A diftéria (Corynebacterium diphtheriae) kórokozója. Corynebacterium diphtheriae (corynebacterium diphtheria)
A diftéria kórokozója a Corynebacterium nemzetségbe tartozik (a latin coryna - buzogány, diphthera - film szóból). A baktériumok végein klub alakú megvastagodások vannak. Ebbe a nemzetségbe tartoznak az emberre patogén diftériabacilusok és nem patogén fajok – a nyálkahártyákon és a bőrön található hamis diftériabacillusok és diftéria bacilusok.
A diftéria kórokozóit - Corynebacterium diphtheriae - T. Klebs (1883) fedezte fel és F. Leffler (1884) izolálta tiszta formában.
Morfológia. A diftéria kórokozói enyhén ívelt, vékony pálcikák, 3-6 × 0,3-0,5 mikron nagyságúak, a végén megvastagodásokkal. Ezek a sűrítések volutin szemcséket (Babesh-Ernst szemcséket) tartalmaznak. A diftéria baktériumok mozdulatlanok, nem rendelkeznek spórákkal és kapszulákkal. Gram-pozitív. Bázikus anilinfestékekkel jól festenek, míg a volutin szemcsék intenzívebben festenek. A színezéshez általában lúgos metilénkéket vagy kristályibolát használnak. A diftéria corynebacteriumok sajátossága a polimorfizmusuk; ugyanabban a kultúrában különféle formájú és méretű pálcikák vannak: ívelt, egyenes, hosszú, rövid, vastag, néha coccobacteriumok. Jellemző a baktériumok elhelyezkedése a kenetekben - általában párokba rendeződnek hegyes vagy tompaszögben, széttárt ujjak formájában stb. A kenetekben való elhelyezkedés és a volutin szemcsék jelenléte differenciáldiagnosztikai jel a mikroszkópos vizsgálat során. A Corynebacteria nemzetség nem patogén képviselői - a hamis diftériabacillusok és difteriódák gyakrabban palánk formájában helyezkednek el, előfordulhat, hogy nincsenek volutin szemcséik, vagy az egyik végén találhatók (lásd 4. ábra).
termesztés. A Corynebacterium diphtheria fakultatív anaerobok. Növekszik 35-37 ° C hőmérsékleten, pH 7,4-7,8. Hagyományos táptalajokon nem szaporodnak. Tenyésztse őket vért vagy szérumot tartalmazó táptalajon.
A 19. század végén E. Roux francia tudós a túrós szarvasmarha- vagy lószérum használatát javasolta diftériabaktériumok tenyésztésére, F. Leffler pedig húsleves (25%) és 1% glükóz hozzáadását javasolta. A corynebaktériumok gyorsan szaporodnak ezeken a táptalajokon, 14-18 órán belül nem összeolvadó, domború krémszínű telepeket alkotnak (a ferde táptalajon a növekedés a shagreen bőrre emlékeztet). Ezeken a táptalajokon azonban lehetetlen megkülönböztetni a diftéria bacillusokat a hamis diftériától.
Jelenleg a fő táptalajok a Clauberg-féle táptalaj (vérszérumot és kálium-telluritot tartalmaz), a Bunin-féle quinoszol táptalaj, a Tynsdal-táptalaj stb. A korinebaktériumok kulturális és enzimatikus tulajdonságai alapján a diftériát három biovariánsra osztják: gravis (gravis), mi tis (mitis), intermedier (intermedinek). A Biovar gravis általában R-formájú. A Clauberg-féle táptalajon ennek a biovariánsnak a baktériumai nagy, 2-3 mm-es, szürkésfekete színű telepek formájában szaporodnak (mivel a tellurit tellúrmá redukálják), élük szaggatott, ami rozetta megjelenését kelti. Ha hurokkal megérinti a telepet, úgy tűnik, hogy összeomlik. A húslevesen ennek a biovariánsnak a baktériumai omladozó filmet és szemcsés üledéket képeznek.
A Corynebacteria biovar mitis (mitis) a Clauberg-féle táptalajban kicsi, sima, fekete színű telepek (S-forma) formájában nő. A húslevesen egységes zavarosságot adnak.
A Corynebacteria biovara intermedius (intermedinek) intermedierek. A Clauberg-féle táptalajon ennek a biovariánsnak a baktériumai gyakran fényes, kicsi, fekete telepek formájában szaporodnak (ez a biovariáns ritka).
Enzimatikus tulajdonságok. A diftéria baktériumok mindhárom biovariánsában megtalálható a cisztináz enzim, amely lebontja a cisztint hidrogén-szulfiddá. Ezeket a tulajdonságokat arra használják, hogy megkülönböztessék a diftéria kórokozóit a nemzetség nem patogén képviselőitől (49. táblázat).
Jegyzet. + pozitív reakció (hasadások); - negatív reakció (nem hasad).
Mindhárom biovariáns kórokozója a glükózt és a maltózt lebontva sav keletkezik. A C. gravis lebontja a keményítőt. Ez a tulajdonsága különbözteti meg a másik két biovariánstól. A Corynebacterium diphtheria a nitrátokat nitritté redukálja, nem képez indolt, nem bontja le a karbamidot.
A Diphtheria Corynebacterium neuraminidázt, hialuronidázt és más patogenitást okozó enzimeket termel.
toxin képződés. A diftéria kórokozók virulens törzsei exotoxint termelnek. Kémiailag termolabilis fehérje, amely két frakcióból áll. A B frakció rögzíti a toxint a test érzékeny szövetein. A toxikus hatásért az A frakció felelős. A diftériatoxin-tenyészetek erőssége „in vivo” megállapítható az erre a toxinra érzékeny tengerimalacokban. Dim diftéria exotoxin - minimális halálos dózis, ez az a minimális méregmennyiség, amely a 4. napon megöl egy 250 g-os tengerimalacot.
Az exotoxin jelenléte "in vitro" is kimutatható - sűrű táptalajon. Ezt a módszert széles körben alkalmazzák a gyakorlati munkában. A diftéria exotoxin instabil. A hőmérséklet, a fény és a légköri oxigén hatására gyorsan elpusztul. Miután a toxinhoz formalint (0,3-0,4%) adtunk, és több hétig 37-38 °C-on tartottuk, anatoxinná alakul, amely elveszti toxicitását, de megtartja a toxin antigén tulajdonságait. A különböző törzsek által termelt toxinok nem különböznek egymástól, diftéria antitoxinnal* semlegesíthetők.
* (Mostanra megállapították, hogy a corynebaktériumok minden biovariánsa lehet toxigén és nem toxikus.)
Antigén szerkezet. A diftéria baktériumok felületi termolabilis fehérjeantigénnel és típusspecifikus poliszacharid O-antigénnel rendelkeznek. Ezenkívül a Corynebacteriumok között 19 fagovart különböztetnek meg, amelyeket figyelembe vesznek a tenyészetek azonosításakor. A fagovarok segítségével azonosítják a betegség forrását.
Környezeti ellenállás. A diftéria kórokozói viszonylag stabilak. A 60 ° C-os hőmérséklet 10-15 perc alatt, 100 ° C - egy perc alatt megöli őket. Fóliában akár 90 °C-os melegítést is kibírnak. Szobahőmérsékleten alvasztott savón legfeljebb 2 hónapig, gyermekjátékokon több napig megmaradnak. A Corynebacteria jól tolerálja az alacsony hőmérsékletet. A diftéria kórokozói meglehetősen ellenállnak a kiszáradásnak. A fertőtlenítőszerek (3%-os fenolos oldat, 1%-os szublimát oldat, 10%-os hidrogén-peroxid oldat) perceken belül elpusztítják ezeket a baktériumokat.
Az állatok érzékenysége. Természetes körülmények között az állatok nem betegszenek meg diftériában. A kísérleti állatok közül a tengerimalacok és a nyulak a legfogékonyabbak. Intradermális vagy szubkután fertőzés esetén toxikus fertőzés képe alakul ki, gyulladás, ödéma és nekrózis kialakulásával az injekció beadásának helyén. Vérzések figyelhetők meg a mellékvesékben.
A betegség forrásai. Beteg emberek és baktériumhordozók.
Átviteli útvonalak. Levegőben, kontakt-háztartásban (edényeken, játékokon, könyveken, törölközőkön, stb. keresztül).
betegség emberben: 1) a garat diftériája; 2) az orr diftériája.
Kevésbé gyakori a légcső, a hörgők, a szem, a fül, a hüvely diftériája és a sérült bőr diftériája.
Patogenezis. A bejárati kapuk a légutak nyálkahártyája és a sérült bőr. A nyálkahártyára kerülve a diftéria kórokozói a bejutás helyén elszaporodnak és szöveti nekrózist okoznak. Film képződik, amely szorosan kapcsolódik az alatta lévő szövetekhez. A nyálkahártya felületén piszkos szürke vagy sárgás plakkok jelennek meg, amelyek elpusztult hámból, fibrinből, leukocitákból és diftéria corynebacteriumokból állnak. Ha a filmet vattacsomóval vagy spatulával távolítja el, a nyálkahártya felülete vérzik.
A Corynebacterium diphtheria szaporodási folyamata során az exotoxin felhalmozódik a nekrotikus területeken, ami a nyálkahártya és a rostok duzzadásához vezethet. A nyálkahártyáról az ödéma átterjedhet a gégére, a hörgőkre és fulladást okozhat. A vérben keringő toxin szelektíven hat a szívizomra, a mellékvesékre és az idegszövet sejtjeire.
A diftéria mérgező fertőzés. A folyamat súlyossága a törzs toxicitásának mértékétől és a szervezet védekezőképességétől függ.
Immunitás. Az immunitás az antitoxikus és antibakteriális immunitásnak köszönhető. A csecsemők nem betegszenek meg, mivel passzív immunitásuk van, amelyet az anyától továbbítanak.
Az antitoxikus immunitás jelenlétét a Schick-reakció ítéli meg. A reakció elindításához 0,2 ml izotóniás nátrium-klorid oldatban lévő 1/40 Dlm-t (halálos toxindózis tengerimalac számára) injekciózunk intradermálisan az alkarba. Ha a vérben nincs antitoxin, 24-48 óra elteltével bőrpír és duzzanat (akár 2 cm átmérőig) jelentkezik az injekció beadásának helyén. Antitoxin jelenlétében nincs duzzanat és bőrpír (a vérben lévő antitoxin semlegesítette a befecskendezett toxint).
Az átvitt betegség immunitást hagy. Az esetek 6-7% -ában azonban ismétlődő betegségek figyelhetők meg.
Megelőzés. Korai diagnózis. Szigetelés. Fertőtlenítés. A toxigén diftéria bacillus hordozóinak azonosítása.
Specifikus profilaxis toxoid bevezetésével hajtják végre. A Szovjetunióban a gyermekek kötelező DTP vakcinával történő vakcinázását végzik - ez egy komplex vakcina, amely magában foglalja a diftéria és a tetanusz toxoidot, valamint az elölt szamárköhögés szuszpenzióját. 5-6 hónapos kortól oltsa be a gyermekeket, majd ismételje meg az oltást. Az újraoltáshoz pertussis nélküli vakcinát adnak be.
