A széklet mikroszkópos vizsgálata. A helminthiasis intravitális diagnózisa

Közvetlen módszerek: maguknak a helmintáknak, azok töredékeinek, petéknek, lárváknak a kimutatása székletben, vizeletben, nyombélváladékban, köpetben, orr- és hüvelynyálkahártyában, a subungualis üregek tartalmában, biopsziás szövetdarabokban.

A diagnosztizálás során egyetlen módszerrel sem lehet azonosítani az emberi emésztőrendszerben élő férgek minden típusának tojásait vagy lárváit. Így a flotációs módszer alkalmazásakor a trematoda peték és esetenként a megtermékenyítetlen orsóféreg peték nem úsznak be a felületi filmbe (a nagy fajsúly ​​miatt). Az ürülékben nagyon ritkán találunk tűféregpetéket, teniid onkoszférákat, amelyeket speciális kutatási módszerekkel mutatnak ki: a perianális redőkből való kaparással férgek és teniidek esetében, ülepítési módszerekkel trematodák esetében (opistorch tojások stb.). Ezért a beteg helminthiasisok célzott vizsgálatához az orvosnak a beutalóban meg kell jelölnie, hogy mely helmintákra kell a fő figyelmet fordítani (diagnózis), amely lehetővé teszi a laboráns számára, hogy kiválaszthassa a megfelelő technikát az ilyen típusú bélféreg azonosítására. Az ürülék különböző helyeiről vett, legalább 50 grammos (teáskanálnyi) ürüléket tiszta üvegedényben, legkésőbb a székletürítés után egy nappal a laboratóriumba kell küldeni, és az átvétel napján meg kell vizsgálni.

Ha az ürüléket másnapig kell tárolni, hideg helyre tesszük (0-4 °C), vagy megtöltjük valamelyik tartósítószerrel.

A vizsgálat előtt a székletet egy pálcikával összekeverik, hogy a helmint tojások egyenletesen oszlanak el a teljes tömegben.

Ha a készítményben féregpetéket találnak, a megtekintést nem állítják le, mert. kettős vagy háromszoros invázió lehet.

A helminthiasis kezelésének hatékonyságát a bélféreg tojásainak székletének vizsgálatával a kezelést követő 2-3 hétben vagy 2-3 hónapon belül, az észlelt féregfertőzéstől függően ellenőrizzük.

Makroszkópos módszerekkel szabad szemmel vagy kézi nagyítóval lehet kimutatni az ivarérett bélféreg egészét vagy töredékeit a székletben.

Gyakran a széklet felszínén a székletürítés után aktívan csúszó férgek láthatók; ürülékkel ürülék orsóféreg; néha az emberek maguk is észreveszik a helminták váladékozását. Diphyllobothriasisban szenvedő betegeknél a galandféreg strobilusának töredékei ("tészta" formájában), a teniidekkel (sertés- vagy szarvasmarha-galandféreggel) fertőzötteknél pedig a bélféreg szegmensei ("fehér vágott" formájában) tűnhetnek ki. ) gyakran elhagyják a székletet ("fehér vágások" formájában), vagy aktívan másznak ki a végbélnyílásból.

A makroszkópos módszer a teniadosis és a teniarhynchosis differenciáldiagnózisának fő módszere (felméréssel kombinálva).

A speciális makroszkópos módszerek közül a széklet szekvenciális mosásának módszerét alkalmazzák.

Az ürüléket vízben összekeverik, hogy egyenletes szuszpenziót kapjanak, majd jó megvilágítás mellett külön kis részletekben, fekete fotóküvettákban vagy sötét háttéren Petri-csészékben gondosan megvizsgálják. Csipesszel vagy boncolótűvel minden gyanús fehér részecskét, féregtöredékekre gyanús nagy képződményt eltávolítunk és nagyító alatt megvizsgálunk két tárgylemez között. A kis helmintákat vagy a cestódák fejét nagyító alatt, egy csepp glicerinben vagy mikroszkóp alatt vizsgálják.

Amikor ezt a módszert a sertéshús, szarvasmarha galandféreg, széles galandféreg szegmenseinek diagnosztizálására alkalmazzuk, a megmosott szegmenseket két pohár közé helyezzük, és nagyítóval vagy a mikroszkóp kis nagyításával a fénybe nézve meghatározzuk a fajt: a méh szerkezete (a sertésgalandféreg érett szegmensében 8-12 oldalág, bikagalandféregnél 18-32, gyakrabban 28-32 széles galandféregnél a szegmensek szélesebbek, a méh pedig a közepe „rozetta” formájában). Ha a méh rosszul látható, akkor először egy ideig 50% -os glicerines oldatban tarthatja, ami után még az elhagyott méhtörzsek is jól láthatóak.

Amikor ezeket a cestódákat a leválasztott fejek szerkezete alapján határozzuk meg, óvatosan nyakkal helyezzük őket egy csepp glicerinbe üveglapok közé (vagy fedjük le fedőlemezzel), és – szorítás nélkül – kis nagyítással mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

Mikroszkópos módszerek egyszerű, összetett és különleges.

Az egyszerű módszerek közé tartozik a natív kenet, a natív kenet Lugol-oldattal, a vastag kenet celofán alatt Kato szerint, a csavarás (Shulman szerint) és a perianális kaparás.

A komplex módszerek hatékonyabbak, és a tojások koncentrációján alapulnak a készítményekben. Ezek közé tartozik a széklet folyékony reagensekkel történő előkezelése, melynek eredményeként a helmintpeték vagy kicsapódnak, vagy felúsznak a folyadék felszínére.

A komplex módszerek közé tartoznak a dúsítási módszerek:

a) flotáció (amikor a tojások fajsúlya kisebb, mint a sóoldat fajsúlya, és a tojások beleúsznak a felületi filmbe);

b) ülepedés (amikor a peték fajsúlya nagyobb, mint a sóoldatok fajsúlya, és a tojás üledékbe rakódik).

A férgek, ciszták és a protozoák vegetatív formáinak tojásainak és lárváinak kimutatására szolgáló speciális módszerek a kaparás, flotáció, ülepítés, larvoszkópia, protozooszkópia, az epe vizsgálata, valamint a széklet, köpet stb. keneteinek festési módszerei.

Egyszerű módszerek a széklet vizsgálatára

natív kenet. A kiszállított adag különböző részeiről fapálcikával kis ürülékszemcsét veszünk, egy tárgylemezen jól bedörzsöljük egy csepp 50%-os glicerinoldatban, és 2-3 üveglemezen vékony kenetet készítünk. Legalább 3 készítményt vizsgálunk mikroszkóp alatt. A módszer hátránya: kis mennyiségű anyagot tekintenek meg, ezért nem használják önálló módszerként.

Csavarási módszer(Shulman). 2,0-3,0 g ürüléket egy pohárba helyezünk, üvegrúddal alaposan összekeverjük 5-szörös térfogatú sóoldattal vagy desztillált vízzel, gyors mozdulatokkal 2-3 percig, és gyorsan eltávolítjuk a pálcát a keverékből. A pálcika végén lévő keverékből egy cseppet egy tárgylemezre helyezünk, és mikroszkóppal megvizsgáljuk. A centrifugális erő elve a peték és a lárvák felhalmozódását okozza egy pálcán.

Kato vastag kenet módszer celofánnal. Kémiai reagensek: 100% glicerin, 6% fenol oldat (100 ml víz + 6 g fenol), 3% malachit zöld oldat (2,5 ml desztillált víz + 75 ml malachit zöld).

Munkaoldat elkészítése: 100 ml 6%-os fenolos oldat + 100 ml tiszta glicerin + 1,2 ml 3%-os malachit zöld oldat.

Celofán csíkok elkészítése: celofán csíkokat vágunk, amelyek mérete megfelel az üveg tárgylemezének. A celofánnak hidrofilnek kell lennie (az égő celofán megfelelő, ha megolvad, akkor nem). A munkaoldatban akár 5 ezer csík is feldolgozható. A celofán csíkok expozíciós ideje a munkaoldatban való felhasználásig legalább 24 óra.

A kutatás előrehaladása. 50 mg (nagy borsó nagyságú) ürüléket helyezünk egy tárgylemezre, dörzsöljük egy pálcikával (üveg, fa), fedjük le celofáncsíkkal, és gumidugóval dörzsöljük a tetejét, amíg egyenletes vastag kenetet nem kapunk. . A gyógyszert szobahőmérsékleten egy órán át, vagy termosztátban 40 °C-on 20-30 percig és mikroszkopikusan szárítjuk (az expozíciós idő szobahőmérsékleten 5-6 órára vagy többre növelhető).

Hatékonyság szempontjából ez a módszer megközelíti a flotációs módszert, de intenzív és közepes intenzitású inváziót mutat.

Független diagnosztikai módszerként alkalmazzák, a lakosság tömeges vizsgálatára ajánlják.

A klinikai diagnosztikai laboratóriumokban egységes módszerként használják a helminták diagnosztizálására az orvosok utasításai szerint meghatározott diagnózisok hiányában.

A perianális kaparás és a Lugol-oldattal végzett natív kenet módszereit a speciális módszerek című részben ismertetjük.

Kifinomult székletdúsítási módszerek

A dúsítási módszerek a helmintpeték fajsúlyának és az alkalmazott sóoldatnak a különbségén alapulnak.

A flotációs módszer alkalmazásakor a következő sóoldatok használhatók:

1. Ólom-nitrát PbNO3 (ólom-nitrát) oldata, amelynek sűrűsége 1,5. 650 g anyag/1 liter víz arányban készítve. A sót részletekben feloldjuk forró vízben egy zománcozott edényben, felmelegítjük a tűzhelyen, és folyamatosan keverjük, amíg teljesen fel nem oldódik. Az oldat szűrése nem szükséges. Az oldatot a vizsgálat napján készítjük el, mivel idővel csapadékot ad, sűrűsége 24 óra elteltével csökkenni kezd Ha nagy mennyiségben készítjük az oldatot, akkor a következő napokban a vizsgálat előtt melegítjük, keverjük a csapadékot. Az oldat elkészítése füstelszívóban történik, mivel az ólom-nitrát nehézfémsó.

2. Az NH4NO3 ammónium-nitrát (szemcsés vagy közönséges ammónium-nitrát) 1,3 sűrűségű oldatát az előzőhöz hasonlóan készítjük el, de 1500 g anyag/1 liter forró víz arányban.

3. Nátrium-nitrát NaNO3 vagy nátrium-nitrát 1,38-1,4 sűrűségű oldatát készítjük 1000 g anyag/1 liter forró víz arányában.

4. Nátrium-tioszulfát Na2S2O3×5H2O (nátrium-hiposzulfit) 1,4-es sűrűségű oldatát készítjük 1750 g anyag/1 liter forró víz arányban.

5. 1,26-1,28 sűrűségű nátrium-szulfát-Na2SO4 (epsom-só) oldatot készítünk 920 g anyag/1 liter forró víz sebességével.

6. 1,82 sűrűségű cink-klorid ZnCl2 (cink-klorid) oldatot készítünk 2000 g anyag 1 liter forró vízre vonatkoztatva. A lehűtött oldat nem kristályosodik.

