Dışkıların mikroskobik incelemesi. Helmintiyazların intravital tanısı

Direkt yöntemler: Helmintlerin kendilerinin, parçalarının, yumurtalarının, dışkıdaki larvalarının, idrarın, duodenal sekresyonun, balgamın, nazal ve vajinal mukusun, subungual boşlukların içeriğinin, biyopsi alınan doku parçalarının tespiti.

Teşhis yapılırken, insan sindirim sisteminde yaşayan her türlü helmintlerin yumurtalarını veya larvalarını herhangi bir yöntemle tanımlamak imkansızdır. Bu nedenle, yüzdürme yöntemini kullanırken, trematod yumurtaları ve bazı durumlarda döllenmemiş yuvarlak kurt yumurtaları (yüksek özgül ağırlıktan dolayı) yüzey filminin içinde yüzmezler. Dışkıda, özel araştırma yöntemleriyle tespit edilen kıl kurdu yumurtaları, teniid onkosferleri bulmak çok nadirdir: kıl kurdu ve teniidler için perianal kıvrımlardan kazıma, trematodlar için sedimantasyon yöntemleri (opistorch yumurtaları, vb.). Bu nedenle, hastanın helmintiyazları için hedefli bir muayenesi için, sevk eden doktor, laboratuvar asistanının bu tür helminti tanımlamak için uygun tekniği seçmesine izin verecek olan ana dikkatin (teşhis) hangi helmintlere verilmesi gerektiğini belirtmelidir. Temiz bir cam kapta en az 50 gram (çay kaşığı) miktarında dışkının farklı yerlerinden alınan dışkılar, dışkılamadan sonra en geç bir gün içinde laboratuvara gönderilmeli ve alındığı gün incelenmelidir.

Dışkıyı ertesi güne kadar saklamak gerekirse soğuk bir yere (0-4 °C) yerleştirilir veya koruyuculardan biri ile doldurulur.

Çalışmadan önce dışkı bir çubukla karıştırılır, böylece helmint yumurtaları toplam kütleye eşit olarak dağıtılır.

Hazırlıkta herhangi bir helmint yumurtası bulunursa, izleme durdurulmaz, çünkü. ikili veya üçlü invazyon olabilir.

Helmintiasis tedavisinin etkinliğinin izlenmesi, tespit edilen helminte bağlı olarak tedaviden 2-3 hafta veya 2-3 ay sonra helmint yumurtaları için dışkı incelenerek gerçekleştirilir.

Makroskopik yöntemler, cinsel olarak olgunlaşmış bütün helmintleri veya dışkıdaki parçalarını çıplak gözle veya elle tutulan bir büyüteçle tespit etmek için kullanılır.

Genellikle dışkılamadan sonra dışkı yüzeyinde aktif olarak sürünen kıl kurdu görebilirsiniz; dışkı yuvarlak solucanı ile atılır; bazen insanlar helmintlerin deşarjını fark ederler. Diphyllobothriasis'li hastalarda, tenya strobilusunun parçaları ("erişte" şeklinde) ve teniidlerle (domuz eti veya sığır tenyası) enfekte olanlarda, helmint segmentleri ("beyaz kesikler" şeklinde) göze çarpabilir. ) genellikle dışkıyı ("beyaz kesikler" şeklinde) bırakır veya aktif olarak anüsten dışarı çıkarlar.

Makroskopik yöntem, teniadosis ve teniarhynchosis'in (bir anketle birlikte) ayırıcı tanısı için ana yöntemdir.

Özel makroskopik yöntemlerden sıralı dışkı yıkama yöntemi kullanılır.

Dışkı, homojen bir süspansiyon elde etmek için suda karıştırılır, ardından iyi aydınlatma altında, siyah fotoğraf küvetlerinde ayrı küçük porsiyonlarda veya Petri kaplarında koyu bir arka plan üzerinde dikkatlice incelenir. Cımbız veya diseksiyon iğnesi ile tüm şüpheli beyaz parçacıklar, helmint parçalarından şüphelenilen büyük oluşumlar çıkarılır ve iki cam slayt arasında bir büyüteç altında incelenir. Küçük helmintler veya sestod başları, bir damla gliserin içinde bir büyüteç altında veya bir mikroskop altında incelenir.