Specifikus kezelés. Alkalmazza a diftéria elleni antitoxikus szérumot. A dózist és a gyakoriságot a kezelőorvos határozza meg, antimikrobiális gyógyszereket is beadnak.
tesztkérdések
1. Mi a Corynebacterium diphtheria morfológiája és milyen biovariánsai állnak rendelkezésre?
2. Milyen táptalajokon szaporodnak a diftériabaktériumok, és mi a szaporodás természete?
3. Milyen szénhidráttal való kapcsolat teszi lehetővé a gravis biovariáns megkülönböztetését más diftéria biovariánsoktól?
4. Milyen úton terjed, és hol lokalizálódik leggyakrabban a diftéria kórokozója a betegben?
5. Melyek a diftéria specifikus profilaxisa és specifikus kezelése?
Mikrobiológiai kutatás
A vizsgálat célja: a kórokozó izolálása diagnózis céljából. A diftéria bakteriohordozóinak azonosítása epidemiológiai indikációk szerint. Exotoxin azonosítása izolált tenyészetben.
Kutatási anyag
1. A garat leválasztható nyálkahártyája.
2. Az orrnyálkahártya váladékozása.
3. A szem leválasztható nyálkahártyája.
4. Genny a fülből.
5. A hüvely nyálkahártyájának ürítése.
6. Kivehető sebek.
A kutatás anyaga a folyamat lokalizációjától függ.
A folyamat bármely lokalizációja esetén feltétlenül meg kell vizsgálni a garat és az orr nyálkahártyáját. Az anyagot vattapamaccsal gyűjtik össze, amelyhez fémhuzalt, lehetőleg alumíniumot használnak, melynek egyik végére vattát szorosan feltekernek, majd a tampont egy parafa dugóba szerelik, kémcsőbe helyezik és sterilizálják. Pasztőr sütőben 160°C hőmérsékleten 1 tampon egy órán át vagy autoklávban 112°C hőmérsékleten.
Megjegyzések. 1. Az anyagot éhgyomorra vagy legkorábban étkezés után 2 órával, és legkorábban 4 nappal az antibiotikumokkal vagy más antibakteriális szerekkel végzett kezelés után kell begyűjteni. 2. Ha az anyagot a garatból és az orrból veszik, akkor a kémcsöveket mindkét tamponnal felírják és összekötik. A termést külön-külön végzik, és az egyes tamponokból származó anyagok tanulmányozását önálló munkaként végzik. 3 A száraz tamponnal összegyűjtött anyagot a begyűjtés után legkésőbb 2-3 órával el kell vetni. Ha szükséges az összegyűjtött anyag szállítása, a tampont előzetesen megnedvesítjük 5%-os glicerin izotóniás nátrium-klorid oldattal.
Alapvető kutatási módszerek
1. Mikrobiológiai.
2. Bakterioszkópos.
3. Biológiai.
A kutatás előrehaladása
A kutatás második napja
A csészéket eltávolítják a termosztátról, és megnézik. A baktériumok növekedése a Clauberg-féle táptalajon lelassulhat a tápközegben lévő inhibitorok miatt. Ebben az esetben a csészéket további 24 órára termosztátba helyezzük.
A kutatás harmadik napja
A csészéket levesszük a termosztátról, és nagyítóval vagy sztereoszkópikus mikroszkóppal nézzük. Gyanús telepek jelenlétében néhányukat sztereoszkópikus mikroszkóp vezérlése mellett 25%-os szérumot tartalmazó agaron és Piso-tápközeggel töltött oszlopon izolálják a cisztináz enzim meghatározására. A telepek másik részéből toxicitási tesztet végzünk.
A Clauberg-féle táptalajból vett telepek mikroszkópos vizsgálatával a diftéria corynebacteriumok elvesztik specifitásukat: nincs szemcsézettség, változik a méret, megmarad a hely. Szérumot tartalmazó táptalajra vetve a diftériakórokozók morfológiai specificitása helyreáll.
A diftéria kórokozók azonosítása során kötelező a cisztináz enzim jelenlétének vizsgálata és a toxicitás meghatározása. Ha a Clauberg-féle táptalajból származó telepek egy részével végzett kísérletek eredménye nem elég tiszta vagy negatív, akkor a kísérletet megismételjük az izolált tiszta tenyészet felhasználásával.
Cisztináz teszt. A vizsgált tenyészetet a Pisu táptalaj oszlopának közepén szúróval oltjuk be. Pozitív reakció esetén 18-24 óra elteltével az injekció mentén elfeketedés figyelhető meg, és a fekete rúd körül sötét felhő képződik; feketedés következik be annak következtében, hogy a cisztináz enzim felhasítja a Pisu táptalaj részét képező cisztint, és a felszabaduló kén ólom-acetáttal reagál - fekete ólom-szulfit keletkezik. A difteroidok és a pseudodiphtheria bacillusok nem tartalmaznak cisztináz enzimet, ezért Piso táptalajon történő növekedésükkor a táptalaj színe nem változik.
Az exotoxin definíciója. A gélben történő diffúz kicsapás módszerével végezzük. A módszer egy toxin és egy antitoxin kölcsönhatásán alapul. Az agar azon részein, ahol ezek a komponensek kölcsönhatásba lépnek, lekerekített vonalak formájában csapadék képződik.
Meghatározási módszer: megolvasztott és 50 °C-ra hűtött Marten agart (pH 7,8) Petri-csészékbe öntjük (az exotoxin jobban termelődik Marten agaron). Az agar mennyisége az edényben nem lehet több 12-15 ml-nél az átlátszóság megőrzése érdekében - vastag rétegben a csapadékvonalak rosszul láthatók. Miután az agar megszilárdult, egy diftéria elleni antitoxikus szérummal megnedvesített steril szűrőpapírcsíkot alkalmazunk.
A teszttenyészetet "plakkokkal" oltjuk be. A vetés hurokkal történik. A plakkok átmérője 0,8-1,0 cm, a plakkok távolsága a papírcsíkok szélétől 0,5-0,7 cm, a teszttenyészet két plakkja közé egy ismert toxigén törzs plakkjait oltjuk be. A teszttenyészet akkor tekinthető toxigénnek, ha a precipitációs vonalak tiszták és összeolvadnak a kontroll (toxigén) törzs kicsapó vonalaival. Ha a precipitációs vonalak metszik a kontroll törzs vonalait, vagy hiányoznak, az izolált tenyészet nem toxikusnak tekinthető (50. ábra).
Papírcsíkok előkészítése. A szűrőpapírból 1,5 × 8 cm-es csíkokat vágnak, több darabba csomagolják papírba, és autoklávban sterilizálják 120 ° C-on 30 percig. A kísérlet felállítása előtt az egyik csíkot steril csipesszel kivesszük, steril Petri-csészébe helyezzük, és diftéria elleni antitoxikus szérummal megnedvesítjük. A szérumot előzetesen úgy hígítják, hogy 1 ml 500 AU-t (antitoxikus egységet) tartalmazzon. A papírt 0,25 ml szérummal (125 AU) megnedvesítjük, és a táptalaj felületére helyezzük. Ezután végezze el a növényeket a fent leírtak szerint. Minden terményt termosztátba helyeznek. Az eredményeket 18-24 és 48 óra elteltével rögzítjük.
A kutatás negyedik napja
Vegye ki a terményt a termosztátból, vegye figyelembe az eredményt. A szérumot tartalmazó táptalajon növesztett tenyészetből keneteket készítünk, és Loeffler-kékkel festjük.
A kenetekben a morfológiára jellemző rudak jelenléte, a Pisu tápközegében felhős fekete rúd és az agar csapadékvonalai lehetővé teszik, hogy előzetes választ adjunk: "Diphtheria corynebacteriumot találtunk." A kutatás folytatódik. Ha az agarban nincsenek kicsapódási vonalak, vagy azok nem egyértelműek, a toxicitási vizsgálatot meg kell ismételni egy izolált tiszta tenyészettel.
Az izolált tenyészet végleges azonosításához és a kórokozó biovariánsának meghatározásához glükóz-, szacharóz-, keményítő- és karbamidleves tenyészetet készítenek (az ureáz enzim kimutatására). A hordozóra vetés a szokásos módon történik.
Teszt ureázra. Az izolált tenyészetet karbamidot és indikátort (krezolvörös) tartalmazó táplevesbe oltjuk, majd termosztátba helyezzük. Már 30-40 perc elteltével figyelembe lehet venni az eredményt: a diftéria valódi kórokozóinak vetésekor a táptalaj színe nem változik, mivel nem tartalmaznak ureázt. A pszeudodiphteria botok lebontják a karbamidot és megváltoztatják az indikátort - a tápközeg bíborvörös színt kap.
A kutatás ötödik napja
Az eredményeket rögzítjük (50. táblázat).
tesztkérdések
1. Milyen anyagot vizsgálnak a diftéria kórokozójának azonosítására?
2. Hogyan történik az anyaggyűjtés a garatból és az orrból a diftéria vizsgálatához?
3. Mit kell tenni a tamponnal, ha az összegyűjtött anyagot szállítani kell?
4. Milyen eszközzel vizsgálják a kolóniákat Clauberg-féle táptalajon?
5. Milyen vizsgálatokat végeznek az izolált tenyészet végleges azonosítására?
6. Milyen módszerekkel határozzák meg a corynebacterium diphtheria toxicitását?
1. Vegyen ki a tanártól egy drótot és vattát, készítsen elő 10 pálcikát, dugja be egy parafadugóba, helyezze egy kémcsőbe és sterilizálja.
Figyelem! Sterilizálás előtt ellenőrizze, hogy a tampont elég szorosan becsomagolta-e.
2. A tanártól steril tampont, a garatból és az orrból vegyünk anyagot egymástól (különböző tamponnal).
3. Tanulmányozd a táblázat szerint! 49 diftéria és a hozzájuk kapcsolódó korinebaktériumok kórokozóinak tulajdonságait.
4. Mérgező hatás vizsgálata. A plakkokat tenyésztés nélküli hurokkal készítse el.
5. Vázolja fel a vizsgálat menetét és a toxicitási teszt pozitív és negatív eredményeit!
Tápláló táptalajok
Tellúr Clauberg médium: az első keverék - 20 ml juh- vagy lóvér és 10 ml glicerin keverékét 1,5 hónappal korábban elkészítik. A tápközeg elkészítésének napján két másik keveréket készítenek; a második keveréket - 50 ml MPA-t (pH 7,5) megolvasztunk és 50 °C-ra hűtjük, majd hozzáadunk 2,5 ml első keveréket; harmadik keverék - keverjen össze 17 ml birkavért és 33 ml desztillált vizet (a keveréket sterilen készítjük), vízfürdőben 50 ° C-ra melegítjük. A második és a harmadik keveréket összekeverjük, adjunk hozzá 4 ml 1%-os káliumot. tellurit oldat K 2 TeO 3, gyorsan mindent összekeverünk és csészékbe öntjük. A közeg tiszta, vörösbor színű.
szerda Pisa. 90 ml olvadt 2%-os MPA-hoz (pH 7,6) adjunk 2 ml cisztinoldatot (1 %-os cisztinoldat 0,1 N nátrium-hidroxid-oldatban), keverjük össze alaposan, és adjunk hozzá ugyanennyi 0,1 N-t. kénsav oldat. A táptalajt 30 percig sterilizáljuk 112 °C-on. Az olvadt és 50 °C-ra hűtött tápközeghez adjunk 1 ml 10%-os ólom-acetát oldatot, amelyet kétszer sterilizáltunk folyó gőzzel, keverjük össze és adjunk hozzá 9 ml normál lószérum. A táptalajt sterilen kis 2 ml-es kémcsövekbe öntjük. A vetés injektálással történik.