7. 1,18-1,2 sűrűségű nátrium-klorid NaCl (konyhasó) telített oldata. A! l vizet, adjunk hozzá részletekben 400-420 g sót egy zománcozott vödör forrásban lévő vízhez, folyamatos keverés közben, amíg teljesen fel nem oldódik. Ahogy az oldat lehűl, nátrium-klorid kristályok válnak ki.

A flotációs oldatok fajsúlyát csak az oldat szobahőmérsékleten történő teljes kihűlése után mérjük aerométerrel.

A lebegési módszerek a leghatékonyabbak a törpe galandféreg, ostorféreg, horogféreg, ascaris és széles galandféreg peték kimutatására.

A felületi fólia dróthurokkal vagy üveglappal eltávolítható.

Telített nátrium-klorid oldatban a film 30-40 perc, ammónium-nitrát oldatban - 10-20-30 perc múlva az ülepedés után vizsgálható.

A fólia dróthurokkal történő eltávolításakor legalább 8 cseppet kell megvizsgálni.

A diák több tojást távolít el a filmről, mint a dróthurkok. Az üvegnek érintkezésben kell lennie a flotációs oldat folyadékkal, amelyet pipettával adunk a főzőpohárba. Az ülepítés után az üveget eltávolítjuk, nedves felülettel felfelé egy nagyobb üvegre helyezzük, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. A tárgylemezeket használat előtt zsírtalanítani kell.

A kutatáshoz rendelkeznie kell: üveglemezekkel, vegyszeres poharakkal, dróthurkokkal, küvettákkal, Petri-csészékkel, pipettákkal, körtével, üveg- vagy fapálcákkal.

A kutatás előrehaladása. 5 g ürüléket leöntünk 10-szeres mennyiségű (lehetőleg 1,38-1,40 fajsúlyú) flotációs oldattal, alaposan összekeverjük, felülről eltávolítjuk a nem oldódó nagy részecskéket, és a szuszpenziót 10-15 percig állni hagyjuk. Ezután a filmet egy tárgylemezen lévő hurokkal vagy egy tárgylemezzel távolítják el. Az ürülék hígításához jobb, ha 30-50 ml-es csészéket veszünk, az oldatot a szélekkel egy szintbe öntjük (vagy 2-3 mm-rel alátöltjük), és a keveréket lefedjük egy tárgylemezzel, majd hozzáadjuk a flotációs oldatot. pipettázzon, amíg érintkezésbe nem kerül a tárgylemezzel. 10-20 perc elteltével az üveget gyorsan eltávolítják, és a rajta maradt filmet fedőüveg nélkül mikroszkóppal letapogatják.

Ülepítési-ülepítési módszerek

Az ülepítési módszereket geohelminták tojásainak, biohelminták székletben történő kimutatására, valamint az opisthorchiasis speciális kutatási módszereiként alkalmazzák.

Goryachev-Zolotukhin módszer(Gorjacsov egyszerűsített módszere). Körülbelül 1,5 g ürüléket vegyszeres pohárban 3-4 ml vízben elkeverünk. A kapott szuszpenziót két réteg gézen át egy centrifugacsőbe szűrjük, óvatosan a benne lévő 4-5 ml telített nátrium-klorid-oldat tetejére rétegezve. A kémcsöveket 15-20 órára állványra helyezzük, ezalatt a nehéz trematode tojások megtelepednek. Szerezzen két világosan elhatárolt réteget. Az üledéket mikroszkóppal vizsgálják.

Éter-formalin módszer. Minden bélinvázió diagnosztizálására, valamint protozoák és opisthorchia tojások speciális módszereként alkalmazzák.

Felszerelés: centrifuga 3000 rpm; centrifuga beosztású csövek, tölcsérek; fémszűrő (tea) vagy kétrétegű kötszer; üveglemezek és fedőlemezek; fa (vagy üveg) rudak; pamut, kötszer.

Kémiai reagensek: 10%-os formalinoldat (1 rész gyógyszerészeti formalinoldat és 4 rész desztillált víz); etil-éter (orvosi).

Centrifugacsövekbe 7 ml 10%-os formalinoldatot öntünk, és 1 g ürüléket helyezünk el (olyan mennyiségű ürüléket, hogy a kémcsőben lévő oldat 8 ml-re emelkedjen). Az ürüléket formalinnal homogén keverék képződéséhez keverjük, majd fémszűrőn (vagy kétrétegű gézen, kötszeren) egy másik centrifugacsőbe öntjük (ha a szűrőn marad ürülék, akkor a szűrőt formalinnal át kell öblíteni). Adjunk hozzá 2 ml étert ehhez a centrifugacsőhöz, zárjuk le és rázzuk erőteljesen 30 másodpercig.

Az elegyet 3000 fordulat/perc sebességgel centrifugáljuk egy percig (lehetséges, hogy két percig 1500 fordulat/perc mellett). Az éter-formalin reakciója következtében a fehérjék koagulációja dugó formájában megy végbe a kémcső tetején, és a bélférgek tojásai kicsapódnak. A koaguláns réteget eltávolítjuk, a felülúszót lecsepegtetjük, a csapadékot közvetlenül a kémcsőből vagy Pasteur pipettával egy tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük és mikroszkóp alatt nézzük.

Éter-ecetsav kicsapási módszer. A helminttojások éter-ecetsavas kicsapásának elve a székletminták szekvenciális kezelése 10%-os vizes ecetsav és éter oldattal. Az ecetsav jobban emulgeálja a székletmintát, mint más kémiai vegyületek. Behatol az emésztetlen, főleg rostból álló részecskékbe, amelyek magas tartalommal megzavarják a kutatást, centrifugálás után kicsapódnak. Az ezt követő éter hozzáadása a csőhöz és a keverés az ecetsav kivonását eredményezi a cső tartalmából a vele impregnált székletszemcsékkel együtt. Mivel az éter és ecetsav keverékének fajsúlya kisebb, mint a víz fajsúlya, az ezekkel az anyagokkal kezelt székletminták felúsznak, és leülepednek a nagy fajsúlyú helmintpeték.

Az éter-ecetsav kicsapás után keletkező csapadék mennyisége 3-4-szer kisebb, mint az éter-formalin kicsapás után. Ez nagyban megkönnyíti a bélféreg tojásainak kimutatását, és lehetővé teszi az üledék egészének tanulmányozását 0,5-1 g mintával.Az éter-ecetsav módszer toxicitása 5-ször alacsonyabb.

A kutatás előrehaladása. 7 ml 10%-os ecetsavoldatot öntünk egy beosztásos centrifugacsőbe, és 1 g-os ürülékmintát adunk hozzá (azaz olyan mennyiségű ürüléket, amelynél az ecetsavoldat 8 ml-re emelkedik). Pohárral vagy fapálcikával alaposan keverjük össze. Szűrjük át egy tölcséren két réteg gézzel egy másik centrifugacsőbe. 2 ml etil-étert (azaz legfeljebb 10 ml-t) adunk az emulzátumhoz. A kémcsöveket gumidugóval lezárjuk (penicillin injekciós üvegből lehetséges), és 15 másodpercig rázatjuk. A dugó eltávolítása után a csöveket egy percig centrifugáljuk 3000 ford./perc sebességgel 2 percig. A felülúszót kiöntjük a csőből. Egyes esetekben a kialakult székletdugó megzavarja a felülúszó kiürítését. Ebben az esetben a parafát üveg- vagy farúddal választják el a kémcső falától. A teljes csapadékot egy tárgylemezre pipettázzuk, és fedőlemez alatt kis nagyítással mikroszkóppal vizsgáljuk. A csapadék általában kicsi és színtelen. A helminth tojások, különösen a kis mételypeték jól kimutathatók.

Kémiai ülepítési módszer. A vizsgálat elve székletmintából származó tojások 1,15 fajsúlyú sóoldatban történő ülepedésen alapul. A módszer lényege egy kémcső közvetlen centrifugálása, amelyben 1%-os ecetsavoldatban emulgeált székletdugót rétegeznek nátrium-nitrát oldatra (1,16 sp. tömeg). A sóoldat nagy fajsúlya és a kémiai reakció során felszabaduló, a homogenizált ürülék rétegébe behatoló buborékok megakadályozzák annak ülepedését. A helminth tojások kis mennyiségű rosttal kicsapódnak. Az üledék 10%-os ecetsavval és éterrel történő kezelésével megtisztítható a maradék törmeléktől. Ebben az esetben csak egy helminttojás marad, ami nagyban megkönnyíti azonosításukat.

A kutatás előrehaladása. 6 ml 1,15 fajsúlyú nátrium-nitrát oldatot öntünk egy beosztásos centrifugacsőbe. Öntsön 7 ml 1%-os ecetsavoldatot egy másik kémcsőbe. Egy székletmintát vezetünk be (0,5 g-os minta esetén 7,5 ml-ig, 1,0 g-os minta esetén 8 ml-ig). Alaposan keverje össze a mintát üvegrúddal. Szűrjük át tölcséren egy réteg gézzel, nátrium-nitrát oldatra rétegezve. A réteges szűrletet tartalmazó csövet 1500-2000 fordulat/perc sebességgel centrifugáljuk 5 percig. Dobja ki a felülúszót a cső gyors megfordításával. Adjunk hozzá 3-4 ml 10%-os ecetsavoldatot és 0,5 ml étert egy csapadékot tartalmazó kémcsőbe, zárjuk le gumidugóval és rázzuk össze. Ismételje meg a centrifugálást 1 percig. Dobja el a felülúszót. A csapadékot tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

HELMINTOLÓGIAI VIZSGÁLATOK A BILLE, a DUDODENUS TARTALMA, a köpet, a vér, a vizelet és az izmok

A bélféreg tojásainak és lárváinak kimutatása a nyombél tartalmában és az epében. Az epe és a nyombél tartalmának vizsgálatát a máj és az epehólyag (opisthorchiasis, clonorchiasis, dicroceliasis) és a duodenum (strongyloidiasis) helminthiasisának gyanújával végezzük.

A kutatás előrehaladása. A nyombél tartalmát és az epét (A, B, C rész) a szokásos módon, szondázással nyerjük. A B rész esetében ajánlatos epehólyag-reflexet elérni 33%-os magnézium-szulfát oldat szondán keresztül történő bevezetésével. A vizsgált folyadékból kiválasztják a benne lebegő pelyheket, és mikroszkóp alatt megnézik, majd azonos mennyiségű kénsav-éterrel összekeverik. A keveréket alaposan összerázzuk és centrifugáljuk. A felülúszót elöntjük, és a teljes csapadékot mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

Genny és nyálka hiányában az epe és a nyombél tartalmát éterrel való keverés nélkül centrifugálják.

Köpet vizsgálata. A helmintológiai gyakorlatban a köpetvizsgálatot a paragonimiasis laboratóriumi diagnózisa céljából végzik. Néha schistosoma tojásokat, ascaris lárvákat, az echinococcus hólyag elemeit észlelik.

