek, ankylostomidok, trichostrongylidek életképtelen tojásai intenzív rózsaszínűek, az ankylostomidok és trichostrongylidák lárvái kipirosodnak. Kevésbé élénk szín figyelhető meg az ascaris és az ostorférgek tojásaiban, mivel a belekből kiemelve már sötétbarna színűek: az életképes tojások és lárvák nem festenek.

Fiziko-kémiai módszerek a miracdia trematode tojásból történő felszabadulásának stimulálására. A módszereket S. M. German és S. A. Beer (1984) dolgozta ki az opisthorchia és a dicrocelium tojások életképességének meghatározására oly módon, hogy a tojásokat reakcióközegnek tették ki. Ha élnek, kijön a miracidium. A módszerek a miracidium kikelő mirigy fizikai-kémiai aktiválásán és a lárva motoros aktivitásának stimulálásán alapulnak. A stimulációt úgy érik el, hogy a trematoda tojásait speciális reakcióközegnek tesszük ki, egymást követő módszerekkel kombinálva - hőmérséklet-különbség létrehozása, tojásszuszpenzió szárítása, gyenge folyadékáram kitétele a tesztcseppben, amelyek hozzájárulnak a miracidiumok tömeges felszabadulásához tojás.

Az ópisztolytojások életképességének meghatározása Herman, Beer módszerével. A tojások vízben készült szuszpenzióját (csap, ülepített) előhűtjük 10-12 ° C-ra. Minden további műveletet szobahőmérsékleten (18-22 °C) kell végrehajtani. Egy csepp (körülbelül 0,05 ml) 100-400 tojást tartalmazó szuszpenziót adunk egy centrifugacsőbe. A kémcsöveket 5-10 percre állványra helyezzük, hogy a tojásokat kicsapják. Ezután egy keskeny szűrőpapírcsíkkal óvatosan leszívjuk a felesleges vizet, amíg teljesen el nem távolodik. 2 csepp táptalajt adunk a kémcsőbe, összerázzuk, a tartalmát pipettával egy tárgylemezre visszük, és enyhén rázogatva (vagy hajszárító alá helyezve) 5-10 percig állni hagyjuk, hogy gyenge folyadékáramok keletkezzenek a felfüggesztés csepp vizsgálat alatt. Ez a művelet, amely a puhatestű bélperisztaltikáját utánozza, lehetővé teszi a miracidia felszabadulásának aktiválását. Ezt követően további 2 csepp táptalajt adunk a szuszpenzióhoz, majd a készítményt hagyományos fénymikroszkóppal (X200) mikroszkóposan megvizsgáljuk. Ezalatt az életképes miracidiákkal rendelkező petéknek fel kell nyitniuk a fedelet, miközben a lárva aktívan kikerül a környezetbe. Az etanol jelenléte miatt a miracidium 3-5 perc alatt immobilizálódik, majd a táptalajban festékkel megfestődik. Ennek eredményeként a miracidiumok könnyen kimutathatók és megszámlálhatók.

A reakcióközeg elkészítése. A tápközeget 0,05 M Tris-HCi pufferben állítjuk elő 8,0-9,5 optimális pH-körülmények között. A pufferhez 10-13%-ig etanolt és színezéket (szafranint, metilénkéket és más, a pH-tartományon belül működő anyagokat) adunk addig, amíg a folyadék enyhén elszíneződik (például a szafranin esetében a végső koncentráció 1:50 000 lesz). Használhat másik puffert, amely a lúgos pH-tartományban működik, például 0,05 M foszfátot (pH 8,5). Ezért a tápközeg 96% etanolt tartalmaz - 12 rész; festék (anyaoldat) - 1-10 rész; 0,05 M tris-HC! puffer (pH 8,5-9,5) - legfeljebb 100 rész. Közepes példa: 12 rész 96%-os etanol, 1 rész telített szafranin oldat, a többi legfeljebb 100 rész - 0,05 M Tris-HCl puffer, pH 9,5.

Dicrocelium tojások életképességének meghatározása Herman, Beer, Stratan módszerével. Egy csepp 100-150 trematode tojást tartalmazó szuszpenziót helyezünk egy centrifugacsőbe 1-2 percre, hogy a peték ülepedjenek. A folyadékot ezután óvatosan megszárítjuk egy szűrőpapírcsíkkal. Adjunk hozzá 1-2 csepp reakcióközeget Pasteur pipettával, és inkubáljuk vízfürdőben 28-30 °C-on 2-3 percig. A táptalaj összetétele: 6 rész butanol, 94 rész 0,4%-os nátrium-klorid oldat vagy 0,3%-os kálium-klorid oldat desztillált vízzel. A táptalajban lévő tojásokat pipettával egy tárgylemezre visszük, és 1,5-2 órán keresztül szobahőmérsékleten (18-22 °C) állni hagyjuk, majd 25-30 percenként (száradáskor) 1-2 cseppet (0,05 ml) butanol desztillált vizes oldata. Ezt követően a készítményt 100-200-szoros nagyítással mikroszkóppal vizsgáljuk. Az életképességet a felszabaduló miracidiumokat tartalmazó tojások száma határozza meg. A butanol áthatol a tojáshéj pórusain, eléri a miracídiumokat és aktiválja azokat. A megjelölt hőmérsékleten végzett inkubálás fokozza ezt a folyamatot. A butanol 3-7%-os koncentrációban káros a tojásból kibújt miracidiumra. A tojásszuszpenzió kémcsőből üveglemezre történő átvitele lehetővé teszi, hogy mire a miracidium kilép (30-40 perc elteltével), az elpárolgás következtében a butanol koncentrációja biztonságos szintre (1,5-0,5%) csökkenjen. A nátrium-klorid jelenléte a tápközegben 0,1-0,5% koncentrációban (vagy kálium-klorid 0,05-0,4% koncentrációban) határozza meg a felszabaduló miracidium aktivitását. Az opisthorch kis átlátszó tojásaival ellentétben a dicrocelium tojásainak héja sötét színű, fedelük jól látható, ami a miracidium felszabadulása után nyílik. Ezért a dicrocelium tojások életképességét kényelmesebben a kinyílt tojások megszámlálásával lehet értékelni, nem pedig a miracidiumok megfestésével és megszámlálásával.