Szerda Bunin. A száraz kinozol táptalajt 100 ml hideg vízhez (pH 7,6-7,8) adjuk, keverjük és alacsony lángon addig melegítjük, amíg az agar megolvad (a címkén található előírás szerint). Ezután a táptalajt 2-3 percig forraljuk, amíg hab nem keletkezik, majd a táptalajt 50°C-ra hűtjük és 5-10 ml steril defibrinált vért adunk hozzá. A táptalajt megkeverjük és Petri-csészékbe öntjük. Az elkészített táptalaj 3-4 napig tárolható 4-10°C-on.
Tynsdale szerda. 100 ml 2%-os tápanyag-agarhoz, amelyet megolvasztott és 50 °C-ra hűtött, adjon hozzá: 1) 12 ml 0,1 N 1%-os cisztinoldatot. kénsav oldat; 2) 12 ml 1%-os nátrium-hidroxid-oldatot; 3) 1,8 ml 2%-os kálium-tellurit oldat; 4) 1,8 ml 2,5%-os nátrium-hiposzulfit-oldat, 20 ml normál ló- vagy szarvasmarhaszérum. Az egyes összetevők hozzáadása után a táptalajt alaposan összekeverjük. A táptalajt tartalmazó csészéket 3-4 napig 10 °C-on tároljuk.
2. kérdés Corynebacterium diphtheria Corynebacterium diphtheriae (Corynebacterium nemzetség)
C. diphtheriae - pálcika alakú baktériumok; diftériát okoz (görögül diftéria - bőr, film) - akut fertőzés, amelyet fibrines gyulladás jellemez a garatban, a gégeben, ritkábban más szervekben, és mérgezési jelenségek.
Morfológiai és kulturális tulajdonságok.
A Corinebacterium diphteriae vékony, enyhén ívelt vagy egyenes Gram-pozitív rudak, amelyek egymással szögben helyezkednek el, római ötös alakban. A szemek jelenléte miatt a végén megvastagodtak. valuta a sejt egyik vagy mindkét pólusán. A pénzszemcsék polifoszfátokból állnak, intenzívebben érzékelik az anilinfestékeket, mint a sejt citoplazmája, és Neisser szerint kékes-fekete szemcsék formájában festve könnyen kimutathatók, míg a baktériumok teste sárgászöldre festődik. Gram festéskor a készülék nem észleli a valutaszemcséket.
Tiszta kultúrából származó kenet rajza. Neisser folt Tiszta kultúrából származó kenet.
Leffler alkálikék színével festve
A diftéria bacillus nem rendelkezik savállósággal, mozdulatlan, nem képez spórákat, összetételében zsinórfaktorral ellátott mikrokapszula van. A sejtfal összetétele galaktózt, mannózt, arabinózt, valamint számos lipidet tartalmaz, beleértve a nem saválló mikolsavakat is.
A diftéria kórokozója fakultatív anaerob, heterotróf, amely 37 ° C-on növekszik összetett tápközegen: alvadt vérszérum, tellurit véragar.
Elektív táptalajokon 8-14 óra elteltével pontozott, domború sárgás-krémes telepeket képez, sima vagy enyhén szemcsés felülettel. A telepek nem egyesülnek, és shagreen bőr megjelenésűek.
Tellurit táptalajon a diftéria kórokozója 24-48 óra elteltével fekete vagy fekete-szürke telepeket képez a tellurit fémes tellúrmá redukálódása következtében.
A diftéria kórokozója magas enzimaktivitással rendelkezik. Differenciáldiagnosztikai jellemzők A C. diphteriae a következők:
a szacharóz fermentációs és a karbamid lebontási képességének hiánya,
cisztináz enzim termelésének képessége.
A diftéria kórokozója kulturális és biokémiai tulajdonságaiban nem homogén. A WHO Európai Regionális Irodájának ajánlásaival összhangban a C. diphteriae 4 biovariánsra oszlik: gravis, mitis, intermedius, belfanti.
Tellurit táptalajon a biovar gravis száraz, átlátszatlan, nagy, lapos, szürkésfekete telepeket képez, középen kiemelkedik. A telep perifériája világos, sugárirányú csíkozással és egyenetlen széllel. Az ilyen telepek százszorszép virághoz hasonlítanak. A Biovar mitis kicsi, sima, fényes, fekete, domború, sima szélű telepeket képez, amelyeket hemolízis zóna vesz körül. Az intermedius és a belfanti biovariánsok tulajdonképpen a mitis biovarhoz tartoznak, mivel nem bontják le a keményítőt, és ez a tulajdonság a legstabilabb a C. diphteriae-ben.
Antigén szerkezet. A C. diphteriae O-antigénnel (a sejtfal mélyén elhelyezkedő lipid- és poliszacharid-frakciókkal) és K-antigénnel (felszíni termolabilis fehérje) rendelkezik. Az O-antigén fajokon átívelő. A K-antigén alapján körülbelül 58 szerovariánst különböztetnek meg.
patogenitási tényezők. A C. diphteriae fő patogenitási tényezői a felületi struktúrák, enzimek és toxinok.
Felületi szerkezetek (ivott, mikrokapszula komponensek: zsinórfaktor, K-antigén, mikolsavak) fehérje és lipid természetűek, elősegítik a mikrobák megtapadását a bejárati kapu helyén, megakadályozzák a baktériumok fagocitózisát, toxikus hatással vannak a makroorganizmus sejtjeire, elpusztítják a mitokondriumokat.
Patogenitást okozó enzimek: neuraminidáz, hialuronidáz, hemolizin, dermonekrotoxin. Neuraminidáz lehasítja az N-acetilneuraminsavat a nyálka glikoproteinekből és a sejtfelszínekről, lyase piruvátra és N-acetilmannózaminra hasítja, és piruvát serkenti a baktériumok növekedését. A cselekvés eredményeként hialuronidáz növeli az erek áteresztőképességét és a plazma felszabadulását a határokon túl, ami a környező szövetek duzzadásához vezet. Dermonekrotoxin sejtnekrózist okoz a kórokozó helyén. A plazma fibrinogén, amely túllépte az erek határait, érintkezik a test nekrotikus sejtjeinek trombokinázával, és fibrinné alakul, amely a diftéria gyulladás lényege. A diftériafilm belsejében a C. diphtheriae védelmet talál az immunrendszer effektoraival és az antibiotikumokkal szemben, szaporodva, nagy számban képződik a patogenitás fő tényezője -diftéria hisztotoxin.
Diftéria hisztotoxin gátló hatással van a fehérjeszintézisre a legintenzívebben vérrel ellátott szervekben: a szív- és érrendszerben, a szívizomban, az idegrendszerben, a vesékben és a mellékvesékben.
Járványtan. Természetes körülmények között csak az a személy szenved diftériában, aki nem rendelkezik rezisztenciával a kórokozóval és antitoxikus immunitással. A betegség mindenütt jelen van. A legtöbb beteg szeptember második felében, októberben és novemberben figyelhető meg. A legérzékenyebbek az óvodás és általános iskolás korú gyermekek. A felnőttek körében a kiemelten veszélyeztetett csoportba tartoznak a közétkeztetésben és a kereskedelemben, iskolákban, óvodákban és egészségügyi intézményekben dolgozók.
A C. diphteriae ellenáll a környezeti tényezőknek: az edényekre vagy játékokra tapadt nyálcseppekben, az ajtókilincseken akár 15 napig, a környezeti tárgyakon - 5,5 hónapig fennmaradhatnak, és a tejben elszaporodhatnak. Forraláskor a C. diphteriae 1 percen belül elpusztul, 10%-os hidrogén-peroxid oldatban - 3 perc, 5%-os karbolsavoldatban és 50-60%-os alkoholban - 1 perc múlva.
A diftéria hisztotoxin nagyon instabil, és fény, hő és oxidáció hatására gyorsan elpusztul.
Patogenezis.
fertőzés forrása vannak:
1. Toxigén törzsek hordozói – különösen veszélyesek azok a hordozók, akiknél nem jelentkezik a betegség klinikai megnyilvánulása, mivel antitoxikus immunitással rendelkeznek.
2. Betegek: A betegek közül a legnagyobb jelentőséggel bírnak azok a személyek, akiknél a folyamat a felső légutakban lokalizálódik. A beteg a betegség teljes időtartama alatt járványveszélyes, még a felépülési időszak alatt is toxikus törzseket bocsát ki a környezetbe.
Fő fertőzési mechanizmus aeroszol. Átviteli útvonalak:
a főszerep a légideszantoké,
esetenként levegő-por, kontakt-háztartási és táplálékon keresztüli (tejen keresztüli) terjedési útvonalak is megvalósíthatók.
bejárati kapu fertőzések az oropharynx nyálkahártyája (nyálkahártya mandulák és környező szövetek), az orr, a gége, a légcső, valamint a szem és a nemi szervek nyálkahártyája, a sérült bőr, a seb- vagy égési felület, a be nem gyógyult köldökseb.
Leggyakoribb diftéria garat ( 90-95%). Az inkubációs időszak 2-10 napig tart. A diftéria patogenezise az toxin fertőzések amikor a mikroba a fertőzés belépési kapujában marad, és minden klinikai megnyilvánulás az exotoxin hatásához kapcsolódik.
A fertőző folyamat kezdeti szakasza a mikroba megtapadása a bejárati kapu helyén. Ott szaporodva a mikroba g isztotoxin, mely helyileg hat a szöveti sejtekre, és bejut a véráramba is, ami toxinémiához vezet.
A bejárati kapu területén gyulladásos reakció alakul ki, amelyet a hámsejtek nekrózisa és ödéma kísér, szürkés vagy sárgás árnyalatú fehér plakk képződik, amely nagyszámú toxint termelő mikrobát tartalmaz.
A diftéria ismertetőjegye az fibrines film:
Ha kialakul a nyálkahártya egyrétegű hám(gége, légcső, hörgők), előfordul lebenygyulladás, itt a film felületesen helyezkedik el és könnyen elválik az alatta lévő szövetektől.
Ha kialakul a nyálkahártya rétegzett hám(oropharynx, epiglottis, hangszálak), előfordul diftéria amikor minden sejt szilárdan kapcsolódik egymáshoz és az alatta lévő kötőszöveti alaphoz. A fibrines film ebben az esetben szorosan az alatta lévő szövetekhez van forrasztva, és nem távolítható el pálcikával. Amikor ezt megpróbálja megtenni, a nyálkahártya vérzik.
Immunitás. A betegség után stabil és intenzív humorális antitoxikus immunitás alakul ki. Az oltás utáni immunitás időtartama 3-5 év.
Mikrobiológiai diagnosztika.
Kutatási anyag egy fibrines film, nyálka a torokból vagy az orrból.
Az anyaggyűjtést a beteg érintkezésétől számított 3-4 órán belül (legkésőbb 12 órán belül) el kell végezni. Az anyag felvételéhez száraz pamut törlőkendőket használnak, ha a vetést 2-3 órán belül megtörténik, az anyag szállításakor a tamponokat 5%-os glicerinoldattal nedvesítik meg.
Diagnosztikai módszerek:
A fő diagnosztikai módszer az bakteriológiai. A bakteriológiai laboratóriumnak 48 óra elteltével választ kell adnia a C. diphteriae jelenlétére vagy hiányára az elemzésekben.