A köpetből natív kenetet készítenek egy tárgylemezen, amelyet mikroszkóp alatt vizsgálnak.

A köpetben bőséges gennytartalommal összekeverjük 0,5%-os nátronlúggal vagy káliummal, 5 percig rázzuk és centrifugáljuk. Az üledéket mikroszkóppal vizsgálják.

Vérvizsgálat. Vérvizsgálatra kerül sor, ha a betegnél filariasis gyanúja merül fel.

Tekintettel arra, hogy a filariasis egyes típusainál (loaosis, szubperiodikus törzs által okozott wuchereriosis) a lárvák (microfilariae) csak nappal vannak a perifériás vérben, egyes esetekben (brugiasis, periodikus törzs által okozott wuchereriosis) pedig csak éjszaka, illetve ilyenkor vegyünk vért elemzésre.

A vérvétel technikája, a készítmények elkészítése (vékony kenet és vastag csepp), festésük (Romanovszkij szerint) és a vizsgálat hasonló a malária laboratóriumi diagnosztikájánál alkalmazottakhoz.

A különböző fajok mikrofiláriáit a lárvák hosszúsága, szélessége, testgörbülete, sapka megléte vagy hiánya, a farokvég alakja, a maganyag testben való elhelyezkedése és a lárvák farokrésze alapján különböztetjük meg.

A kutatás előrehaladása. A vizeletet legalább 30 percig ülepítjük, majd a felső réteget lecsepegtetjük, így 10-15 ml üledék marad, amit centrifugacsövekbe öntünk és 1-2 percig centrifugáljuk. A felülúszó leeresztése után a csapadékot tárgylemezre visszük, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

IZOMBIOPTIAI TANULMÁNY

Trichinoszkópos módszer. A páciens izmainak biopsziás mintáinak tanulmányozásának szükségessége trichinellózis gyanúja esetén merül fel.

A biopsziát az általános szabályok szerint végezzük. A deltoid izomból általában biopsziát vesznek. A patoanatómiai vizsgálat során lehetőség van a rekeszizom, a nyelőcső, a nyelv, a rágó- és bordaközti izmok, a végtaghajlító izmok, a szemgolyó izomzatának biopsziájára, mivel ezeket a legintenzívebben érintik a Trichinella lárvák.

A laboratóriumban egy biopsziás izomdarabot nagyon apró darabokra (mikrotomra) vágnak, amelyeket két pohár közé helyeznek, összezúzva az izomrostokat, és mikroszkóp alatt megvizsgálják. Jelenleg erre a célra széles körben használnak speciális mikroszkópokat, trichinelloszkópokat.

Trichinózis esetén az izomrostok mentén végzett trichinoszkópia élesen kiemelkedő ovális alakú (citromszerű) trichinózis-kapszulákat tár fel. Az emberi kapszulák átlagos mérete 0,4 x 0,26 mm. A kapszula általában egy trichinellát tartalmaz, spirálisan 2,5 fordulatba hajtva. Nagy intenzitású invázió esetén egy kapszula 2 vagy 3 lárvát tartalmazhat. A kapszula melletti izomrostok elvesztik keresztirányú csíkozásukat, és homogén megjelenést kölcsönöznek.

Ugyanígy vizsgálják a fertőzést okozó húst vagy húskészítményeket.

Izomemésztési módszer. A módszer hatékonyabb.

A kutatás előrehaladása. A vizsgált izmokat apróra vágjuk és mesterséges gyomornedvvel 1:15-20 arányban megtöltjük. Az így kapott keveréket 12-16 órára 37°C-os termosztátba helyezzük, majd az üledéket mikroszkóppal vizsgáljuk, amelyben az emésztett izomrostok maradványai között szabad Trichinella lárvákat találunk.

A mesterséges gyomornedv megvásárolható gyógyszertárban, vagy laboratóriumban elkészíthető. Ehhez adjunk hozzá 10 ml tömény sósavat 1 liter desztillált vízhez; felhasználás előtt 30 g pepszint adunk 1 liter hígított savhoz.

KVANTITATÍV KUTATÁSI MÓDSZEREK

Kvantitatív kutatási módszereket alkalmaznak az invázió intenzitásának meghatározására, a különböző féreghajtó gyógyszerek hatékonyságának értékelésére, a féregtelenítés minőségének meghatározására, a folyamatban lévő tömeges terápiás és megelőző intézkedések monitorozására stb.

A helmintpeték mennyiségi meghatározását két módszerrel végezzük: a Stoll-módszerrel, valamint Krasilnikov és Volkova (1974) módszerével.

Stoll módszer. A vizsgálat elvégzéséhez mikroszkóppal, 56 és 60 ml-es üveglombikkal, mérőhengerrel, üveggyöngyökkel, a lombik gumidugójával, mérőpipettákkal, tárgylemezekkel és 0,4%-os nátrium-hidroxid oldattal kell rendelkeznie.

A kutatás előrehaladása. Öntsön decinormális nátrium-hidroxid-oldatot (körülbelül 0,4%-os koncentrációjú) egy mérőhengerrel ellátott lombikba az 56 ml-es jelig, és adjon hozzá ürüléket, amíg a folyadék szintje el nem éri a 60 ml-t (azaz 4 ml székletet). A keveréket üveggyöngyökkel 1 percig alaposan összerázzuk, az edényt gumidugóval lezárva (bottal is keverhetjük). Rázás után azonnal 0,075 ml keveréket gyűjtünk beosztásos pipettával (0,005 ml ürüléket tartalmaz), egy tárgylemezre visszük, és mikroszkóp alatt megszámoljuk a készítményben lévő tojások számát. Az 1 g székletben lévő tojások számának meghatározásához a talált számot megszorozzuk 200-zal.

A készítményben lévő peték számának összehasonlítása, amelyet a páciensben találtak a kezelés előtt és után, lehetővé teszi a féregtelenítés hatékonyságának megítélését.

Stoll módszere egyszerű, összehasonlítható eredményeket ad minden helminthiasis esetén, amelyek kórokozói szisztematikusan kiválasztják a petesejteket a beteg beleibe. A módszer hátránya azonban a viszonylag alacsony érzékenység, különösen alacsony intenzitású invázió esetén.

Krasilnikov-Volkova módszer. Ennek a módszernek a vizsgálatakor legalább 1 g ürüléket egy üveglombikban vagy egy nagy kémcsőben keverünk össze 1%-os Lotus oldattal (vagy 1,5%-os Extra oldattal) 1:10 arányban. A szuszpenziót alaposan összerázzuk, amíg homogén szuszpenzió nem keletkezik, majd a szuszpenzióból 0,1 ml-t (ami 0,01 g székletnek felel meg) gyorsan összegyűjtünk beosztásos pipettával, és tárgylemezre visszük. A készítményt fedőüveggel vagy celofán lemezzel (20 x 30 mm) fedjük le, és legalább egy napig 50%-os vizes glicerinoldatban érleljük.

Számolja meg a tojások számát a teljes készítményben. Az 1 g székletben lévő tojások számának kiszámításához a kapott számot meg kell szorozni 100-zal.

Ennek a módszernek számos előnye van a Stoll-módszerrel szemben. Először is, érzékenyebb, és lehetővé teszi a helminták kimutatását alacsony invázió mellett. Másodszor, nagyon kényelmes a tömeges vizsgálatokhoz, mivel a detergens oldatok, amelyek a helminth tojások tartósítószerei, lehetővé teszik a nem egészen friss anyagok vizsgálatát. Ennek azonban előfeltétele, hogy a széklet közvetlenül a mosószeres oldatba kerüljön.

Kvantitatív kutatáshoz a leírt, lebegő tojások elvén alapuló egységes kvalitatív módszerek bármelyike ​​alkalmazható. De ebben az esetben azonos mennyiségű ürüléket, azonos térfogatú flotációs oldatot kell venni az elemzéshez. Az invázió mértékének kiszámítása az 1 g székletben lévő tojások számának ismeretében az alábbi táblázat szerint végezhető el.

Az invázió intenzitása a helmintpeték számától függően

1 g székletben

SZEROLÓGIAI DIAGNÓZIS

Ezeket a vérszérumban lévő specifikus antitestek kimutatásán alapuló módszereket diagnosztikai és szűrési célokra használják.

A szerológiai módszerek a következők:

Gyűrűs precipitációs reakció (RCP) (trichinosis, cysticercosis);

Gyűrűs kicsapódási reakció kémcsövekben hidegben (trichinosis, cysticercosis);

Mikroprecipitációs reakció élő lárvákon (trichinosis, ascariasis);

Az indirekt hemagglutináció (RIHA) reakciója (trichinózis, echinococcosis, alveococcosis, cysticercosis stb.);

Latex agglutinációs reakció (RAL) (echinococcosis, alveococcosis, trichinosis, teniarinhoz stb.);

Komplementrögzítési reakció (RCC) (trichinosis, echinococcosis, cysticercosis);

Az enzimmel jelölt antitestek (REMA) reakciója (echinococcosis, onchocerciasis, schistosomiasis, trichinosis, toxocariasis);

ELISA (trichinózis, opisthorchiasis, toxocariasis, toxoplazmózis stb.).

A szerológiai reakciók felállításához standard antigéneket állítanak elő vagy önállóan (például juhok echinococcus-hólyagjából) állítanak elő, speciális ELISA tesztrendszereket állítanak elő.

Speciális kutatási módszerek enterobiasis, teniarinhoz, teniasis

Kaparás a perianális redőkből. A perianális redőkből való kaparáshoz fa spatulát, celofáncsíkot, cellulózpapírt vagy szalagot, speciális ragasztóréteggel ellátott szempálcákat használhat:

a) 1%-os glicerinoldattal (vagy 0,5%-os szódabikarbóna-oldattal) megnedvesített fa spatulával (a spatula egy lapított gyufa vagy pálcika) a kaparást a perianális redők felületéről a teljes felületen könnyű kaparással végezzük. a végbélnyílás kerülete. A keletkező kaparást a fedőlemez szélével a spatula végéről egy csepp 50%-os glicerinoldatban lévő tárgylemezre visszük át, ugyanazzal a fedőlemezzel lefedjük és mikroszkóppal. A módszer hátránya a tojások kimutatásának hiánya és az irritáló hatás;

b) a Torgushin-módszer szerint 50%-os glicerinoldattal megnedvesített fa vagy más spatula segítségével vattapamaccsal lemosást végeznek, majd egy csepp glicerinben egy üveglemezen kenetet készítenek;

c) a Kevorkova-módszer szerint körülbelül 5 ml forralt vizet öntünk egy centrifugacsőbe, és egy vattacsomóval ellátott spatulát (pálcikát) helyezünk bele. Az anyag felvétele előtt a tampont enyhén a kémcső belső falához szorítjuk, a perianális redőket áttöröljük vele, majd a tamponnal ellátott spatulát a kémcsőbe helyezzük. A kémcsőben lévő tampont alaposan felrázzuk, a mosófolyadékot 3 percig centrifugáljuk, és a keletkezett csapadékot mikroszkóp alatt megvizsgáljuk;