Lumineszcens módszer a helminták tojásainak és lárváinak vizsgálatára.

A helmintológiai gyakorlatban először 1955-ben alkalmazták a lumineszcencia mikroszkópos módszereket. Beszámoltak arról, hogy a lumineszcencia mikroszkóppal lehetővé válik az élő és holt tárgyak megkülönböztetése a tojás károsodása nélkül. A fluoreszcenciához nem UV-sugarakat használtak, hanem a látható fény kék-ibolya részét, hagyományos mikroszkóppal és tárgylemezekkel; az OI-18 megvilágítóhoz speciális színszűrőkészletet használtak.

Megállapítást nyert, hogy az orsóférgek, gombócok, törpe galandférgek, szarvasmarha-galandférgek, széles galandférgek és más férgek élő és elhalt tojásai eltérően lumineszkálnak. Ez a jelenség megfigyelhető mind a primer lumineszcencia során, színezékek használata nélkül, mind a fluorokrómokkal (akridinnarancs, korifoszfin, primulin, aurolin, berlerin-szulfát, tripaflavin, rivanol, kinakrin stb.) történő festéskor.

A festetlen élő, nem tagolt orsóféregpeték élénkzölden, sárgás árnyalattal világítanak; az elhalt tojásokban a héj sokkal világosabb zöld fényt bocsát ki, mint a sötétzöld embrionális; a lárvával rendelkező orsóféreg tojásokban csak a héj jelenik meg, míg az elhullottban a héj és a lárva is élénksárga.

A pinwormok és törpe galandférgek pigmentálatlan és szegmentálatlan élő tojásai zöldessárga fényt bocsátanak ki; elhalt tojásokban a héj intenzíven lumineszkál a sötétzöld embrionális tömeg hátterében. Másodlagos lumineszcenciával (ha 1:10 OOO és 1:50 OOO hígítású akridinnarancssárgával festik 30 perctől 2 óráig) az élő és elhalt fonálférgek, trematodák és cestódák héja eltérően lumineszkál.

Az élő és elhalt Ascaris lumbricoides, Toxocara leonina, Enterobius vermicularis, Hymenolepis nana, H.fraterna, H. diminuta, T.saginatus, D.latum héja narancsvörösre színeződik. Élő Asc. lumbricoides, T.leonina, H.diminuta, D.latum és a szarvasmarha-galandféreg onkoszférái tompa sötétzöld vagy szürkés-zöld színben lumineszkálnak. Ezeknek a helmintpetéknek az elhalt embriói "égő" narancsvörös fényt bocsátanak ki. Az élő pinworm lárvák és toxocarok (tojáshéjak) tompa szürkés-zöld fényt bocsátanak ki, és amikor elpusztulnak, a színük a fej végétől „égő” világoszöldre, majd sárgára, narancssárgára, végül élénk narancssárgára változik.

Fluorokrómokkal - coryphosphyllum, primulin - festve az ascaridák és ostorférgek elhalt tojásaiban, a lila-sárgától a rézvörösig tartó izzás figyelhető meg. Az életképes tojások nem lumineszkálnak, hanem sötétzöld színűvé válnak. A Paragonimus westermani és a Clonorchis sinensis trematodák élő tojásai akridinnarancssárgával való festés után nem lumineszkálnak, míg az elhullott tojások sárgászöld fényt bocsátanak ki.

A lumineszcencia módszerrel a helminth lárvák életképességét is meghatározhatjuk. Tehát fluorokrómozott akridinnarancs (1:2000) erősilát lárvái oldatával, Rhabdita ragyog: élő - zöld (árnyalattal), halott - élénk narancssárga fény. A Trichinella élő lárvái nem vagy gyengén világítanak, ha 10 percig fluoreszcein-izotiocianát, auramin stb. oldattal kezelik őket. A fluorokrómozott elpusztult lárvák (1:5000 koncentrációban) fényes fényt adnak.

A héjból kibújt élő miracídiumok halvány kékes fényt bocsátanak ki, alig észrevehető halványsárga csillókorollal, de a halál után 10-15 perccel élénken „égő” világoszöld, majd narancsvörös fényként jelennek meg.