Az anyagot táptalajra vetik. A gyanús telepeket kiválasztják, és az izolált tenyészetet azonosítják:
A cisztináz jelenléte szerint (Pisoux-teszt): a teszttenyészetet cisztint tartalmazó tápagar oszlopba oltjuk be. A tenyészeteket 37 °C-on 24 órán át inkubáljuk. A C. diphteriae hatására a tápközeg elfeketedik az injektálás során az ólom-szulfid képződése miatt.
Az ureáz jelenléte szerint (Sachs-teszt): karbamid alkoholos oldatát és indikátoroldatot - fenolvöröset készítenek, amelyeket felhasználás előtt 1: 9 arányban összekevernek és agglutinációs csövekbe öntik. A vizsgált baktériumokat hurokban vezetjük be, és végigdörzsöljük a takaró falán. Pozitív esetben 20-30 perces 37 °C-os inkubáció után a tápközeg a karbamid ureáz általi hasítása következtében vörössé válik.
A C. diphteriae azon képessége, hogy toxint termel (agar precipitációs teszttel határozzuk meg). Ehhez 15-20% lószérumot, 0,3% maltózt és 0,03% cisztint tartalmazó tápagarral ellátott Petri-csészébe 5000 AU/ml tartalmú antitoxikus diftéria szérummal átitatott szűrőpapír csíkot helyezünk. A csészét 37 0 C-on 30 percig szárítjuk, és a teszttörzseket a papír szélétől 0,6-0,8 cm távolságra plakkokkal oltjuk be. Az oltásokat 37 0 C-on 24 órán át inkubáljuk, pozitív esetben a tápközegben csapadék képződik fehér vonalak - "antennák" formájában a toxin és az antitoxin találkozásánál.
A diftéria kórokozójának toxicitásának meghatározására használható bioassay. Egy tengerimalacot intradermálisan vagy szubkután injekciózzuk be a teszttenyészettel. A toxigén tenyészetek 3-5 napon belül elpusztítják az állatokat, boncoláskor hiperémiás mellékvese, intradermális fertőzés esetén bőrelhalás található.
Mert bakterioszkópos vizsgálat(önálló diagnosztikai módszerként a kórokozó polimorfizmusa miatt ritkán alkalmazzák, de orvosi kérésre elvégezhető) Az anyagból több poháron kenetet készítenek, az egyik kenetet Gram, a másikat Neisser szerint festjük, a harmadikat fluorokróm-korifoszfinnel kezeljük lumineszcens mikroszkóppal.
Az antitoxikus immunitás jelenlétét a Schick-reakció - a toxinok antitoxinnal történő semlegesítésének reakciója - ítélik meg. 1/40 DLM diftéria toxint fecskendeznek be az alkar bőrébe. Az injekció beadásának helyén jelentkező vörösség és duzzanat az antitoxinok hiányát jelzi a vérben. A negatív Schick-teszt antitoxinok jelenlétét jelzi.
A diftériatoxin felgyorsított kimutatására mind bakteriális kultúrákban, mind vérszérumban alkalmazza: RNGA antitest eritrocita diagnosztikával, RIA-val és ELISA-val. Az alkalmazott molekuláris genetikai kutatási módszerek közül PCR.
Készítmények a diftéria specifikus kezelésére.
A diftéria hisztotoxin semlegesítésére specifikus diftéria elleni ló tisztított koncentrált szérum, amelyet lovak diftéria antitoxinnal történő hiperimmunizálásával nyernek.
A diftéria elleni szérummal végzett specifikus kezelés azonnal megkezdődik, ha a diftéria klinikai gyanúja felmerül. Meg kell választani a szérum optimális adagolási módját, mivel az antitoxin csak azt a toxint tudja semlegesíteni, amely nem kapcsolódik a szövetekhez. Az anafilaxiás sokk kialakulásának megelőzése érdekében a szérumot frakcionáltan adagoljuk az A.M. Bezredke. A szérum bevezetése a betegség 3. napjánál később nem praktikus.
Tervezett humán diftéria immunglobulin intravénás beadásra. Használata kevesebb mellékreakciót okoz.
A C. diphteriae szaporodásának visszaszorítása érdekében a bejárati kapu helyén az antibiotikumok alkalmazása kötelező. A választott gyógyszerek a penicillin vagy az eritromicin, vagy más β-laktámok és makrolidok.
Készítmények a diftéria specifikus megelőzésére.
Mesterséges aktív antitoxikus immunitás létrehozásához alkalmazza diftéria toxoid. A tisztított és koncentrált gyógyszer a kapcsolódó vakcinák része:
1. adszorbeált pertussis-diphtheria-tetanus vakcina (DTP vakcina),
2. adszorbeált diftéria-tetanusz toxoid (ADS-toxoid),
3. adszorbeált diftéria-tetanusz toxoid csökkentett antigéntartalommal (ADS-M),
4. adszorbeált diftéria toxoid csökkentett antigéntartalommal (AD-M).
Az alapimmunitás a gyermekeknél az oltási ütemterv szerint jön létre. Csak a lakosság 95%-os átoltottsága garantálja az oltás hatékonyságát.
Mikrobiológiai vizsgálat a diftéria (C. diphtheriae) kórokozójának azonosítására a vizsgált bioanyagban.
Orosz szinonimák
Vetés Leffler bacillusra, BL vetés, diftéria bacillusra vetés.
angol szinonimák
Corynebacterium diphtheriae tenyészet, Diphtheria kultúra.
Kutatási módszer
mikrobiológiai módszer.
Milyen bioanyag használható kutatáshoz?
Kenet a garatról és az orrról.
Hogyan tanuljunk?
Nem szükséges előkészület.
Általános információk a tanulmányról
A Corynebacterium diphtheriae (Leffler-bacillusok) a Corynebacterium nemzetségbe tartozó Gram-pozitív baktériumok, amelyek diftériát okoznak, és képesek diftériatoxin termelésére. A betegség levegőben lévő cseppekkel terjed, a fertőzés forrása beteg emberek vagy baktériumhordozók.
A lappangási idő átlagosan 2-5 nap. Az oropharynx és a légutak nyálkahártyájának fibrines gyulladása pszeudomembránok kialakulásával és általános mérgezési tünetekkel jár.
A diftéria mérgező formájában a szív és az idegrendszer is érintett lehet. Egyes esetekben tünetmentes hordozás lehetséges.
A "diftéria" diagnózisa a klinikai leleteken alapul, megerősítés céljából diftéria tenyésztést végeznek.
Mire használják a kutatást?
- A diftéria diagnózisának megerősítésére.
- Hasonló tünetekkel járó betegségek differenciáldiagnosztikájára, mint például a különböző eredetű mandulagyulladás, paratonsillaris tályog, fertőző mononukleózis, akut laryngotracheitis, epiglottitis, bronchiális asztma.
- A folyamatban lévő antibiotikum-terápia hatékonyságának értékelése.
Mikorra tervezik a vizsgálatot?
- Ha diftéria gyanúja merül fel.
- Ha a betegről ismert, hogy kapcsolatba került diftériás betegekkel.
- Antibiotikum-terápia után - legalább 2 héttel az antibiotikum-kúra vége után.
- Egyes esetekben a kórházi kórházi kezelés előtt (profilaktikus célból).
Mit jelentenek az eredmények?
Referencia értékek: nincs növekedés.
A diftéria kórokozójának azonosítása megerősíti a diftéria diagnózisát, vagy ha nincsenek a betegség tünetei, bakteriohordozót jelez. Negatív tenyésztési eredmény esetén diftériagyanús betegnél a diagnózis akkor igazolható, ha a tenyésztési eredmény a kontaktszemélyeknél pozitív, vagyis a diftéria kórokozója izolálódik.
A pozitív eredmény okai
- Diftéria vagy a C. diphtheriae tünetmentes hordozása.
A negatív eredmény okai
- Nincs diftéria. Kivételt képeznek azok az esetek, amikor a vizsgálat idején antibiotikus kezelést végeztek.
Mi befolyásolhatja az eredményt?
Előzetes antibiotikum terápia.
Fontos jegyzetek
A "diftéria" diagnózisa a betegség klinikai képén alapul, ezért a kezelést a betegség laboratóriumi megerősítése előtt el kell kezdeni. Pozitív tenyésztési eredmény esetén meg kell vizsgálni az izolált C. diphtheriae törzs toxicitását.
- Vetés a növényzetre az antibiotikum-érzékenység meghatározásával
Ki rendeli meg a tanulmányt?
Infektológus, terapeuta, háziorvos, gyermekorvos, fül-orr-gégész.
Irodalom
- Macgregor R.R. Corynebacterium diphtheriae. In: A fertőző betegségek alapelvei és gyakorlata / G.L. Mandell, Bennett J. E., Dolin R (szerk.); 6. kiadás - Churchill Livingstone, Philadelphia, PA 2005. - 2701 p.
- Efstratiou A. Laboratóriumi irányelvek a Corynebacterium diphtheriae és a C. ulceran által okozott fertőzések diagnosztizálására / A. Efstratiou, R.C. Georg // Fertőző betegségek és közegészségügy. - 1999. - 1. évf. 2, 4. sz. - P. 250-257.
- A diftéria laboratóriumi diagnózisának jelenlegi megközelítései / A. Efstratiou // J. Infect. Dis. - 2000. - Vol. 181 (1. melléklet). – P. S138–S145.