d) kaparás ragasztószalaggal Graham szerint. Egy 8-10 cm hosszú ragasztószalagot (átlátszó polietilén szalag ragasztóréteggel a gyermekek kreativitásához, de jobb, ha LPO-1, LPO-2 műtőfóliát érdemes használni) ragasztóréteggel ragasztanak a perianális hajtásokhoz. a bőrről, a végénél fogva, majd ragadós réteggel lefelé a tárgyüvegre helyezzük (a szalagnak az üveg szélein túlnyúló végeit levágjuk), a szemüvegeket megszámozzuk, és a beteg adatait és a pohár számát fel kell jegyezni a naplóba. A laboratóriumban a szalagot az egyik végén nagy távolságra lehúzzák, alá 1-2 csepp vazelinolajat vagy glicerint csepegtetnek (az optikai hibák kiküszöbölésére) és mikroszkóppal;

e) kaparás üvegszempálcákkal, amelyek felületét speciális ragasztóanyaggal vonják be. A szempálcák egy speciális állványba vannak felszerelve. Az anyagot úgy veszik fel, hogy a spatula lapos részét a perianális nyílás bőrével érintkeztetik. Ezután a botot újra rögzíteni kell egy állványra a szállításhoz. A mikroszkópos vizsgálatot közvetlenül a spatula mindkét oldalán végezzük (lemezek és fedőlemezek nélkül), előzetes kazettás rögzítéssel, kis nagyítással (okulár x 10, objektív x 8). A munka végén a rudakat szappanos oldatban forralással fertőtlenítjük, az állványt és a kazettákat alkohollal kezeljük, szappanos szódaoldattal mossuk. Ragasztó összetétele: cleol - 10 g, ricinusolaj - 2,5 g, etil-éter - 5 g, etil-alkohol 96% - 2,5 g.

A spatulákat ragasztóoldatba mártjuk, majd szobahőmérsékleten levegőn szárítjuk. A felületen kialakult ragasztófólia több napig megmarad.

A módszer kényelmes a gyermekpopuláció enterobiosis és a felnőtt populáció teniidózisos vizsgálatára.

A teniarhynchosis és teniasis kaparási módszere mellett a fent leírt felmérési módszert és a makroszkópos módszert is alkalmazzák (ha szegmenseket észlelnek).

Speciális kutatási módszerek strongyloidiasisra

Az éter-ecetsav módszert a peték kimutatására (lásd fent), a Berman módszert pedig a székletben lévő lárvák kimutatására használják.

Berman módszer. Vizsgálja meg a friss székletet, jobb a hashajtó bevétele után. Egy 5 g-os székletmintát egy háromlábú állványra rögzített üvegtölcsérbe helyezünk fémszitára (a háló belsejében két réteg gézzel van kibélelve). A tölcsér alsó végére egy bilinccsel ellátott gumicsövet helyeznek (Berman-készülék).

Az ürülékkel ellátott hálót felemeljük, és 40-50 °C-ra melegített vizet öntünk a tölcsérbe úgy, hogy a háló alsó része vízbe merüljön, és az ürüléket teljesen befedje a víz. 2-4 óra elteltével a gumicső bilincse gyorsan kinyílik, és a folyadék leszáll a centrifugacsőbe. Centrifugálás (1-2 perc) után a folyadék felső részét gyorsan lecsepegtetjük, és az 1 ml-es csapadékot vékony rétegben üveglemezre és a mikroszkóp kis nagyításával mikroszkóposan felvisszük.

IMP és TM módszer. A diónyi ürülék egy részét vegyszeres főzőpohárba helyezzük, felöntjük meleg 40 °C-os sóoldattal úgy, hogy az ürüléket oldattal borítsuk, és 20 percig állni hagyjuk. 20 perc elteltével a folyadékot Petri-csészébe öntjük, és MBS binokuláris mikroszkóp alatt nézzük.

A strongyloidiasis diagnosztizálására, különösen a kezelés hatékonyságának ellenőrzésére javasolt a Berman-módszert kombinálni a nyombéltartalom vizsgálatával.

A nematodózis speciális kutatási módszerei

Nematosis

Ascariasis

Az anamnézisben felhívják a figyelmet a kertészethez, kertészethez való viszonyulásra. Nyers zöldségek, ezekből a zöldségekből készült saláták fogyasztása.

Az ascariasis korai szakaszának klinikai megnyilvánulásai a szervezetben bekövetkező allergiás változások következményei. Az ascariasis korai vagy vándorló lárva stádiuma gyakran 38 °C-ot meghaladó testhőmérsékletű láz, tüdőkárosodás tünetegyüttesével és súlyos véreozinofília jelenlétében fordul elő. A legtöbb esetben a gyermekeknél a betegség első jelei a rossz közérzet, gyengeség, visszatérő fejfájás, izzadás, esetenként izom- és ízületi fájdalom. Gyakran előfordul bőséges urticaria típusú kiütés, súlyos vagy mérsékelt viszketéssel. A korai fázis diagnózisát röntgenvizsgálatok igazolják illékony eozinofil Leffler-infiltrátumok jelenlétére a tüdőben. A friss köpetkenet gyakran eozinofil sejteket, vörösvértesteket, Charcot-Leiden kristályokat és ascaris lárvákat mutat.

Az ascariasis intestinalis imaginális stádiumában a gyomor-bélrendszeri és aszténiás szindrómák megnyilvánulásainak kombinációja, enterokolitikus fájdalom tünetei. Gyermekeknél gyakran előfordul súlycsökkenés, néha egészen jelentős mértékben. Hányinger, fokozott nyálfolyás, ingerlékenység, késleltetett pszichomotoros fejlődés, csökkent intelligencia.

A bélrendszeri st. laboratóriumi diagnosztikájához

A legegyszerűbbek 4 osztályra oszthatók:

Az encisztálás során a mikroorganizmus lekerekített alakot kap, és védőhéjjal borítja be. Ciszta formájában a protozoonok kevésbé érzékenyek a káros környezeti tényezőkre.

A kutatás a következőket foglalhatja magában:

Jegyzet:A diagnosztikának nagyon sok fajtája létezik, figyelembe vesszük azokat a típusokat, amelyek a leggyakoribbak a klinikai laboratóriumi gyakorlatban.

Magán típusú diagnosztika

Minden konkrét esetben a laboráns feladata egy adott kórokozó felkutatása, néha a fő kórokozóval együtt másokat is találnak.

Ennek a mikroorganizmusnak 6 faja van, amely képes élni az emberi bélben. Csak a vegetatív formában és ciszta formájában előforduló dizentériás amőbának van klinikai jelentősége.

Ezenkívül immunológiai módszereket alkalmaznak:

• indirekt immunfluoreszcencia;
• indirekt agglutináció (PHA);
• radiális immundiffúzió.

Jegyzet: A szerológiai módszerek nem informatívak, és csak kétes esetekben használják a fő módszerek kiegészítéseként.

Ciliáris (csillók) diagnózisa

E nemzetség mikroorganizmusainak patogén formája a balantidia. Ez egy mikroba, amely balantidiasist okoz – a vastagbél fekélyes folyamatával járó betegséget. A kórokozó natív kenetben található vegetatív forma és ciszta formájában. A kenet anyagát (ürülék és nyálka) szigmoidoszkópos vizsgálat során veszik, és speciális táptalajra vetik.

A flagellátok (leishmania, giardia, tripanoszómák, trichomonádok) diagnosztikája

A leishmania, a trypanosoma, a giardia, a trichomonads veszélyes az emberre.

Leishmania- a leishmaniasis-t okozó mikrobákat vérkenetekben, csontvelői anyagokban, bőrinfiltrátumokból származó kaparékban vizsgálják. Egyes esetekben a Leishmania diagnosztizálása során táptalajra vetik.

Trypanoszómák- Alvásbetegség kórokozói (amerikai/afrikai trypanosomiasis vagy Chagas-kór).

Az afrikai változatot a kezdeti időszakban határozzák meg a perifériás vér vizsgálatában. A kóros mikrobák a betegség progressziója során megtalálhatók a nyirokcsomók szúrásának anyagában, előrehaladott stádiumban - a cerebrospinális folyadékban.

A trypanoszómák diagnosztizálásához Chagas-betegség gyanúja esetén a vizsgálati anyagot mikroszkóp alatt, kis nagyítással vizsgálják. Ebben az esetben a keneteket és egy vastag cseppet előre megfestik.

Trichomonas(bél, száj,) az érintett nyálkahártyákról vett anyagok mikroszkópos vizsgálatával mutathatók ki.

A sporozoák azonosítása (malária plazmódium, kokcidózis kórokozója stb.)

A leggyakoribb és az emberre legveszélyesebb faj a maláriás plazmódium, amelynek 4 fő kórokozója van: a háromnapos malária, a négynapos malária, a trópusi malária és az ovális malária kórokozója.

A Plasmodium (sporogony) szexuális fejlődése az Anopheles szúnyogokban megy végbe. Aszexuális (szöveti és eritrocita skizogónia) - a májszövetben és az emberi eritrocitákban. Az életciklus ezen sajátosságait figyelembe kell venni a maláriás plazmódium diagnosztizálása során.

Tehát egy újonnan megbetegedett beteg vérében megtalálhatók a sporogony ciklus csírasejtek. De a maláriás rohamok csúcspontján a skizonták nagy számban jelennek meg a vérben.

Ezenkívül a maláriás láz különböző fázisaiban a plazmódium különféle formái jelennek meg:

• a hideg időszakában a vér megtelik merozoitákkal, egyfajta skizonttal;
• a hőmérséklet magasságában a gyűrű alakú trofozoiták felhalmozódnak az eritrocitákban;
• a hőmérséklet csökkenését az amőboid trophozoiták túlsúlya jellemzi;
• normál állapot időszakában a vér a skizonták felnőtt formáit tartalmazza.

A malária kórokozójának (malária plazmódium) vizsgálatát kenetben és vastag cseppben végezzük.

Jegyzet:a kenetek és vastag vércseppek tanulmányozása során a malária diagnózisa néha téves. A vérlemezkék bizonyos esetekben tévesen malária kórokozóként sorolhatók be. Ezenkívül a leukociták és más sejtek fragmensei néha plazmódiumot szimulálnak.

Alapvető kutatási módszerek egysejtűekre

Tekintsük át röviden a protozoonok jelenlétének legáltalánosabb kutatási módszereit.

A protozoonok diagnosztizálása natív kenettel és Lugol-oldattal festett kenettel (ürülékben)

A gyógyszert ürülék emulziójából állítják elő izotóniás oldatban. Két csepp nátrium-kloridot és Lugol-oldatot csepegtetünk egy tárgylemezre. A vizsgálandó anyagot fapálcikával mindkét készítményhez adjuk, és miután üveggel letakarjuk, a mikroszkóp különböző felbontásán nézzük.

Bizonyos jelek szerint a talált protozoonokat regisztrálják. A pontosság érdekében egy anyagból 2-3 készítményt készítenek. Kétséges esetekben az elemzést 2-3 héten keresztül többször megismételjük.

A módszer képes kimutatni a vegetatív és cisztás formákat:

• lamblia;
• balantidia;
• vérhas amőba.