Domuz eti, sığır tenyası, geniş tenya segmentlerinin teşhisi için bu yöntemi kullanırken, yıkanan segmentler iki cam arasına yerleştirilir ve bir büyüteç altında ışığa veya mikroskopta düşük büyütme ile bakılarak tür belirlenir. uterusun yapısı (domuz tenyasının olgun bir bölümünde, 8-12 yan dalda ve 18-32 boğa tenyasında, daha sık 28-32, geniş bir tenyada, segmentler daha geniştir ve uterus içindedir. bir "rozet" şeklinde merkez). Rahim zayıf görünüyorsa, önce bir süre% 50 gliserin çözeltisi içinde tutulabilir, ardından terkedilmiş rahim gövdeleri bile açıkça görülebilir.

Ayrılmış kafaların yapısı ile bu sestodları belirlerken, bir boyun ile cam slaytlar arasına bir damla gliserol içine dikkatlice yerleştirilir (veya bir lamel ile kaplanır) ve sıkmadan, mikroskop altında düşük büyütmede incelenir.

mikroskobik yöntemler basit, karmaşık ve özel olarak ayrılmıştır.

Basit yöntemler arasında doğal yayma, Lugol solüsyonu ile doğal yayma, Kato'ya göre selofan altında kalın yayma, büküm (Shulman'a göre) ve perianal kazıma sayılabilir.

Karmaşık yöntemler daha etkilidir ve müstahzarlardaki yumurta konsantrasyonuna dayanır. Bunlar, helmint yumurtalarının sıvının yüzeyinde çökeldiği veya yüzdüğü bir sonucu olarak, sıvı reaktiflerle dışkının ön muamelesini içerir.

Karmaşık yöntemler, zenginleştirme yöntemlerini içerir:

a) yüzdürme (yumurtaların özgül ağırlığı tuzlu su çözeltisinin özgül ağırlığından daha az olduğunda ve yumurtalar yüzey filminin içinde yüzdüğünde);

b) sedimantasyon (yumurtaların özgül ağırlığı, tuz çözeltilerinin özgül ağırlığından daha büyük olduğunda ve yumurtalar tortuya yerleştiğinde).

Helmintlerin yumurtalarını ve larvalarını, protozoaların kistlerini ve vejetatif formlarını tespit etmek için özel yöntemler, kazıma, yüzdürme, sedimantasyon, larvoskopi, protozooskopi, safra çalışması ve dışkı, balgam vb.

Dışkıyı İncelemek İçin Basit Yöntemler

yerli leke. Verilen kısmın farklı yerlerinden tahta bir çubukla küçük bir dışkı parçacığı alınır, bir cam slayt üzerine %50 gliserin solüsyonu damlatılarak iyice ovulur ve 2-3 cam slayt üzerine ince bir yayma yapılır. En az 3 preparat mikroskop altında incelenir. Yöntemin dezavantajı: Az miktarda malzeme görülür, bu nedenle bağımsız bir yöntem olarak kullanılmaz.

Büküm yöntemi(Şulman). 2.0-3.0 g dışkı bir bardağa yerleştirilir, 5 kat salin veya damıtılmış su ile bir cam çubukla iyice karıştırılır, 2-3 dakika hızlı hareketler yapılır ve çubuğu karışımdan hızla çıkarın. Çubuğun ucundaki karışımdan bir damla cam slayta aktarılır ve mikroskopta tutulur. Merkezkaç kuvveti ilkesi, bir çubuk üzerinde yumurta ve larva birikmesine neden olur.

Selofan ile Kato kalın yayma yöntemi. Kimyasal reaktifler: %100 gliserol, %6 fenol solüsyonu (100 ml su + 6 g fenol), %3 malakit yeşil solüsyonu (2.5 ml distile su + 75 ml malakit yeşili).

Çalışma solüsyonunun hazırlanması: 100 ml %6 fenol solüsyonu + 100 ml saf gliserin + 1.2 ml %3 malakit yeşil solüsyonu.

Selofan şeritlerinin hazırlanması: boyutu cam lamına karşılık gelen selofan şeritler kesilir. Selofan hidrofilik olmalıdır (yanan selofan uygundur; erirse uygun değildir). Çalışma çözümünde 5 bine kadar şerit işlenebilir. Selofan şeritlerin çalışma solüsyonunda kullanıma hazır olana kadar maruz kalma süresi en az 24 saattir.