A cikk tartalma
Corynebacterium diftéria
Először E. Klebs írta le 1983-ban, és F. Leffler izolálta 1984-ben.Morfológia és élettan
A diftéria corynebacteriumok alakja az egész nemzetségre jellemző. Egymással szögben helyezkednek el római ötös alakban. A Volutin szemcséket a Neisser-módszer szerinti ecetsavkék festéssel mutatják ki, amely csak a zárványokat festi meg anélkül, hogy a citoplazmát befolyásolná. A diftéria bacillust egy mikrokapszula veszi körül, és van egy pilis. A C. diphtheriae igényes a táptalajra. Sok aminosavra, szénhidrátra, ásványi sóra van szükségük. Általában alvadt vérszérumon és kálium-telluritos véragaron tenyésztik. Az utolsó táptalajon kétféle kolónia képződik: gravis - sötétszürke és mitis - fekete, amelyek biokémiai jellemzőikben különböznek egymástól.Antigének
A C. diphtheriae mikrokapszulában K-antigént tartalmaz, amely lehetővé teszi szerovariánsokká történő differenciálódásukat, valamint egy csoportspecifikus poliszacharid sejtfalantigént, amely kereszt-szerológiai reakciókat ad mikobaktériumokkal és nocardiával. Patogenitás és patogenezis. A diftériabaktériumok virulencia faktorai a pili és a mikrokapszula, amelyek segítségével a mandulák, ritkábban a gége, a légcső, az orrüreg, a szem kötőhártya és a vulva hámsejtjeihez tapadnak. Ezután az epiteliális sejtek kolonizációja következik be, amelyet gyulladásos folyamatok kísérnek. A toxicitás a hisztotoxin szekréciójával függ össze, amely két alegységből áll: egy toxikus polipeptidből és egy transzport polipeptidből, amely felelős a toxikus komponens célsejtekhez való eljuttatásáért. Az első kialakulását bakteriális gének, a másodikat a baktériumsejtet lizogenizáló fág génjei szabályozzák. Ez azt jelzi, hogy csak a C. diphtheriae lizogén sejtjei képesek hisztotoxint kiválasztani, a hisztotoxin fixálódása a szív izomsejtjeinek membránjain, a szív parenchimán, a veséken, a mellékveséken és az ideg ganglionokon történik. Ugyanakkor a riboszómák fehérjeszintézise blokkolva van, ami végső soron sejthalálhoz vezet. Diftéria esetén általában nincs bakterémia és vérmérgezés a C. diphtheriae gégesejtekben történő lokalizációja miatt, ahol fibrines-nekrotikus gyulladás alakul ki filmek képződésével, limfadenitisz és ödéma, ami fulladáshoz vezethet. A C. diphtheriae a gége diftériája mellett a sebfelületek és a nemi szervek diftériáját okozza. A diftériaszerű corynebacteriumok közé tartoznak a következők: C. xerosis krónikus kötőhártya-gyulladást okoz, C. ulcerans - diftériaszerű betegségek enyhe formáit, C. pyogenes és C. haemolyticum - fekélyes necroticus pharyngitis, mandulagyulladás, gingivostomatitis. A C. pseudodyphtheriae a bőr és a nyálkahártyák állandó lakója.Immunitás
A fertőzés utáni immunitás intenzitása diftériában a vérszérum magas antitoxinszintjének köszönhető. A diftéria során képződő antibakteriális antitestek - agglutininek, precipitinek és mások - nem rendelkeznek védő tulajdonságokkal. Az antitoxikus immunitás meglétét vagy hiányát a Shik-reakció - a toxin antitoxin általi semlegesítése - ítélik meg. A V40 DLM diftéria toxin alkar bőrébe történő bejuttatásával a vérben antitoxin hiányában bőrpír és duzzanat jelentkezik. Antitoxin jelenlétében a Schick-teszt negatív.Ökológia és epidemiológia
A C. diphtheriae élőhelye olyan emberek, akiknek a torkában találhatók. A diftériára a gyermekek a legérzékenyebbek. Az elmúlt 30 évben azonban a diftéria „felnőtt”. Felnőtteknél a diftéria súlyos és végzetes lehet. A környezetben a diftéria baktériumok több napig életképesek maradnak, mert tolerálják a kiszáradást. A fertőzés levegőben lévő cseppekkel, ritkábban érintkezés útján történik.Diftéria
A diftéria akut, túlnyomórészt gyermekkori fertőző betegség, amely a kórokozó helyén jellemző fibrin gyulladásban és a szervezet diftéria exotoxinokkal való súlyos mérgezésében nyilvánul meg. Kórokozója a Corynebacterium nemzetségbe tartozó Corynebacterium diphtheriae. Ez a nemzetség körülbelül 20 további baktériumfajt foglal magában, amelyek patogén emberek, állatok és növények számára. Ezek közül a gyakorlati orvoslás szempontjából a legfontosabbak a következők: 1. C. ulcerans - pharyngitist, bőrelváltozásokat okozhat, egészséges emberekben is kimutatható, tejtermékekben, szállításukhoz szükséges edényekben, egyes törzsek toxigén hatásúak.2. C. jeikeium (korábban Corynebacterium JK) - tüdőgyulladást, endocarditist, hashártyagyulladást okoz, sebeket, bőrt fertőz.3. C. cistitidis (korábban Corynebacterium D2 csoport) - beindítja a húgyúti kövek képződését és tüdőgyulladást.4. C. minutissimum - erythrasmát, tüdőtályogokat, endocarditist okoz.5. C. haemolyticum - mandulagyulladást, cellulitist, agytályogot, csontvelőgyulladást, krónikus dermatitiszt okozhat.6. C. xerosis - korábban a xerosis (krónikus kötőhártya-gyulladás) kórokozójának tartották, ma szaprofitaként emlegetik.7. A C. pseudodiphtheriticum egy szaprofita, amely az emberi orrgarat nyálkahártyáján él.Anyaggyűjtés és laboratóriumba szállítás
A vizsgálat anyaga egy film a mandulákból, boltívekből, szájpadlásból, nyelvből, nyálkából a torokból és az orrból, ritkábban váladékozás a szemből, a fülből, a sebekből, a hüvelyből és a bőr érintett területéről. A járványügyi szakorvos kérésére a játékokról és egyéb tárgyakról vett tamponokat, egyes élelmiszereket (tej, fagylalt) megvizsgálják. Az anyagot az etiotróp kezelés megkezdése előtt éhgyomorra, vagy étkezés után 2 órával kell levenni.Az anyag levételéhez tamponokat használunk, száraz vagy 5%-os glicerinoldattal előnedvesített, kémcsőbe helyezzük és sterilizáljuk. ezzel. A vizsgált anyagot az oropharynxból és az orrból két különálló tamponnal vesszük, az egészséges és az érintett terület határán forgó mozdulatokkal próbáljuk felvenni, anélkül, hogy a tampont az arc, a fogak és a nyelv nyálkahártyájával érintenék. spatulával megnyomva. A laringoszkópiával filmet vagy nyálkát közvetlenül a gégeből vesznek. A szájból és az orrból minden esetben filmet, nyálkát kell venni, még ritka lokalizációjú diftéria esetén is (bőr, seb, szem, fül, vulva) film, gondosan ledarálva két tárgylemez között. Az anyag felvétele után tampont helyezünk ugyanazokban a kémcsövekben, amelyekre fel van írva a mintavétel száma, dátuma és időpontja, valamint az orvos neve. Az anyag felvételét követően legkésőbb 3 órával a laboratóriumba kell szállítani. Ha a mintavételi séma előírja a beteg ágya melletti elhelyezést, akkor a kémcsöveket és a terményeket tartalmazó edényeket azonnal a laboratóriumba küldik, vagy 37 °C-on inkubálják, és 20-23 óra múlva, hideg időben, melegítőpárnás zacskóban szállítják.Bakterioszkópos vizsgálat
A páciensből származó anyag bakterioszkópos vizsgálatát csak az orvos kérésére és csak a Simanovsky-Plaut-Vincent-féle nekrotikus angina felismerése érdekében végezzük (a fusiform rudak és a Vincent-spirocheták azonosítása, amelyek nem nőnek a hagyományos termesztési módszerekkel) Sok éven át a Leffler és Neisser módszerével festett volutin szemek mikroszkópos vizsgálata és azonosítása volt az alapja a diftéria laboratóriumi diagnosztikájának és a bakteriohordozó kimutatásának. Most, a diftériabaktériumok variabilitása miatt az antibiotikumok hatására, a vizsgálati anyag primer mikroszkópos vizsgálata nem javasolt. A keneteket Gram, Loeffler és Neisser szerint festjük. Festheti őket ecetsav-metilibolyával, toluidin-kékkel vagy bentiazol-tiazin festékekkel.A kenetekben lévő diftériabacillusok ferdén helyezkednek el, latin V, X, Y betűk formájában, vagy szétszórt gyufacsokorra emlékeztető fürtöket alkotnak. A Volutin szemcsék általában a mikrobiális sejtek pólusain találhatók. A pszeudo-diftériabaktériumok és a difteroidok párhuzamosan helyezkednek el ("palisade" formájában), és természetesen nincsenek volutinszemcséik. A Babesh-Ernst szemcséket fluoreszcens mikroszkóppal lehet kimutatni, amikor a keneteket korifoszfinnal festjük. A szemek narancsvörös színt kapnak a baktériumsejtek sárga-zöld testének hátterében.Bakteriológiai kutatás
A klinikai anyagot Petri-csészékbe öntött vér-agarra és vér-telurit agarra (vagy Clauberg II táptalajra) oltják be. Más mikroflóra kimutatásához véragar tenyészet szükséges. Ezenkívül a Cdiphtheriae egyes törzsei érzékenyek a kálium-tellurit hatására, így növekedésük telurit táptalajon elnyomható. A diftéria bakteriohordozó azonosítása érdekében az oltást csak vér-telurit agaron végezzük, mivel az oltóanyag tartalmazhat kis mennyiségű diftéria bacillust, amelyek növekedését a nem szelektív táptalajokon más mikroflóra gátolja. Ebben az esetben a szállítóközeg használata is megengedett.Telurin véragar
100 ml 2%-os megolvasztott és 50 °C-ra hűtött tápagarhoz (pH 7,6) adjunk 10-15 ml defibrinált vért és 2 ml 2%-os kálium-tellurit oldatot. A keveréket alaposan összekeverjük és steril Petri-csészékbe öntjük 3-4 mm vastag rétegben.Szerda Clauberg II
100 ml 3%-os tápanyag-agarhoz (pH 7,6), felolvasztjuk és 50 °C-ra hűtjük, adjunk hozzá 3 ml 2%-os kálium-tellurit oldatot, 10 ml glicerin keveréket és 50 ml hemolizált vért. A glicerines keveréket úgy állítják elő, hogy 40 ml defibrinált vérhez 20 ml steril glicerint adnak. A keverék hűtőszekrényben legfeljebb 4 hónapig tárolható. A hemolizált ("lakk") vér elkészítéséhez 16 ml defibrinált vért adunk 34 ml steril desztillált vízhez.Szállító félfolyékony közeg
1 g kereskedelmi forgalomban kapható agart adunk 100 ml Hottinger-féle emésztéshez vagy hús-peptonleveshez, pH-ját 7,6-ra állítjuk, autoklávban 112 °C-on 30 percig sterilizáljuk, majd 10 ml szérumot és 1 ml 2%-os kálium-telluritot adunk hozzá. aszeptikusan hozzáadjuk. A táptalajt 5 ml-es kémcsövekbe öntjük. Lehetőség szerint a Stewart által módosított összetettebb Ames-transzport táptalajt (AMIES) is alkalmazzuk.Az oltást egy betegtől egy csészén végezzük, míg a táptalaj egyik felét a szájgaratból (mandulák, boltívek, uvula) oltjuk, ill. a második - az orrból egy másik tamponnal történő beoltáshoz. Ha a bőrön, a szemen, a fülön és más lokalizációkon van vizsgálandó anyag, adjon hozzá még egy csészét. Lehetetlen több beteg anyagát egy csészére vetni. Vetés előtt a táptalajt termosztátban 15-20 percig melegítjük, majd a vizsgálati anyagot egy tamponnal először dörzsöljük be egy külön 2x1 cm-es véragar területre, majd hasonlóan vér-telurit agarra (vagy Clauberg II táptalajra), miközben a tampont állandóan forgatva az összes anyagot elveti belőle. Ezután ugyanazzal a tamponnal a táptalaj fennmaradó felületeit (a csésze felét) ütésekkel beoltjuk. Ez az oltási technika izolált telepeket (tiszta tenyészetet) hoz létre, amelyeket közvetlenül a lemezről használnak fel a toxicitás és az azt követő azonosítás céljából. A szállítóközeggel beoltott edényeket vagy kémcsöveket termosztátban 37 °C-on 20-24 órán át inkubáljuk, a második napon sztereoszkópikus mikroszkóppal megvizsgáljuk a telepek természetét. Ha mindkét táptalajon hiányzik a növekedés, az anyagból újra mintát veszünk.Minden tesztben a tipikus és gyanús C. diphtheriae telepeket tartalmazó lemezeket választjuk ki a tenyészet további azonosítására. A gyanús telepek mikroszkópos vizsgálata elhagyható A diftéria bacillusok telepei a véragaron fehéres vagy sárgás színűek, átlátszatlanok, kerekek, enyhén domborúak, 1-2 mm átmérőjűek. Általában olajos állagúak, bár egyesek törékeny kemény R-kolóniákat képezhetnek KonomiC. diphtheriae vér-telurit táptalajon 24 órás növekedés után szürkék, domborúak, sima szélűek, viszkózusak. 