A patogén formákkal együtt a nem patogén protozoonokat is meghatározzák. Az egészséges hordozóknak luminális és cisztás formájuk is van.

Fontos:a pontatlanságok és hibák elkerülése érdekében ismételten kutatásokat kell végezni.

A protozoonok natív és festett kenet módszerével történő diagnosztizálásának eredményének tartalmaznia kell a kórokozó formájának leírását (áttetsző, ciszta, szövet).

Kutatási követelmények:

• az elemzésre vett anyagot (folyékony széklet) a székletürítés után legkésőbb 30 perccel megvizsgálják;
• a kialakult ürüléket a székletürítést követő 2 órán belül diagnosztizálni kell;
• az anyag nem tartalmazhat szennyeződéseket (fertőtlenítőszerek, víz, vizelet);
• csak fából készült pálcikákat használnak az anyaggal való munkához, az üvegek nem alkalmasak a nyálka elcsúszása miatt;
• A rudakat használat után azonnal el kell égetni.

Konzervációs módszer (ürülék vizsgálata) a protozoonok diagnosztikájában

A vizsgálatot a protozoonok tartósítószerrel történő rögzítésével végezzük. A különbség e módszer és az előző között az, hogy a tartósítószerek lehetővé teszik a gyógyszer hosszú távú tárolását.

Használt tartósítószerek:

• Talicska. Tartósítószer összetevőket tartalmaz: 0,7 ml nátrium-klorid, 5 ml formalin, 12,5 ml 96%-os alkohol, 2 g fenol és 100 ml desztillált víz. Színező összetétel: 0,01% tionin oldat (azúrkék).
• Safarliev megoldása. Összetétel: 1,65 g cink-szulfát, 10 ml formalin, 2,5 g kristályos fenol, 5 ml ecetsav, 0,2 g metilénkék, 100 ml víz. Ezt a tartósítószert olyan esetekben használják, amikor az anyagot több mint egy hónapig kell tárolni.

Az üres palackokat tartósítószerrel töltik meg, az anyagot 3: 1 arányban töltik bele, majd szükség esetén festéket adnak hozzá. Az eredmények értékelése 2-3 gyógyszer vizsgálata során történik.

Formalin-éter dúsítási módszer (a protozoonok székletben való jelenlétének elemzése)

Ez a diagnosztikai módszer lehetővé teszi a protozoon ciszták elkülönítését és koncentrálását. Az elemzéshez a következő összetevőkre van szükség: formalin (10 ml), 0,85 g izotóniás oldat, desztillált víz, kénsav-éter, Lugol-oldat.

A bioanyag és a felsorolt ​​folyadékok keverékét összekeverik és centrifugálják. A cső alján kapott csapadékot Lugol-oldattal megfestjük, és ciszták és vegetatív formák jelenlétére vizsgáljuk.

Leishmania kimutatási módszer (csontvelő kenet)

A leishmaniasis diagnosztizálásához reagenseket használnak: Nikiforov (kénsav-éter és etil-alkohol), foszfátpuffer, azur-eozin keveréke Romanovsky szerint.

A csontvelő-anyagot speciális előkészítés után nagyon óvatosan egy tárgylemezre helyezzük. Merítési rendszerrel ellátott mikroszkópot használnak.

A betegség akut periódusában nagyszámú Leishmania található a pontban.

Jegyzet:néha a vérsejtek hasonlíthatnak a kezelt leishmaniára, ezért nagyon fontos, hogy a laboratóriumi technikus figyelmes legyen és elegendő tapasztalattal rendelkezzen az önálló tanulmányozáshoz.

Módszer a leishmania kimutatására bőrinfiltrátumból származó kenetben

A szükséges reagensek hasonlóak az előző vizsgálathoz.

A vizsgálati anyagot a meglévő tuberkulózis vagy fekélyes tartalomból nyerik. A leishmaniasis gyanújával végzett kaparást nagyon óvatosan, szikével, vér nélkül végezzük. Ezután a készítményt üvegen készítjük el. A kapott eredmények pontossága érdekében több készítményt egyidejűleg vizsgálnak meg.

Betegség jelenlétében a vizsgálati anyagban jelenlévő makrofágok, fibroblasztok és limfoid sejtek közül a Leishmaniát is meghatározzák.

Módszer a patológiás szövetek kaparásával nyert tiszta Leishmania tenyészet izolálására

Ezzel a diagnosztizálási módszerrel a legegyszerűbb szövetkaparékot egy speciális táptalajba helyezik, amelyben a Leishmania aktívan szaporodik.

A kaparás előtt a bőrt óvatosan alkohollal kezeljük, majd a gümőben bemetszést készítünk, melynek aljáról eltávolítjuk a tartalmát, és a tápközeggel együtt kémcsőbe helyezzük. Az anyagot többször veszik, majd különböző kémcsövekbe helyezik. Ezután egy termosztátban 22-24 fokos hőmérsékleten történik a termesztés. Az eredményeket mikroszkóp alatt értékelik. Ezt a módszert akkor alkalmazzák, ha a protozoák diagnosztizálásának más, olcsóbb és gyorsabb módszerei nem hatékonyak.

Megnézheti, hogyan fejti meg a gyakorlatban a protozoon jelenlétére vonatkozó teszteket egy csepp vér, ha megnéz egy videót:

Lotin Alexander, orvosi rovatvezető

A székletet kétféleképpen vizsgálják:

1. Makroszkópos - megtalálni a helmintákat, azok fejét, szegmenseit, strobilimaradványait. Az ürülék kis adagjait lapos fürdőben vagy Petri-csészében vízzel összekeverjük, és jó fényben, sötét háttér előtt, szükség esetén nagyítóval szemléljük. Minden gyanús képződményt csipesszel átviszünk egy másik csésze vízbe vagy egy tárgylemezre egy csepp hígított glicerinben.

A módszerrel fenntartva a vizsgált ürülékrészt üveghengerben vízzel felkeverjük, ülepítés után a felső vízréteget lecsepegtetjük. Ez többször megismétlődik. Amikor a folyadék átlátszóvá válik, lecsepegtetjük, és az üledéket Petri-csészében nézzük.

2. Mikroszkópos - a helminták tojásainak és lárváinak kimutatására. Számos kutatási módszer létezik.

egy). natív kenet - a legelterjedtebb és technikailag elérhető kutatási módszer. Minden féreg tojása és lárvája megtalálható. Kis számú tojás esetén azonban nem mindig találhatók meg. Ezért a dúsítási módszert alkalmazzák.

egy). Fülleborg módszer - ez egy dúsítási módszer, amely a helminthiasis tojások megjelenésén alapul telített NaCl-oldatban (1,2 - sűrűség; 400 g NaCl 1 liter vízben; 40% -os NaCl-oldat). A módszer hatékonyabb, mint a natív kenet. 2-5 g ürüléket üvegedényekbe helyezünk, NaCl-oldattal megtöltjük, megkeverjük, majd 45 perc múlva fémhurokkal eltávolítjuk a képződött filmet, egy csepp glicerint helyezünk egy tárgylemezre. Vizsgálja meg mikroszkóp alatt. A módszer hátránya a különböző helminták tojásainak késleltetett megjelenése, törpe galandféreg - 15-20 perc múlva, orsóféreg - 1,5 óra, ostorféreg - 2-3 óra.

2) Kalantaryan módszer - szintén dúsítási módszer, de telített NaNO 3 oldatot (1,38 sűrűségű) használnak. A tojások nagy része lebeg, az üledék vizsgálata nem szükséges. Hátránya, hogy a tojásokat sokáig oldatban tartják, ami azt eredményezi, hogy egyes tojások megduzzadnak és leülnek az aljára, eltűnnek a felületi filmből.

3. Gorjacsov módszere - petelerakódás elvén alapul, kis trematode peték kimutatása. Oldatként telített NaCl-oldatot használunk, és óvatosan 3-4 ml ürülékoldatot rétegzünk a tetejére. 15-20 óra elteltével a trematode tojások leülepednek az aljára. A folyadékot lecsepegtetjük, az üledéket egy tárgylemezen és mikroszkóp alatt helyezzük el.

4. Shulman csavaró módszer – helminth lárvák kimutatására a székletben. Csak frissen izolált székletet vizsgáljon. 2-3 g-ot egy üvegedénybe teszünk, és felöntjük 5-szörös mennyiségű vízzel, gyorsan felkavarjuk egy pálcikával, anélkül, hogy az edény falát érintené - 20-30 perc, majd gyorsan eltávolítjuk a rudat, és egy csepp végén lévő folyadékot egy tárgylemezre visszük és mikroszkóppal vizsgáljuk.

5. Berman-módszer - a helminth lárvák meleg felé vándorló képességén alapul, és a székletben való azonosításukra szolgál.

6. Harada és Mori módszere (lárvátenyésztési módszer), és ankylostomiasis vizsgálatára javasolt. A módszer azon alapul, hogy melegben és nedves szűrt papíron a kampósféreg tojásaiból filariform lárvák fejlődnek, amelyek könnyen kimutathatók. Egy szűrt papírcsík közepére 15 g ürüléket viszünk fel, az ürülékkel ellátott papírt tégelybe helyezzük úgy, hogy az alsó vége vízbe merüljön, a felső végét pedig parafával rögzítsük. Az edényt termosztátban 28 0 C-on 5-6 napig tartjuk. A filariform lárvák ezalatt fejlődnek ki, és leszállnak a vízbe. A folyadékot nagyítóval vizsgáljuk. Ha nehezen észlelhető, a folyadékot centrifugálják, miután a lárvákat 60 0-ra melegítve elpusztítják. A laboratóriumi technikusnak kesztyűt kell viselnie.

7. Az enterobiasis módszerei – pinworm peték és szarvasmarha-galandféreg azonosítása.

a) kaparás a perianalis redőkből - fából készült pálcikára erősen feltekercselt és 50%-os glicerinoldattal megnedvesített pamut törlővel. A laboratóriumban a tampont 1-2 csepp 50%-os vizes glicerinoldattal lemossák.

b) ragacsos atka módszer (Graham módszer)

A ragasztószalagot a perianális redőkre kell felhelyezni, majd ragadós réteggel a tárgylemezre és mikroszkóppal.

C) kaparás szempálcikákkal (Rabinovich módszere). A perianális kaparáshoz üveg szempálcákat használnak, amelyek legszélesebb részét speciális ragasztóval borítják, amely lehetővé teszi a gombatojások megtartását.

Vér, epe, köpet és izmok vizsgálata

Vérmikroszkópos vizsgálat - filariae lárvákat észlelnek.

Köpetvizsgálat - paraganim peték, orsóféreg lárvák, necator, strongyloid, echinococcus hólyag elemei.

Az izmok vizsgálata - trichinellózis gyanúja esetén megvizsgálják a beteg vagy a holttest izmait, valamint azt a húst, amely feltételezhetően okozta a fertőzést. A trichinoszkópia céljából az izmot apró darabokra vágják és kompresszorokba helyezik, ez két széles, vastag üveg, amely összezúzja az izmokat, és kapszulák formájában találják meg a Trichinella lárvákat - a kompressziós módszert.