Araştırma ilerlemesi. 50 mg dışkı (büyük bir bezelye büyüklüğünde) bir cam slayta uygulanır, tek bir çubukla (cam, ahşap) ovulur, bir selofan şerit ile kaplanır ve tek tip kalın bir leke elde edilene kadar kauçuk bir tıpa ile ovulur. . İlaç oda sıcaklığında bir saat veya bir termostatta 40°C'de 20-30 dakika ve mikroskobik olarak kurutulur (maruz kalma süresi oda sıcaklığında 5-6 saat veya daha fazlasına çıkarılabilir).

Verimlilik açısından, bu yöntem flotasyon yöntemine yaklaşır, ancak yoğun ve orta yoğunluklu istilayı ortaya çıkarır.

Bağımsız bir tanı yöntemi olarak kullanılır ve popülasyonun toplu muayenesi için önerilir.

Klinik teşhis laboratuvarlarında, doktorların talimatlarına göre spesifik teşhislerin yokluğunda helmintleri teşhis etmek için birleşik bir yöntem olarak kullanılır.

Lugol solüsyonu ile perianal kazıma ve doğal yayma yöntemleri özel yöntemler bölümünde anlatılmıştır.

Gelişmiş dışkı zenginleştirme yöntemleri

Zenginleştirme yöntemleri, helmint yumurtalarının özgül ağırlıkları ile kullanılan tuz çözeltisi arasındaki farka dayanmaktadır.

Flotasyon yöntemini uygularken aşağıdaki tuz çözeltileri kullanılabilir:

1. Yoğunluğu 1.5 olan bir kurşun nitrat PbNO3 (kurşun nitrat) çözeltisi. 1 litre suya 650 g madde oranında hazırlanır. Tuz, emaye bir kapta sıcak suda porsiyonlar halinde çözülür, ocakta ısıtılır ve tamamen eriyene kadar sürekli karıştırılır. Çözeltiyi filtrelemek gerekli değildir. Çözelti, çalışma gününde hazırlanır, çünkü zamanla bir çökelti verir ve yoğunluğu 24 saat sonra düşmeye başlar.Çözelti büyük miktarlarda hazırlanırsa, çalışmadan sonraki günlerde ısıtılır, çökeltiyi karıştırarak. Kurşun nitrat bir ağır metal tuzu olduğu için çözeltinin hazırlanması çeker ocakta gerçekleştirilir.

2. Yoğunluğu 1.3 olan bir amonyum nitrat NH4NO3 (granül veya sıradan amonyum nitrat) çözeltisi, öncekiyle aynı şekilde, ancak 1 litre sıcak su başına 1500 g madde oranında hazırlanır.

3. 1 litre sıcak su başına 1000 g madde oranında 1.38-1.4 yoğunluğa sahip bir sodyum nitrat NaNO3 veya sodyum nitrat çözeltisi hazırlanır.

4. Yoğunluğu 1.4 olan bir sodyum tiyosülfat Na2S2O3×5H2O (sodyum hiposülfit) çözeltisi, 1 litre sıcak su başına 1750 g madde oranında hazırlanır.

5. 1 litre sıcak su başına 920 g madde oranında 1.26-1.28 yoğunluğa sahip bir sodyum sülfat Na2SO4 (epsom tuzu) çözeltisi hazırlanır.

6. 1 litre sıcak su başına 2000 g madde oranında 1.82 yoğunluğa sahip bir çinko klorür ZnCl2 (çinko klorür) çözeltisi hazırlanır. Soğutulmuş çözelti kristalleşmez.

7. Yoğunluğu 1.18-1.2 olan doymuş sodyum klorür NaCl (ortak tuz) çözeltisi. Üzerinde! l. su, tamamen eriyene kadar sürekli karıştırarak, emaye bir kova kaynar suya kısımlar halinde 400-420 g tuz ekleyin. Çözelti soğudukça sodyum klorür kristalleri çöker.

Flotasyon çözeltilerinin özgül ağırlığı, ancak çözelti oda sıcaklığında tamamen soğuduktan sonra bir aerometre ile ölçülür.

Flotasyon yöntemleri, cüce tenya, kırbaç kurdu, kancalı kurt, ascaris ve geniş tenya yumurtalarını tespit etmek için en etkilidir.

Yüzey filmi bir tel halka veya cam sürgü ile çıkarılabilir.