48 óra elteltével sötétszürkék vagy feketék lesznek, fémes fényűek, egyforma vagy enyhén karcolt szélűek, simák vagy sugárirányban csíkozott felületűek (R-alakúak), hurokkal érintve viszkózusak vagy törékenyek. Szerkezete szerint a 48- óra telepek telurit táptalajon és A diftéria kórokozójának egyes enzimatikus tulajdonságai négy kulturális és biokémiai változatot (biovariánst) különböztetnek meg - gravis, mitis, belfanti, intermedius. A Biovar gravis általában szürke vagy fekete matt száraz telepeket képez, törékeny, lapos, sima, 1,5-2 mm átmérőjű, sugárirányban csíkozott felületű, erősen mérgező, nem okoz hemolízist, lebontja a keményítőt és a glikogént Biovars mitis és belfanti növekszik szürke vagy fekete, kerek, sima domború, sima szélű, 1-1,5 mm átmérőjű telepek formájában ezek az opciók kevésbé mérgezőek, hemolízist okoznak, de nem bontják le a keményítőt és a glikogént.. Az Intermedius Biovar kicsi, szürke, átlátszó telepeket képez 0,5-1 mm átmérőjű, lapos, sima felületű, enyhén mérgező, nem bontja le a keményítőt és a glikogént, tipikus növekedés hiányában más kétes telepekről kenetet készítenek. Ha spórarudakat, coccusokat, élesztőt stb. találnak bennük, a diftériával kapcsolatos vizsgálatokat leállítják, és nemleges választ adnak. Fontos azonban megjegyezni, hogy a növekedésgátló (kálium-tellurit) táptalajon atipikus telepeket képző diftéria baktériumok lerövidíthetők, sűríthetők, de megtartják a polimorfizmust és a jellegzetes elhelyezkedést.A tipikus telepek növekedése után azonnal elkezdik vizsgálni toxicitásukat, ill. azonosítás. A toxigén tulajdonságokat legalább 2 izolált telepen vizsgálják úgy, hogy mindegyik telep egyik felét olyan táptalajra oltják be a toxicitás meghatározására, amelyet nem égetnek el hurokkal Pisu táptalajra, a másik felét pedig ferde szérumagarra a tiszta tenyészet izolálására és addig történő tárolására. a laboratóriumi diagnosztika vége. Abban az esetben, ha a C. diphtheriae toxigén és nem toxikus fajtái is nőnek egy tányéron, akkor a gyanús telepek többszörös növekedése esetén körülbelül 20 telep toxigén tulajdonságait kell megvizsgálni, 5-6 telepből egybe oltva az anyagot. folt. Csak egy kolónia növekedésével a toxigenitás meghatározására szolgáló táptalajra oltják, és egy hurok kalcinálásával egy Pisu táptalajt tartalmazó kémcsőbe agargélen és pozitív cisztinázteszttel meghatározzák az izolált tenyészet toxigén C-t. diftéria. Ha 24 óra elteltével nincsenek csapadékvonalak, a lemezeket további napig inkubáljuk. Negatív Pisa-teszt esetén a tenyészetet korinebaktérium-típusként azonosítják, tiszta tenyészetet ferde szérumagaron glükózt, szacharózt, oldható keményítőt tartalmazó szénhidrogén táptalajra vetnek, mintákat vesznek az ureáz, pirazinidáz és nitrát-reduktáz kimutatására. . A negyedik napon minden beoltás eredményét feljegyezzük, és indokolt bakteriológiai következtetést adunk az izolált tenyészetről, és ilyen módszereket alkalmazunk a corynebacteriumok azonosítására.A toxicitás meghatározása in vitro
A toxin és az antitoxin kölcsönhatásán alapul az agargélben. A toxin és antitoxin optimális mennyiségi arányának megfelelő helyeken az agar vastagságában a csapadék vékony, finom fehér vonalak ("nyilak", "antennák") formájában válik ki. Ezt a tesztet külföldön számos országban Elek-tesztnek hívják, a toxicitási vizsgálatot általában tiszta tenyészetekkel végzik. Idegen mikroflórával szennyezett kultúrákkal is meghatározható, naponta felgyorsítja a diftéria laboratóriumi diagnózisát. Negatív teszt esetén azonban izolált tiszta tenyészettel megismételjük, ennek felállításához a mikrobiológiai ipar speciális száraz standard táptalajt gyárt a diftéria mikrobák toxicitásának meghatározására (VTDM), valamint antitoxikus antidiphteriával átitatott standard papírkorongokat. szérumot és szárított.. Papírkorongokat viszünk fel egy frissen készített, antitoxint tartalmazó VTDM táptalaj felületére (csészénként legfeljebb négy). A korongtól 0,5 cm távolságra 7-8 mm átmérőjű "plakkok" formájú tenyészeteket vetnek körülötte, váltakozva a vizsgált tenyészet és a kontroll törzs "plakkoit". Az eredményeket figyelembe veszik. 18-24 és 48 év után. A precipitátumok specificitásának kritériuma a vizsgált tenyészet precipitációs vonalainak fúziója a toxigén törzs vonalaival. Ebben az esetben az izolált tenyészet toxigénnek minősül, szabványos papírkorongok hiányában diftéria antitoxinnal impregnált szűrőpapír csíkok használhatók. közvetlenül a laboratóriumban készülnek. A méretre vágott és 121 °C-on 30 percig autoklávozott papírcsíkokat 0,25 ml tisztított diftéria antitoxinnal nedvesítjük meg, amely 500 NE/ml-t tartalmaz. Ilyenkor egy antitoxinnal megnedvesített papírcsíkot kell a csészére a megfelelő közeggel felvinni, és a csészét termosztátban 15-20 percre kinyitva, fejjel lefelé fordítva szárítani. Ezt követően a csíkok mindkét oldalán a tenyészeteket "plakkokkal" oltjuk be, a teszt és a kontroll törzseket váltogatva A diftéria kórokozó toxicitásának meghatározásához más táptalajokat is használhatunk (AGV, nyitott kandallós agar stb. .), amelynek receptjeit az "Útmutató a diftéria bakteriológiai diagnosztizálásához" című kiadvány tartalmazza, Kijev (1999). Sok éven át a diftériabaktériumok toxicitását szubkután vagy intradermálisan határozták meg úgy, hogy tenyészetet juttattak be két tengerimalacba, az egyikbe. ebből előző nap 100-1000 NE antitoxikus antidiphteria szérumot fecskendeztek be. Ma a bakteriológiai laboratóriumok szinte soha nem használják ezt a módszert a magas költségek és a válasz jelentős késése miatt. A közelmúltban egy nagyon érzékeny és nagyon specifikus módszert fejlesztettek ki a diftériatoxin gén polimerizációs láncreakcióval történő meghatározására. A C. diphtheriae azon DNS-régiójának meghatározásán alapul, ahol a diftériatoxin gén lokalizálódik, specifikus primerek segítségével. A módszernek előnyei vannak a hagyományos toxicitás-meghatározással szemben: nagy érzékenység, gyors eredmény (4-6 óra), nem igényel tiszta tenyészet izolálását. De megvalósítása speciális felszerelést, drága reagenseket és megfelelő helyiséget igényel, ezért csak speciális laboratóriumban végezhető el. A betegektől és baktériumhordozóktól izolált, nem toxikus diftéria baktériumtörzseket el kell küldeni az ukrán Állami Egészségügyi és Járványügyi Felügyeleti Központba (ahol van ilyen laboratórium) a C. diphtheriae toxigén tulajdonságainak végleges meghatározása céljából.A cisztináz meghatározása (Piso teszt)
A C. diphtheriae, a C. ulcerans cisztináz enzimet szekretál, a pseudodiphtheria baktériumok és más difteroidok termelik, az izolált tenyészetet cisztint tartalmazó táptalajba injektálva oltják be, majd oszlopon keskeny kémcsövekbe öntik. A cisztin-pozitív baktériumok hidrogén-szulfid felszabadulásával bontják le a cisztint, amely a táptalajba kerülő ólom-acetáttal ólom-szulfátot képez, aminek következtében a táptalaj sötétbarna színűvé válik. A C. diphtheriae nemcsak a táptalaj elsötétülését okozza a szúrás után, hanem a felszíntől 1 cm-re sötétbarna "felhőt" képez körülötte. Az eredményeket 20-24 órás termosztátos inkubáció után veszik figyelembe.Az ureáz meghatározása (Sachse-teszt)
A diftéria baktériumok nem alkotják ezt az enzimet. Csak néhány más típusú corynebacterium ad pozitív ureáztesztet. A minta felállításához az izolált tenyészetet karbamidot tartalmazó táplevesbe vetjük. Az ureáz lebontja a karbamidot, megváltoztatja a közeg pH-értékét, amihez annak kivörösödése társul. Ha az enzim nem szabadul fel, a húsleves színe nem változik.A pirazinidáz meghatározása
A pirazinidáz meghatározását a pirazinamid pirazinsavvá és ammóniummá történő hidrolízisével végezzük. Ehhez 0,25 ml steril desztillált vizet öntünk egy steril kémcsőbe, amelyben az izolált tenyészet sűrű szuszpenzióját készítjük, majd hozzáadunk egy Rosko 598-21 diagnosztikai tablettát. Inkubáljuk 4 órán át 37 °C-on, majd adjunk hozzá egy csepp frissen készített 5%-os vizes ammónium-vas-szulfát-oldatot. Az enzim jelenlétében a szuszpenzió vörös vagy narancssárga színűvé válik. A patogén korinebaktériumok nem választanak ki pirazinidázt, ezért nem változtatják meg a szuszpenzió színét.Szacharolitikus enzimek
A szacharolitikus enzimeket úgy határozzuk meg, hogy az izolált tenyészet teljes hurkát beoltjuk egy rövidített tarka Hiss sorozat (glükóz, szacharóz, oldható keményítő) minden csövébe. Az eredményeket 24 órás termosztátos inkubáció után veszik figyelembe. A keményítő lebomlása akár 48 órával is késleltethető.A nitrát-reduktáz meghatározása
A nitrát-reduktáz meghatározása egy további teszt az ezen enzimet nem alkotó C. belfanti és C. ulcerans azonosítására. Leveses kémcsőben, amelyhez 0,1% KN03-at adunk, a teszttenyészetet beoltjuk, termosztátban inkubáljuk egy napig. Kötelező védekezés oltatlan táptalajjal. Nitrát-reduktáz jelenléte esetén, ha 3 csepp Kasatkin-reagenst adunk az oltott húsleveshez, vörös szín jelenik meg. A kontrollcsőben lévő tápközeg nem változtatja meg a színét.A közelmúltban a "B" készletből glükózt, szacharózt, karbamidot és keményítőt tartalmazó papír indikátorkorongokat használnak a corynebacteriumok azonosítására az enterobaktériumok azonosítására ("ImBio" cég, Nyizsnyij Novgorod). 4 kémcsőben elkészítjük a vizsgált tenyészet sűrű szuszpenzióját, és mindegyikbe bemerítjük a megfelelő szénhidrátot vagy más reagenst tartalmazó korongot. Termosztátban történő inkubálás után az ureáz felszabadulást 40-120 perc múlva, a szacharolitikus aktivitást 5-24 óra elteltével határozzuk meg. Ureáz jelenlétében a karbamidot tartalmazó fehér korong rózsaszín-bíbor színűvé válik, hiányában fehér marad. A glükózt és szacharózt tartalmazó korongok a megfelelő enzimek jelenlétében 5-6 óra múlva pirosról sárgára változtatják a színüket. Az amiláz meghatározásakor a megfelelő szubsztráttal ellátott kémcsőbe jóddal ellátott indikátorkorongot helyezünk. Ha nincs enzim, sötétkék szín jelenik meg, ha van, az oldat színe változatlan marad.Specifikus megelőzés és kezelés
A diftéria elleni vakcinázást diftériatoxin formalinnal történő feldolgozásával nyert diftéria toxoid bevezetésével végezzük. Hazánkban a DTP-t használják oltásra - adszorbeált pertussis-diphtheria-tetanus vakcina. Az antitoxikus szérumot specifikus terápiára, az antibiotikumokat pedig a baktériumhordozók fertőtlenítésére használják. Az antibiotikumok közül penicillint, vankomicint, eritromicint stb.A Corynebacterium diphtheriae-t 100 évvel ezelőtt fedezték fel, majd tiszta kultúrában izolálták. Végső etiológiai jelentőségét a diftéria előfordulásában évekkel később igazolták, amikor egy specifikus toxint sikerült előállítani, amely a diftériás betegeknél megfigyeltekhez hasonló jelenségekkel okozta az állatok elhullását. A Corynebacterium diphtheriae a Corynebacterium nemzetségbe, a corynebacterium baktériumok csoportjába tartozik. A Corynebacterium diphtheriae egyenes vagy enyhén ívelt rudak, amelyeknek a végükön megnyúltak vagy pontok vannak. A törési osztás és a hasítás jellegzetes elrendezést ad a római V szám vagy széttárt ujjak formájában, de gyakran találunk egyetlen botot ütésekben. Nagy felhalmozódásaik, melyek a torok-, orr-, sebváladékból készült kenetekben vannak, filc jellegűek. Pálcáik átlagos hossza 1-8 mikron, szélessége 0,3/0,8 mikron. Mozdulatlanok és nem képeznek spórákat vagy kapszulákat. A Corynebacterium diphtheriae fakultatív anaerob. A diftéria bacilusok ellenállnak a kiszáradásnak. A tiszta kultúrákban 60 ° C-os hőmérsékleten 45-60 percen belül elpusztulnak. Patológiás termékekben, azaz fehérjevédelem jelenlétében 90 °C-on egy órán át életképesek maradhatnak. Az alacsony hőmérséklet nincs káros hatással a diftéria bacilusokra. A normál koncentrációjú fertőtlenítőszerekben gyorsan elpusztulnak.