Emésztési módszer - az izmokat mesterséges gyomornedvvel (sósavoldat és pepszin) öntik. Az izmok emészthetők, és a lárvák könnyen azonosíthatók. Az invázió intenzitásának meghatározása: a lárvák száma 200-ig 1 g izomszövetben - az invázió mérsékelt intenzitása; 500-ig - intenzív; 500 felett - szuperintenzív invázió.

Szerológiai módszerek

fejezet III. A helminthiasis diagnózisa és a helmintológiai kutatás módszerei

Minden orvosi segítséget kérő beteget meg kell vizsgálni helminthiasisra, különösen azokat, akik gyomor-bélrendszeri, idegrendszeri jelenségekkel, vérszegénységgel fordulnak gyermekorvoshoz, belgyógyászhoz, neuropatológushoz. Ha az orvos nem mindig alkalmazhat laboratóriumi kutatási módszereket, akkor minden járóbeteg-szakintézetben vagy kórházban segítséget nyújtó egészségügyi dolgozó köteles megkérdezni a beteget a bélféreg felszabadulásáról.

Ha a vonatkozó fejezetekben vannak klinikai javallatok, a diagnózist a helmintiázisok vizsgálatának laboratóriumi módszereivel kell tisztázni.

Az intesztinális helmintiázisok túlsúlya kapcsán a széklet vizsgálatának van a legnagyobb gyakorlati jelentősége.

Módszerek a széklet vizsgálatára helmintiázisok esetén

Az ürüléket tiszta üvegedényben szállítják a laboratóriumba (kb. negyed csésze különböző helyekről vett ürülék egy adagban); rutinvizsgálat során engedélyezett az ürülék gyufásdobozokban vagy népszerű nyomatokban történő beszállítása a laboratóriumba.

A féregtelenítés leküzdésére a féregellenes és hashajtó bevétele után összegyűjtött ürülék teljes részét (nagy, zárt üvegedényekben, vödrökben) szállítják (az orvos előírása szerint).

A széklet mikroszkópos vizsgálata a fő a bélférgek diagnosztizálásában; mindig meg kell előznie a széklet általános makroszkópos vizsgálatát, hogy kimutathatóak legyenek a nagyméretű cestodák, gombócok, orsóférgek stb. szegmensei.

A széklet legyen friss vagy konzerv (5%-os formalinoldatban), mivel a szárítás drámaian megváltoztatja a tojás szerkezetét. Ezen túlmenően, amikor a széklet áll, egyes férgek (például kampósférgek) petéi gyorsan fejlődnek, ami megnehezíti a diagnózist.

A Szovjetunió Egészségügyi Minisztériumának utasításai szerint az ürüléket egyszerre kell megvizsgálni Fülleborn módszerrel és natív kenettel.

natív kenet

Natív kenet: a kiszállított adag különböző helyeiről gyufával, üveggel vagy fapálcikával kivett kis darab (borsó nagyságú) ürüléket üveglemezen óvatosan eldörzsölünk egy csepp 50%-os glicerines oldatban, ill. sóoldatban vagy vízben. Fedjük le fedőlemezzel, ez utóbbit kissé megnyomjuk (bonctűvel). A kenetnek vékonynak, átlátszónak és egyenletesnek kell lennie. Csak más, a gyógyszer dúsítását biztosító módszerek kiegészítéseként alkalmazzák. Legalább két készítményt meg kell nézni.

A féreg lárváinak (valamint petéinek) kimutatására natív kenetet készítenek a következőképpen (Shulman szerint): 2-3 g ürüléket alaposan összekeverünk üvegrúddal ötször emulzióvá „csavarva”. a tiszta víz vagy sóoldat mennyisége. A keverés során a lárvák az üvegrúdnál gyűlnek össze, ezért a keverés befejezése után azonnal egy csepp emulziót üvegrúddal gyorsan egy tárgylemezre viszünk, fedőlemezzel letakarjuk és megvizsgáljuk. S. D. Lyubchenko (1936) bebizonyította, hogy a csavaró módszer hatékonyabb, mint a kenet, különösen az ascaris tojások esetében. S. D. Ljubcsenko munkája alapján célszerűnek tartjuk a kenetmódszert a csavaros módszerrel helyettesíteni.

Fülleborn módszer

Fülleborn módszer: 5-10 g különböző helyekről vett ürüléket egy 50-100 ml-es edénybe helyezünk, és üveg- vagy farúddal alaposan eldörzsöljük telített nátrium-klorid-oldatban (ebből 400 g sót feloldunk). 1 liter vízben, forrásig melegítjük és vattarétegen vagy gézen átszűrjük; az oldatot hidegen használjuk: fajsúly ​​1,2). Az oldatot fokozatosan öntjük be, amíg egyenletes szuszpenziót nem kapunk, és az öntött oldat teljes mennyiségének körülbelül 20-szorosának kell lennie a széklet mennyiségének. Fülleborn a teáspoharak használatát javasolta a széklet keverésére, de célszerűbb a szuszpenziót 50-100 ml-es kenőcsös tégelyekben elkészíteni, elemzésenként két tégely felhasználásával (vagy 100 ml-es csészékben).

Közvetlenül a szuszpenzió elkészítése után spatulával, fémkanállal vagy tiszta papírdarabbal eltávolítjuk a felületről a felszínre úszott nagy részecskéket (növényi képződmények, emésztetlen élelmiszer-maradványok stb.), majd a keveréket 1-1,5 órán át állni hagyjuk. Ezen idő elteltével a teljes filmet eltávolítják a keverék felületéről egy legfeljebb 1 cm átmérőjű, derékszögben hajlított huzal vagy platina hurok (lapos) megérintésével; A filmet tárgylemezen lerázzuk és fedőlemezzel letakarjuk. Mindegyik fedőlemez (18x18 mm) alá tegyen 3-4 cseppet. Összesen legalább 4 készítményt kell elkészíteni (minden készítményhez egy fedőlemez). A hurkot tűzön kalcináljuk, és minden elemzés után vízzel mossuk.

A Fülleborn-módszer szerint minden fonálféreg peték (kivéve a megtermékenyített orsóféreg-petéket) és a törpegalandféreg-peték gyorsan és könnyen kimutathatóak.

A Berman-módszert bélféreg lárvák (strongyloidiasis) széklet vizsgálatára használják. Ez a módszer a következő: 5 g ürüléket fémrácson (tejszűrő alkalmas erre a célra) helyezünk egy állványra erősített üvegtölcsérre. A tölcsér alsó végére egy bilinccsel ellátott gumicsövet helyeznek.

A széklettel ellátott hálót felemeljük, és körülbelül 50 ° -ra melegített vizet öntünk a tölcsérbe úgy, hogy a háló alsó része a széklettel vízbe merüljön. A lárvák aktívan beköltöznek a vízbe, és felhalmozódnak a gumicső alsó részében. 2-4 óra elteltével a bilincset kinyitják, és a folyadékot egy vagy két centrifugacsőbe engedik le.

1-2 perces centrifugálás után a folyadék felső részét gyorsan lecsepegtetjük, majd a csapadékot tárgylemezekre cseppentve fedőlemezek alatt megvizsgáljuk, vagy 2-3 nagy tárgylemezre vékony rétegben elosztva, majd fedőlemez nélkül vizsgáljuk.

A Berman-módszert arra is használják, hogy a talajt horgosféreg-lárvák jelenlétére vizsgálják.

Stoll módszer

A Stoll-módszert az invázió intenzitásának meghatározására használják. Speciális üveglombikba 56 cm 3 -ig decinormális nátrium-hidroxid oldatot öntünk, majd ürüléket adunk hozzá, amíg a folyadék szintje el nem éri a 60 cm 3 -t, azaz a 4 cm 3 -t. Üveggyöngyökkel való felrázást követően a keverékből 0,075 ml-t veszünk vizsgálatra, és egy vagy két közönséges fedőlemez alatt megvizsgáljuk. A kapott mennyiséget megszorozzuk 200-zal, hogy megkapjuk az 1 cm 3 székletben lévő tojások számát.

A nyombél tartalmának vizsgálata

A szokásos módon szondázással nyert nyombélnedvet és cisztás epét (és cisztás epét és az epehólyagból származó reflexet követően) alaposan összekeverjük azonos térfogatú etil-éterrel; a keveréket centrifugáljuk, majd a csapadékot mikroszkóp alatt megvizsgáljuk. Az üledéken kívül mikroszkópos vizsgálatnak kell alávetni a folyadékban úszó pelyheket, amelyek féregpetéket tartalmazhatnak. A gyomornedv és a hányás helminták tojásainak vizsgálatakor ugyanazt a technikát használhatja.

A nyombélnedv és a gyomortartalom vizsgálatát a máj, az epehólyag (opisthorchiasis, fascioliasis, dicroceliasis) és a duodenum (strongyloidiasis) helmintikus betegségeinek gyanúja esetén kell elvégezni.

Köpet vizsgálata

A köpetet egy üveglapon dörzsöljük, szorosan lefedjük egy másik üveglappal, és szabad szemmel vizsgáljuk világos és fekete alapon, valamint nagyító alatt áteresztő fényben. A köpet különálló darabjait ("rozsdás" felhalmozódások, szövetmaradványok stb.) vékony rétegben egy tárgylemezre helyezzük, fedőlemezzel szorosan lefedjük, és kis és nagy nagyítású mikroszkóppal megvizsgáljuk.

a) A bőr, a bőr alatti szövet vagy az izmok cysticercosisának diagnosztizálásához a megfelelő szövet aszeptikusan levágott darabját először szabad szemmel vizsgáljuk meg. A szövetmetszeteket boncolt tűk segítségével távolítják el egymástól, hogy szabad szemmel is látható hólyagot - cysticercust - észleljenek (A fotó); hossza 6-20 mm, szélessége 5-10 mm. Ha cysticercusra gyanús buborékot találnak, azt két tárgylemez között összetörik, és mikroszkóp alatt megvizsgálják. A cysticercust (Cistycercus cellulosae) egy scolex jelenléte határozza meg, négy tapadókoronggal és egy horoggal (B fotó).

Fénykép. A - kifelé forduló scolexes cysticerci; B - Sertés galandféreg feje.

b) A trichinosis diagnosztizálásához egy aszeptikusan levágott izomdarabot (bicepsz vagy gastrocnemius) 50%-os glicerines oldatban boncolótűk segítségével a legvékonyabb rostokra tördelnek. Az összezúzott izmokat két üveglemez közé szorítják, és a mikroszkóp kis nagyításával sötét látómezőben vizsgálják. Az izmok trichinózis-vizsgálatát legkorábban a betegség 8. napján javasolt elvégezni. A trichinella lárvák az izmokban összetekeredett helyzetben vannak: citrom alakú kapszulákba vannak zárva.

Fénykép. A - Trichinella lárvák az izmokban; B - Meszesedett trichinella kapszulák.

Fluoroszkópia

Leggyakrabban a fluoroszkópiát használják az echinococcosis és ritkábban a cysticercosis diagnosztizálására. Fluoroszkópiás vizsgálat során cysticerciket csak meszesedés után találunk (hosszan tartó betegség esetén). Az utóbbi években fluoroszkópiát is alkalmaztak az ascariasis diagnosztizálására mind a korai lárvaállapotban, mind részben a bélstádiumban.

Az ascaris lárvák (és a kampósféreg) tüdőben való vándorlásának időszakában instabil, esetenként többszörös gyulladásos gócok észlelhetők; ugyanakkor a vérben jelentős eosinophilia jelenik meg.

Az ivarérett orsóférgek jól láthatóak az érintett egyedek beleinek fluoroszkópiáján. Ezt a módszert bonyolultsága és körülményessége ellenére kiegészítő módszerként kell alkalmazni az ascariasis diagnosztizálására negatív scatologiai elemzés esetén. E. S. Geselevich szerint a fluoroszkópiával azonosított 180 ascariasisban szenvedő beteg közül 54 ascaris tojást nem találtak a székletben (lásd).

7.7. Módszerek a helminták tojásainak és lárváinak életképességének meghatározására

A helmintpeték életképességét a megjelenésük, a létfontosságú színezékekkel való festés, az optimális körülmények közötti tenyésztés és a biológiai minta felállítása határozza meg.

7.7.1. A helminták tojásai vagy lárvái életképességének meghatározása megjelenés alapján

A helminth tojásokat először kis, majd nagy nagyítással mikroszkóppal vizsgálják. A helminták deformált és elhalt tojásaiban a héj elszakad vagy befelé hajlik, a plazma zavaros, meglazult. A szegmentált tojásokban a hasítási golyók (blastomerek) egyenlőtlen méretűek, szabálytalan alakúak, és gyakran egy pólusra tolódnak el. Néha vannak rendellenes peték, amelyek külső deformációkkal normálisan fejlődnek. A hengeres férgek élő lárváiban a finom szemcsésség csak a test középső részén van jelen, elpusztulva szétterjed az egész testben, nagy fényes hialin vakuolák jelennek meg, az úgynevezett "gyöngysorok".

Az aszkaridok, ostorférgek, tűférgek érett tojásainak életképességének meghatározásához a lárvák aktív mozgását a készítmény enyhe melegítésével kell előidézni (37 ° C-ot meg nem haladó hőmérsékletre). Kényelmesebb megfigyelni az ascaris és ostorféreg lárvák életképességét a tojáshéjból való izolálásuk után, ha a készítmény fedőüvegét boncolótűvel vagy csipesszel rányomjuk.

Az ascaridák invazív lárváinál gyakran látható a fej végén lehámlott kalap, az ostorférgek lárváinál pedig, amelyek a tojásban fejezték be a kifejlődést, ezen a helyen nagy nagyítással egy szálka található. A helminták elhalt lárvái, függetlenül attól, hogy hol vannak (a tojásban vagy azon kívül), észreveszik a test bomlását. Ebben az esetben a lárva belső szerkezete csomós vagy szemcsés lesz, a test pedig zavarossá, átlátszatlanná válik. Vacuolák találhatók a testben, és törések találhatók a kutikulán.

A teniid onkoszférák (szarvasmarha, sertés galandféreg stb.) életképességét az embriók mozgása határozza meg, amikor emésztőenzimeknek vannak kitéve. A tojásokat óraüvegre helyezzük kutya gyomornedvével vagy mesterséges nyombéllével. Az utóbbi összetétele: pankreatin - 0,5 g, nátrium-hidrogén-karbonát - 0,09 g, desztillált víz - 5 ml. A tojásos órapoharakat 36-38 °C-os termosztátba helyezzük 4 órára. Ebben az esetben az élő embriók kiszabadulnak a membránokból. Az élő onkoszférák héja a savanyított pepszinben és a tripszin lúgos oldatában is feloldódik 6-8 óra termosztátban 38 °C-on.

Ha a teniid tojásokat 1%-os nátrium-szulfid-oldatba vagy 20%-os nátrium-hipoklorit-oldatba, vagy 1%-os klórvíz-oldatba helyezik 36-38 °C-on, az érett és élő embriók kiszabadulnak a héjból, és nem változás 1 nap alatt. Az éretlen és elhalt onkoszférák összezsugorodnak vagy megduzzadnak és drámaian megnagyobbodnak, majd 10 perc és 2 óra alatt „feloldódnak”. A teniidek élő embriói 1% -os nátrium-klorid-oldat, 0,5% -os nátrium-hidrogén-karbonát-oldat és epe keverékében is aktívan mozognak 36-38 ° C-on.

A növényekről és a víztestek egyéb tárgyairól gyűjtött fasciolia adolescariae életképességét sóoldatban lévő üveglemezen, fűtőfokozatú mikroszkóp alatt vizsgáljuk. Melegítéskor a cisztában lévő trematoda lárvái mozogni kezdenek.

A törpe galandféreg petéi életképességének meghatározására az Ionina N.S. módszere a legegyszerűbb: élő petékben az embrionális horgok medián párja vagy párhuzamos az oldalsó horogokkal, vagy az utóbbiak tövénél kisebb szöget zárnak be. mint 45° a mediánnal. Az elpusztult tojásokban az oldalsó párok az alapnál szöget zárnak be, amelynek középpárja nagyobb, mint 45 °, vagy a horgok véletlenszerűen vannak szétszórva (páros elrendezésük elveszett); néha előfordul az embrió ráncosodása, szemcsézettség kialakulása. Egy pontosabb módszer az onkoszféra mozgásának megjelenésén alapul éles hőmérsékletváltozás során: 5-10 ° C-ról 38-40 ° C-ra.

Az éretlen fonálféreg tojások életképességének meghatározását nedves kamrában (Petri-csészékben) kell vizsgálni, az ascaris tojásokat izotóniás nátrium-klorid-oldattal készített 3%-os formalinoldatba helyezve 24-30 °C hőmérsékleten, az ostorféreg tojásait 3 °C hőmérsékleten. %-os sósavoldat 30-35 °C hőmérsékleten; féregtojás izotóniás nátrium-klorid oldatban 37 °C-on. A Petri-csészéket hetente 1-2 alkalommal kell kinyitni a jobb levegőztetés érdekében, és ismét nedvesítse meg a szűrőpapírt tiszta vízzel.

A helminth tojások fejlődésének megfigyelése hetente legalább kétszer történik. A fejlődés jeleinek 2-3 hónapon belüli hiánya életképtelenségre utal. A helmintpeték kialakulásának jelei először a zúzás szakaszai, a tojás tartalmának különálló blasztomerekre való felosztása. Az első napokban legfeljebb 16 blastomer fejlődik ki, amelyek átmennek a második szakaszba - morula stb.

A kampósféreg tojásait dugóval lezárt (50 cm magas és 7 cm átmérőjű) üveghengerben tenyésztik. Vízzel félig folyékony állagúra hígított, steril homok, faszén és ürülék egyenlő térfogatú kampósféreg-tojás keverékét üvegcső segítségével óvatosan a henger aljára öntjük. 1-2 napos sötétben, 25-30 °C hőmérsékleten való megtelepedés alatt a rhabditoid lárvák kikelnek a tojásokból, majd 5-7 nap múlva már filarissá válnak: a lárvák felkúsznak a henger falán, ahol még szabad szemmel is láthatóak.

A természetben vízben fejlődő trematode tojásokat, például opisthorchisokat, diphyllobothriideket, fasciolákat és másokat óraüvegre, Petri-csészére vagy más edénybe helyezzük, és egy kis réteg közönséges vizet öntünk rá. A fasciola tojások termesztésénél figyelembe kell venni, hogy sötétben gyorsabban fejlődnek, míg az élő tojásban 22-24 °C hőmérsékleten a miracidium 9-12 nap múlva képződik. A fejlődő trematode peték mikroszkópos vizsgálatakor a miracidium mozgása jól látható. A Fasciola miracidium a tojáshéjból csak a fény hatására emelkedik ki.

Fulleborn módszer. A kampósférgeket és a strongylid lárvákat agar agáron tenyésztik egy Petri-csészében állati szénnel. Miután 5-6 órán át termosztátban 25-30 °C-on tartottuk, a lárvák szétterjednek az agaron, és baktériumok útját hagyják maguk után.

Harada és Mori módszere. 7 ml desztillált vizet adunk az állványba helyezett kémcsövekbe. Vegyünk 0,5 g ürüléket egy fapálcával, és készítsünk kenetet szűrőpapírra (15 x 150 mm) a bal széltől 5 cm-re (ezt a műveletet egy papírlapon végezzük, hogy megvédjük a laboratóriumi asztal felületét). Ezután a kenetet tartalmazó csíkot behelyezzük a tubusba úgy, hogy a kenettől mentes bal vége elérje a tubus alját. Fedje le a felső végét egy darab celofánnal, és szorosan tekerje be egy rugalmas szalaggal. A kémcsőre írd fel a számot, az alany nevét. Ebben az állapotban a kémcsöveket 8-10 napig tárolják 28 °C hőmérsékleten. A lárvák tanulmányozásához távolítsa el és távolítsa el a celofán fedelet, és csipesszel távolítson el egy szűrőpapírcsíkot. Ilyenkor vigyázni kell, mert kis számú fertőző lárva a szűrőpapír felső végére vagy a kémcső falára költözhet, és behatolhat a celofán felszíne alá.

A csöveket 15 percre 50°C-os forró vízfürdőbe helyezzük, majd a tartalmát összerázzuk, és gyorsan egy 15 ml-es lárvaülepítő csőbe öntjük. Centrifugálás után a felülúszót eltávolítjuk, és a csapadékot tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük, és kis nagyítással mikroszkóppal vizsgáljuk.

A filariform lárvák differenciáldiagnózisához a 3. táblázat adatait szükséges felhasználni.

3. táblázat

AZ A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, triCHOSTRONGYLUS SP.

Lárvák	Méretek	Jellemző tulajdonságok
A. duodenale	A test hossza körülbelül 660 mikron, a kupak - 720 nm	A sapka csíkozása kevésbé kifejezett, a szájkiemelkedés kevésbé észrevehető, a test elülső vége (de nem a sapka) tompa, a bélcső átmérője kisebb, mint a nyelőcső bulbóé, a farok vége tompa
N. americanus	A test hossza körülbelül 590 μm, a sapka - 660 nm	A hüvely észrevehetően csíkozott, különösen a test farkában, a száj kiemelkedése sötétnek tűnik, a test elülső vége (de nem a hüvely) lekerekített, mint a csirke tojás keskeny vége, a bél elülső része A cső olyan átmérőjű, mint a nyelőcső burája, a farokvége élesen hegyes
S. stercoralis	A test hossza körülbelül 500 µm	Lárva hüvely nélkül, a nyelőcső a test hosszának körülbelül a fele, a farok tompa vagy elágazó
Trichostrongylus sp.	A test hossza körülbelül 750 mikron	A bél lumenje nem egyenes, hanem cikkcakk, farokvége lekerekített, gomb alakú

7.7.2. A helminták tojásainak és lárváinak festési módszerei

Az elhalt szövetek a legtöbb esetben gyorsabban érzékelik a színeket, mint az élők. Ezeket a jellemzőket a helmintológiában használják a helminthák peték és lárvái életképességének meghatározására. Bizonyos esetekben azonban egyes festékeket az élő szövetek jobban érzékelnek, mint az elhaltak.