Meg kell jegyezni a diftéria rudak rendkívül nagy polimorfizmusát, amely vastagságuk és alakjuk változásában nyilvánul meg (duzzadt, lombik alakú, tagolt, filiform, elágazó) Ernst, amelyek a volutin felhalmozódásai. Bizonyíték van arra, hogy a volutin egy hosszú szénláncú szervetlen polifoszfát. M. A. Peshkov metafoszfát természetüket sugallja. A. A. Imshanetsky úgy véli, hogy a volutin az anyagcsere folyamatok mellékterméke. Ismeretes, hogy a foszfor szükséges a szemek kialakulásához. Vannak olyan feltételezések, hogy ehhez a folyamathoz mangánra és cinkre van szükség.
Volutin szemcsék a napi tenyészetekben találhatók, majd a szemek jelenlétében a baktériumok száma csökken.A citoplazmában nukleotidok, intracitoplazmatikus membránok - lizoszómák, vakuolák is találhatók.
A baktériumokat minden anilinfestékkel megfestik. Gram-módszerrel festve - pozitív. A volutin szemcsék színezésére a Neisser-módszert alkalmazzák. Ha ezzel a módszerrel festik, a volutin szemcsék, amelyek nagy affinitást mutatnak a metilénkék iránt, tartósan kékre festődnek, és a metilénkék kiszorulnak a baktériumtestből további krizoidinnel vagy bismarckbarnával történő festéssel.
A diftéria kórokozója egy heterotróf, azaz a baktériumok azon csoportjába tartozik, amelyek növekedéséhez szerves anyagra van szükség. A tenyésztéshez használt táptalajnak szén- és nitrogénforrásként aminosavakat - alanint, cisztint, metionint, valint stb. - kell tartalmaznia.. Ebből a szempontból az állati fehérjét tartalmazó táptalajok választható táptalajok: vér, szérum, ascites folyadék. Ennek alapján jött létre a klasszikus Leffler-közeg, majd a Klauberg, Tyndall, akkumulációs közeg.
Leffler táptalajon a diftéria bacillus telepei fényes, nedves felületűek, sima szélűek és sárgás színűek. Néhány napos növekedés után a telepek sugárirányú csíkjai és gyengén kifejeződő koncentrikus vonalak jelennek meg. A telepek átmérője eléri a 4 mm-t. A növekedés első jelei 36-38 °C-os termosztátban 6 óra elteltével jelentkeznek. A növekedés a vetés után 18 órával jól látható. A diftéria bacillus szaporodásához az optimális pH-érték 7,6. A Corynebacterium diphtheriát nagyon gyakran nehéz megkülönböztetni a Corynebacterium többi fajától. A faj meghatározásához kulturális és biokémiai jellemzők komplexét használják.
A Diphtheria Corynebacterium faj is heterogén, három kulturális és biokémiai típusra osztható: gravis, mitis, intermedin, két fajtára - toxigén és nem toxikus, számos szerológiai típusra és fágtípusra.
Jelenleg a legtöbb területen két kulturális-biokémiai típus, a gravis és a mitis kering. A korábban széles körben elterjedt intermedin típus az utóbbi időben ritkasággá vált. A legegyértelműbben a típusok megkülönböztetése a telepek alakja szerint tehető, ha a tenyészetet tellurit hozzáadásával véres agaron neveljük. A gravis típusú telepek 48-72 óra elteltével elérik az 1-2 mm átmérőt, hullámos szélűek, sugárirányú csíkozással és lapos középponttal rendelkeznek. Megjelenésüket általában egy százszorszép virághoz hasonlítják. A telepek átlátszatlanok, mivel a baktérium képes redukálni a telluritot, amely aztán egyesül a keletkező hidrogén-szulfiddal, szürkésfekete színű. Levesben termesztve a gravis típusú kultúrák omladozó filmet képeznek a felületen. Ha tejsavó hozzáadásával Hiss táptalajra vetik, sav képződésével lebontják a poliszacharidokat - keményítőt, dextrint, glikogént.
A mitis típusú tenyészetek telluritot tartalmazó véragáron kerek, enyhén domború, sima szélű, fekete, átlátszatlan telepekké nőnek. Levesen termesztve egyenletes zavarosságot és üledéket adnak. Nem bontják le a keményítőt, a dextrint és a glikogént.
A kenetekben a gravis típusú pálcikák gyakran rövidek, míg a mitis típusúak vékonyabbak és hosszabbak.
Különféle biokémiai típusú diftéria bacillusok összehasonlító elektronmikroszkópos vizsgálata háromrétegű sejtmembrán jelenlétét mutatta ki a gravis és mitis típusokban. Az intermedin típusú héj kétrétegű és csaknem 3-szor vastagabb. A citoplazma és a membrán között szemcsékkel kitöltött terek találhatók, amelyek összefüggésben lehetnek az exotoxinnal. Látható a baktériumok ferde csíkozása, amely a leánysejtek közötti osztódó falak által jön létre. A kromoszóma-apparátust a gravis és mitis típusban közönséges szemcsék képviselik vakuólumokkal, az intermedins típusban a citoplazmában eloszlik. Az elektronmikroszkópban egy többrétegű héj látható, amelynek jelenléte megmagyarázza, hogy a diftéria bacilusok néha gram-negatívak.
A diftériabaktériumok kolóniái S-, R- és SR-formákban vannak, utóbbiak köztesnek tekinthetők. N. Morton úgy véli, hogy az S-formák kolóniái a mitis típusban, az SR-formák pedig a gravis típusban rejlenek. Ezeken az alapformákon kívül léteznek nyálkahártya típusú kolóniák - M-formák, törpetelepek - D-formák és gonidium telepek - L-formák. Mindegyiket a disszociatív variabilitás formáinak tekintjük.
A diftéria baktériumokat meg kell különböztetni a difteroidoktól és a pseudodiphtheria bacillusoktól.
Számos tanulmány foglalkozik a diftéria bacillus variabilitásával. Az atipikus formák laboratóriumi előfordulásának lehetőségét az epidemiológiai profil munkája igazolta.
A diftéria baktérium nagyszámú kutató által felismert biokémiai, morfológiai és fizikokémiai változatossága számos esetben megnehezíti a bakteriológiai diagnosztikát, és a tenyészetek átfogó vizsgálatát kényszeríti ki.
A különböző epidemiológiai körülmények között izolált tenyészeteket 8 csoportba osztottuk; tartalmazták a Corynebacterium képviselőinek összes lehetséges morfológiai változatát, amelyek számunkra érdekesek:
1. csoport - rövid pálcikák, körülbelül 2 mikron hosszúak, szemek nélkül;
2. csoport - rövid pálcikák, körülbelül 2 mikron hosszúak, de alkalmanként szemekkel;
3. csoport - közepes méretű rudak, 3-6 mikron hosszúak, 0,3-0,8 mikron szélesek, jellegzetes szemcsésség nélkül;
4. csoport - közepes méretű, 3-7 mikron hosszú, 0,3-0,8 mikron széles, enyhén ívelt, esetenként szemcsés pálcikák;
5. csoport - közepes méretű, 3-6 mikron hosszú, 0,3-0,8 mikron széles, enyhén ívelt, szemcsés pálcikák;
6. csoport - hosszú pálcikák, 6-8 mikron hosszúak, 0,3-0,6 mikron szélesek, enyhén íveltek, esetenként szemcsékkel;
7. csoport - hosszú rudak, 6-8 mikron hosszúak, 0,3-0,8 mikron szélesek, általában ívek, szemcsék nélkül;
8. csoport - rövid, durva rudak, körülbelül 2 µm hosszúak, körülbelül 1 µm szélesek, szemcsék nélkül.
A csoportos felosztás során a rudak elhelyezkedését nem vettük figyelembe, de általában a jellemző elhelyezkedés megfelelt a morfológiának.
Az 1., 2., 3. és 8. csoportban, amelyek morfológiájában a Hoffmann-bacilusoknak feleltek meg, az elrendezés csoportos, párhuzamos vagy egyedi egyedek formájában történt, a 4., 5. és 6. csoportban, amelyek morfológiájukban alapvetően a valódi diftéria baktériumoknak feleltek meg. szögben elhelyezkedő bacilusok vagy egyedi egyedek formájában. A 7. csoportban a botok gyakrabban voltak véletlenszerűen elrendezve, összefonva egymással. A 8. csoportban a rudak egyedi egyedek formájában helyezkedtek el.
A 428 vizsgált tenyészetből a jelek kombinációja alapján 111-et kellett volna valódi diftériának minősíteni, 209 Hoffmann-botos tenyészet, 108 pedig atipikus tenyészetek csoportját alkotta. A diftériához közeli tenyészetekben az atipikusság a biokémiai aktivitás csökkenésében, esetenként a karbamid lebomlásával nyilvánult meg; a Hoffmann-rudakhoz morfológiailag közeli tenyészetekben a pozitív cisztein-teszt fenntartása érdekében képes az egyik cukor lebontására.
A 111 diftéria tenyészetből 81 tenyészet (73%) volt morfológiailag tipikus, 28 tenyészet (27%) Hoffmann rudak morfológiájával. A 111 diftéria tenyészetből 20 gravis típusú tenyészet volt, és ezek közül csak 9 került az 1. és 2. morfológiai csoportba.
A Hoffmann bacillus tenyészeteinek tulajdonított tenyészetek az esetek 20%-ában a tipikus diftéria tenyészetek morfológiájával rendelkeztek.
A vizsgált törzsek 25%-a atipikus tenyészetnek minősült, morfológiájuk a diftériabacilusoknak és a Hoffmann-bacillusoknak egyaránt megfelelt.
Így a tenyészetek biokémiai és morfológiai tulajdonságai nem mindig esnek egybe, és a biokémiai atipikusság, valamint a morfológiai jellemzők gyakrabban figyelhetők meg a csökkenő előfordulási periódusban izolált tenyészetekben, és ezáltal a szállítási szint csökkenése.
Meg kell jegyezni a növények biokémiai aktivitásának általános csökkenését az elmúlt 10-15 évben. Ennek jelzője a cukrok késleltetett fermentációja, amely esetenként az 5-6. napon jelentkezik, valamint az azonos tenyészet telepeinek eltérő biokémiai aktivitása.
A különböző epidemiológiai körülmények között izolált tiszta kultúrák biokémiai azonosítása azt mutatja, hogy bár a morfológia és a biokémiai tulajdonságok gyakran nem esnek egybe, a tenyészetek morfológiai adatokból megállapított általános eloszlási elve nem változik. Mind a tenyészetek morfológiai és biokémiai adatok szerinti eloszlásában, mind pedig a szerológiai reakciók beszámításával való teljes azonosításukban az eloszlási elv változatlan marad: a járványos jólét időszakában gyakoribbak az atipikus tenyészetek, a Hoffmann-bacilusok gyakrabban fordul elő a járványos bajok időszakában, és hosszabb ideig vetik el, mint a valódi diftéria.
Az izolált tenyészetek toxigén tulajdonságainak vizsgálata szilárd táptalajokon kimutatta, hogy a járványos jólét időszakában is elegendő számú toxigén diftéria bacillus hordozó fordul elő. Meg kell jegyezni, hogy a toxigén tulajdonságok még a betegektől izolált tenyészetekben sem mindig kimutathatók. Ez azt jelzi, hogy javítani kell a tenyészetek toxicitásának meghatározására használt módszereket.
A különböző epidemiológiai körülmények között izolált atipikus tenyészetek agglutinációs reakciójának eredményei azt mutatták, hogy a szerológiai tulajdonságok tekintetében ugyanazok a minták jelennek meg, amelyeket a tenyészetek morfológiájának és biokémiájának vizsgálatakor észleltünk. A virágzó területen izolált növények atipikussága a szerológia szerint mélyebb volt, mint a hátrányos helyzetű területeken. Tehát egy virágzó területen az atipikus kultúrák 26% -a adott pozitív agglutinációs reakciót, a kedvezőtlen területeken - 19%.
A diftéria bacillus egyik fő tulajdonsága a toxinképző képesség. A Corynebacterium diphtheria toxinogenezisét a profágban lévő gén határozza meg, ezért az agresszió fő eszköze - a toxin képződése nem kapcsolódik a bakteriális kromoszómához.
A diftériatoxin egy 6200 dalton molekulatömegű fehérje. A toxin erősségét intradermális tesztek felállításával határozzák meg a nekrotikus hatás jelenlétére és a fogékony állatokra gyakorolt hatásra (halálos hatás). A toxin erősségét a minimális halálos dózissal mérik, amely az a legkisebb toxinmennyiség, amely a 4-5. napon intraperitoneálisan beadva egy 250 g-os tengerimalac elhullását okozhatja. A toxin antigén tulajdonságokkal rendelkezik, amelyek megmaradnak, ha formalinnal kezelik, ami eltávolítja a mérgező tulajdonságait. Ez lehetővé tette profilaktikus gyógyszer előállításához való felhasználását.
A toxinmolekula két fragmensből áll, amelyek közül az egyik hőstabil és enzimaktivitású, a másik pedig termolabilis és védő funkciót lát el. A toxin bizonyított intracelluláris szintézise a sejtfal tubulusain keresztül történő felszabadulásával. A toxin szintézise akkor megy végbe, ha a mikrobát folyékony tápközegben - hús-pepton levesben - glükóz, maltóz és növekedési faktorok hozzáadásával 7,8-8,0 pH-értéken tenyésztik.
Friss adatok szerint a diftériatoxin vírusos eredetű termék. Ennek megerősítéseként I. V. Chistyakova azt állítja, hogy a nem toxikus korinebaktériumok a fág hatására toxigénné alakulnak. A nem toxikus tenyészetek toxigénné alakításának lehetőségét egysejtű kultúrákon végzett kísérletek igazolták. A leírt jelenséget lizogén konverziónak nevezik. A gravis toxigén törzseiből nyert enyhe vírusok segítségével sikerült a Corynebacterium diphtheria gravis nem toxikus változatát toxigénné alakítani.
E. V. Bakulina, M. D. Krylova azt javasolta, hogy a fokális konverzió fontos lehet a járvány folyamatában. Ezzel kapcsolatban megkezdődött a Corynebacterium diphtheria toxigén törzsek természetben történő kialakulásában betöltött szerepének vizsgálata. A toxicitás átalakulásának lehetősége nemcsak fág-baktérium rendszerekben, hanem természetes körülmények között is megmutatkozott. De a helyi kultúrák körében ezt a folyamatot számos kutató szerint messze nem hajtják végre túl gyakran. Ennek oka valószínűleg a mérsékelt égövi fágok termelőinek hiánya, a helyi törzsek fágérzékenysége, amely eltér a referencia törzsektől, ezért nem lehetnek ismert hatásspektrumú konvertáló fágok befogadói.
A mikrobiális populációnak csak egy részénél volt sikeres a diftéria bacillusok toxigén tulajdonságainak átalakítása staphylococcus és streptococcus fágok hatására. Az elmúlt évek munkáiban a fágkonverzió kérdése a járványfolyamatban még visszafogottabb értékelést kapott. Úgy gondolják, hogy a tox+ corynefágok nem játszanak önálló szerepet a diftéria járványos folyamatában. A nem toxikus pálcikák hordozói csak egy toxigén törzzsel együtt fertőződhetnek tox+ fággal, a staphylococcus fágok pedig nem képesek a nem toxikus corynebaktériumokat átalakítani. Az emberi szervezetben a toxikus hatás irányába történő átalakításhoz nyilvánvalóan szükséges, hogy a konvertáló fággal rendelkező hordozó szorosan érintkezzen a hordozóval, amely erre a fágra lizoszenzitív törzset választ ki. A diftéria baktérium toxinképző képessége mellett olyan patogenitási tényezőkkel is rendelkezik, mint a hialuronidáz, neuraminidáz, dezoxiribonukleáz, kataláz, észteráz, peroxidáz. Az extracelluláris anyagcseretermékek vizsgálata nem mutatott ki különbséget a toxigén és a nem toxikus diftéria korinebaktériumok között.
Jelenleg a Corynebacterium diphtheria intraspecifikus tipizálására a fent leírt biokémiai módszer mellett szerológiai és fág módszerek is alkalmazhatók.
A szerológiai típusok jelenléte típusspecifikus, hőstabil, felületi és termolabilis antigéneknek köszönhető.
Számos szerológiai tipizálási séma létezik. Hazánkban a V. S. Suslova és M. V. Pelevina által javasolt sémát alkalmazzák, de ez nem tudja biztosítani az összes nem toxikus törzs besorolását. A szerotípusok száma nő. I. Ewing 4 szerológiai típus jelenlétét állapította meg - A, B, C és D; D. Robinson és A. Peeney 5 típus – I, II, III, IV és V. L. P. Delyagina további 2 szerológiai típust azonosított. Úgy gondolják, hogy a szerológiai típusok száma sokkal nagyobb, és elsősorban a mitis típus miatt. Az irodalomban rendelkezésre álló kevés adatból nem állapítható meg szabályszerűség az egyik vagy másik szerotípus allokációjában a fertőző folyamat különböző formáiban és a különböző epidemiológiai körülmények között. A különböző szerológiai típusokhoz tartozó növények eltérő agresszivitására vonatkozó adatok mellett vannak olyan jelentések, amelyekben a szerológiai típus és a haszonnövények patogenitása közötti összefüggést elutasítják.
Jellemző, hogy különböző területeken különböző szerológiai típusok találhatók. A szerológiai tipizálás használható epidemiológiai elemzéshez.
Szórványos morbiditás körülményei között, a hordozók számának korlátozása mellett, amikor sokkal nehezebb a fertőzés forrásának felkutatása, fontossá válik a fágtipizálás módszere, amely lehetővé teszi a Corynebacteriumok szerológiai és kulturális változatokra történő felosztását. A jelölést a tenyészetből izolált fágok tulajdonságai és a tenyészet specifikus bakteriofágokkal szembeni érzékenysége alapján végezhetjük el. Az R. Saragea és A. Maximesco által javasolt séma a legszélesebb körben alkalmazott. Lehetővé teszi az összes kultúrváltozat toxigén és nem toxikus törzseinek címkézését. 22 tipikus fág segítségével a tenyészetek 3 csoportra oszthatók, amelyekben 21 fágvariáns kombinálódik: 1. csoport - mitis típusú toxigén és nem toxigén törzsek (I, la, II, III fágvariánsok); 2. - intermedin típusú toxigén és nem toxigén törzsek és nem toxikus gravis (IV., V., VI., VII. fágváltozatok); A 3. csoportba 13 fágvariáns (VIII-tól XIX-ig) került, amelyek gravis toxigén törzseket kombináltak.
A sémát számos, Romániában izolált és 14 ország múzeumából származó törzsön tesztelték. A fágtipizálás a törzsek 62%-ánál volt pozitív, különösen a gravis típusú törzseket sikerült sikeresen jelölni. Ez utóbbiak közül 93%-ban állapították meg az egyik fagovariánshoz való tartozást. A gravis típusú toxigén törzsekben a típusfágokkal való specifikus reakciók a szerzők sémái szerint a törzsek különféle vírusokkal való fertőzésén alapulnak.
Hazánkban a fágtipizálás területén végzett kutatásokat M. D. Krylova végezte. A szerző a Williams és Rippon által javasolt elv alapján fágjelölési sémát dolgozott ki a plazmakoaguláló staphylococcusok tipizálására: a fágváltozatot annak a típusnak a nevével jelölték meg, amely a teszthígításban lizálta. M. D. Krylova sémájában a fágokat és fágváltozatokat a latin ábécé betűi jelölik: nagybetűk - fágok, amelyek összefolyó és félig konfluens lízist adnak, kisbetűk - plakkok formájában történő lízis. Ennek alapján a nem toxikus Corynebacterium gravis variáns módosított fágtipizálási sémáját és a toxigén Corynebacterium gravis variáns fágtipizálási sémáját dolgozták ki.