Az élő és elpusztult tojások és lárvák differenciált meghatározásához a következő festékeket és módszereket alkalmazzuk.

A metilénkék leukobázist gyakran használják élő és elhalt szövetek megfestésére. Egy élő sejt vagy szövet a metilénkéket színtelen leukobázissá redukálja; az elhalt szövetek nem rendelkeznek ezzel a képességgel, ezért színt kapnak.

A tojás állapotának kritériuma az embrió festése, de nem a héj. Ez a képesség összefügg a tojáspusztulás körülményeivel. Azokban az esetekben, amikor az elhalt tojás rostos héja nem veszíti el félig áteresztő tulajdonságait, nem engedi át a festékeket, ezért az elhalt embrió nem festődik. A színes embrió mindig a tojás halálát jelzi.

Az Ascaris tojás színezéséhez metilénkéket használhat tejsav maró lúggal készült oldatában (0,05 g metilénkék, 0,5 g nátronlúg, 15 ml tejsav). Az élő tojások nem érzékelik a színt; az elhalt tojások embriói elkékülnek. Az Ascaris lárvákat 1:10 000 koncentrációjú briliáns-krezilkék festék bázikus oldatával festjük meg a következőképpen: egy csepp ascaris tojást tartalmazó folyadékot és egy csepp alapfestékoldatot viszünk egy tárgylemezre. A készítményt fedőlemezzel fedjük le, amelyet bonctűvel enyhe kopogtatással szorosan az üveglemezre nyomunk. Mikroszkóp alatt megfigyelhető a kikelt lárvák száma és festődésük mértéke; ami után ugyanazt a gyógyszert 2-3 óra múlva újra felülvizsgálják. Csak azok a deformálatlan lárvák tekinthetők élőnek, amelyek 2 órán át nem festődnek. Az elpusztult lárvák vagy nem jönnek ki a tojásból, vagy elszíneződnek, amikor a héj eltörik (részben vagy teljesen).

A madarak ascaridia tojásainak életképességének meghatározásakor a készítményeket 5% -os alkoholos jódoldattal lehet megfesteni. Amikor a gyógyszerre alkalmazzák, az elhalt ascarid tojás embriói 1-3 másodpercig. narancssárgára vannak festve.

Az opisthorchis és a szarvasmarha galandféreg onkoszféráit toluidin-kék oldattal (1:1000), a szarvasmarha-galandféreg elhalt onkoszféráit briliáns-krezilkék oldattal (1:10000) festjük meg. Ugyanakkor mind az elhalt, mind az élő tojások embriói és héjai színt kapnak. Ezért a festés után a tojásokat és az onkoszférákat tiszta vízben mossuk, és még szafraninnal festjük (1:10 000 alkoholos hígításban, 10°C-on). Az alkohol eltávolítja a festéket a héjból, a szafranin pedig vörösre fest. Ennek eredményeként az élő tojások kipirosodnak; tojás elhalt embrióval - kék, és a héj piros marad. A szarvasmarha galandféreg onkoszférájának elhalt embriói gyorsan, néhány percen belül élénkvörösre vagy rózsaszínre festődnek szafraninnal vagy kékre briliáns-krezilkékkel 1:4000 hígításnál, vagy indigókárminnal 1:1000-1 hígításban. :2000. Az élő embriók ezeknek a színeknek a hatására még 2-7 óra elteltével sem változnak.

A törpe galandféreg tojások életképességének meghatározásához a következő festékek használata javasolt:

1. Ragyogó kreazilkék (1:8000) - 1 óra elteltével az elhullott tojások onkoszférája különösen élénken festődik, ami élesen kiemelkedik a többi tojás halvány vagy színtelen hátteréből.

2. Szafranin (1:8000 2 órán át és 1:5000 3-5 órán keresztül).

3. Pirogallinsav 50%-os oldata 1:2 hígításban - 1 órán át 29-30 °C hőmérsékleten (minél alacsonyabb a hőmérséklet, annál hosszabb a festési folyamat).

7.7.3. Lumineszcens módszer a helminták tojásainak és lárváinak vizsgálatára

A fluoreszcens mikroszkóppal lehetővé válik az élő és elhalt tárgyak megkülönböztetése a tojás károsodása nélkül. A fluoreszcenciához nem ultraibolya sugarakat használnak, hanem a látható fény kék-ibolya részét, hagyományos mikroszkóppal és tárgylemezekkel; az OI-18 megvilágítóhoz egy speciális színszűrő készlet került.

Az orsóférgek, gombaférgek, törpe galandférgek, szarvasmarha-galandférgek, galandférgek és más férgek élő és elhalt petékje eltérően lumineszkál. Ez a jelenség megfigyelhető mind a primer lumineszcencia során, színezékek használata nélkül, mind a fluorokrómokkal (akridinnarancs, korifoszfin, primulin, aurolin, berlerin-szulfát, tripaflavin, rivanol, kinakrin stb.) történő festéskor.

A festetlen, élő, nem tagolt orsóféreg tojásai élénkzölden, sárgás árnyalattal világítanak; az elhalt tojásokban a héj sokkal világosabb zöld fényt bocsát ki, mint a sötétzöld embrionális rész; a lárvával rendelkező orsóféreg tojásokban csak a héj jelenik meg, míg az elhullottban a héj és a lárva is élénksárga.

A gombaférgek és törpe galandférgek nem pigmentált és nem tagolt élő tojásai zöldessárga fényt bocsátanak ki, az elhalt tojásokban a héj intenzíven lumineszkál a sötétzöld embrionális tömeg hátterében.

Másodlagos lumineszcenciával (amikor akridinnarancsot 1:10000 és 1:50000 hígítással festenek 30 perctől 2 óráig), az élő és elhalt fonálférgek, trematodák és cestódák héja eltérően lumineszkál.

Aszkarida, toxocar, pinworm, törpe galandféreg, patkány galandféreg, bika galandféreg, galandféreg élő és elhalt tojásának héja narancsvörös színűvé válik. Az ascaris, toxascaris, patkány galandféreg, széles galandféreg és a szarvasmarha galandféreg onkoszférájának élő tojásainak embriói tompa sötétzöld vagy szürkés-zöld színben lumineszkálnak. Ezen helminták tojásainak elhalt embriói "égő" narancsvörös színt bocsátanak ki. Az élő pinworm lárvák és toxocarok (tojáshéjak) tompa szürkés-zöld fényt bocsátanak ki, elpusztulva a szín a fej végétől "égő" világoszöldre, majd sárgára, narancssárgára, végül élénk narancssárgára változik.

Fluorokrómokkal megfestve a coryphosphyllum, a primulin, az aszkáridák és az ostorférgek elhalt petékje lilásárgától rézvörösig világít. Az életképes tojások nem lumineszkálnak, hanem sötétzöld színűvé válnak.

A trematodák (Paragonimus és Clonorchis) élő tojásai akridinnarancssárgával való megfestés után nem lumineszkálnak, és sárgászöld színt kapnak az elpusztult tojások.

A lumineszcencia módszerrel a helminth lárvák életképességét is meghatározhatjuk. Tehát fluorokrómozott akridinnarancs (1:2000) erősilát lárvái oldatával, Rhabdita ragyog: élő - zöld (árnyalattal), halott - élénk narancssárga fény.

A héjból kibújt élő miracídiumok halvány kékes fényt bocsátanak ki, alig észrevehető világossárga csillókorollal, de 10-15 perccel a halál után élénk "égő" világoszöld, majd narancsvörös fényként jelennek meg.

7.7.4. biológiai vizsgálati módszer

Például az ascaris peték (ascaris sertés, ember, toxocara, toxascaris stb.) állatonkénti (tengerimalac, egér) életképességének meghatározásához legalább 100-300 tojásra van szükség fejlett lárvával. Az Ascaris tojást izotóniás nátrium-klorid oldatban pipettázzuk egy egér vagy tengerimalac száján. 6-7 nap elteltével az állatot levágják, felnyitják, máját és tüdejét külön-külön megvizsgálják az ascaris lárvák jelenlétére. Ehhez a májat és a tüdőt ollóval apró darabokra vágják, és Berman vagy Supryaga módszerrel (6.1.2. szakasz) megvizsgálják.

Ha az állatokat élő invazív peték fertőzték meg, akkor a májban és a tüdőben végzett boncoláskor vándorló ascaris lárvákat találnak.

Fertőzés esetén a laboratóriumi állatok székletében lévő fasciola peték nyulaknál 2 hónap, tengerimalacoknál - 50 nap, egereknél - 35-40 nap múlva mutathatók ki.

A gyorsabb válasz érdekében a laboratóriumi állatokat 20-30 nap múlva kinyitják, és megvizsgálják a májat fiatal fasciolák jelenlétére.

A törpe galandféreg peték életképességének meghatározásához javasolt még korábban nem fertőzött fehér egerek etetése, majd 92–96 óra elteltével az állatok boncolása, valamint a bélbolyhokban vagy a bél lumenében lévő ciszticerkoidok kimutatása.

Az opisthorchis tojások életképességének meghatározására olyan módszer javasolt (German S.M., Beer S.A., 1984), amely a miracidium keltetőmirigy fizikai-kémiai aktiválásán és a lárva motoros aktivitásának stimulálásán alapul, ami a pete kinyílásához vezet. fedél és a miracidium aktív felszabadulása kísérleti körülmények között.

Az opisthorchis tojások vízben készült szuszpenzióját előhűtjük 10–12 ° C-ra (az összes további műveletet 19–20 ° C-os szobahőmérsékleten végezzük). 1 csepp 100-150 tojást tartalmazó szuszpenziót adunk egy centrifugacsőbe. A kémcsövet 5-10 percre állványra helyezzük. Ezalatt az összes tojásnak van ideje lesüllyedni az aljára. Ezután egy szűrőpapírcsíkkal óvatosan leszívjuk a felesleges vizet, és 2 csepp speciális táptalajt csepegtetünk a kémcsőbe. A tápközeget 0,005 M Tris-HCl pufferben készítjük; 12-13%-os etanolos oldatot és festéket (bíborvörös, szafranin, eozin, metilénkék stb.) adunk a pufferhez. A kémcsövet felrázzuk, tartalmát pipettával egy tárgylemezre visszük, és enyhén rázva 10 percig állni hagyjuk. Ezután adjunk hozzá 2 cseppet a jelzett táptalajból. A készítmény készen áll a hagyományos fénymikroszkóp alatti, 20-szoros nagyítású mikroszkópos vizsgálatra.

Ezalatt az életképes lárvák fedele kinyílik, és a miracidium aktívan belép a jelzett táptalajba. A benne lévő etanol miatt 2-5 perc múlva immobilizálódnak, majd festékkel megfestik. Mikroszkóppal könnyen kimutathatók és megszámlálhatók.