Doymuş bir sodyum klorür çözeltisinde, film 30-40 dakika sonra, bir amonyum nitrat çözeltisinde - çöktükten 10-20-30 dakika sonra incelenebilir.

Filmi bir tel halka ile çıkarırken, en az 8 damla incelenir.

Slaytlar, filmden tel halkalardan daha fazla yumurta çıkarır. Cam, bir pipet ile behere eklenen yüzdürme solüsyonu sıvısı ile temas halinde olmalıdır. Yerleştikten sonra cam çıkarılır, ıslatılan yüzey daha büyük bir camın üzerine yerleştirilir ve mikroskop altında incelenir. Slaytlar kullanılmadan önce yağdan arındırılmalıdır.

Araştırma için şunlara sahip olmalısınız: cam slaytlar, kimyasal kaplar, tel halkalar, küvetler, Petri kapları, pipetler, armutlar, cam veya tahta çubuklar.

Araştırma ilerlemesi. 5 g dışkı, yüzdürme çözeltisi miktarının 10 katı (tercihen 1.38-1.40 özgül ağırlığı olan) ile dökülür, iyice karıştırılır, çözünmeyen büyük partiküller yukarıdan çıkarılır ve süspansiyon 10-15 dakika bekletilir. Film daha sonra ya bir cam slayt üzerinde bir halka ile ya da bir cam slayt ile çıkarılır. Dışkıyı seyreltmek için, 30-50 ml kapasiteli kaplar almak, çözeltiyi kenarlarla aynı hizada (veya 2-3 mm'den az doldurun) dökün ve karışımı bir sürgü ile örtün ve ardından yüzdürme çözeltisini bir su ile ekleyin. slaytla temas edene kadar pipetleyin. 10-20 dakika sonra cam hızla çıkarılır ve üzerinde kalan film kapak camı olmadan mikroskobik olarak taranır.

Çökeltme-sedimantasyon yöntemleri

Sedimantasyon yöntemleri, jeohelmintlerin yumurtalarını, dışkıdaki biyohelmintleri tespit etmek ve opisthorchiasis için özel araştırma yöntemleri olarak kullanılır.

Goryachev-Zolotukhin yöntemi(Goryachev'in basitleştirilmiş yöntemi). Yaklaşık 1.5 g dışkı, 3-4 ml su içinde kimyasal bir bardakta karıştırılır. Elde edilen süspansiyon, içinde bulunan 4-5 ml doymuş sodyum klorür çözeltisinin üzerine dikkatlice katmanlanarak iki kat gazlı bezden bir santrifüj tüpüne süzülür. Test tüpleri 15-20 saat boyunca bir rafa yerleştirilir, bu süre zarfında ağır trematod yumurtaları çöker. Açıkça ayrılmış iki katman alın. Tortu mikroskobik olarak incelenir.

Eter-formalin yöntemi. Tüm bağırsak istilalarını teşhis etmek için ve protozoa ve opisthorchia yumurtaları için özel bir yöntem olarak kullanılır.

Ekipman: 3000 rpm'de santrifüj; santrifüj dereceli tüpler, huniler; metal süzgeç (çay) veya iki katmanlı bandaj; cam slaytlar ve lameller; tahta (veya cam) çubuklar; pamuk, bandaj.

Kimyasal reaktifler: %10 formalin solüsyonu (1 kısım farmasötik formalin solüsyonu ve 4 kısım damıtılmış su); etil eter (tıbbi).

7 ml %10'luk formalin solüsyonu santrifüj tüplerine dökülür ve 1 g dışkı konur (deney tüpündeki solüsyon 8 ml'ye çıkacak kadar dışkı). Dışkılar homojen bir karışım oluşana kadar formalinle karıştırılır ve daha sonra metal bir süzgeçten (veya iki katmanlı gazlı bez, bandaj) başka bir santrifüj tüpüne dökülür (süzgeçte dışkı kalırsa, süzgeç formalinle yıkanmalıdır). Bu santrifüj tüpüne 2 ml eter ekleyin, durdurun ve 30 saniye kuvvetlice çalkalayın.

Karışım bir dakika 3000 rpm'de santrifüjlenir (1500 rpm'de iki dakika mümkündür). Eter-formalinin reaksiyonu nedeniyle, test tüpünün tepesinde bir mantar şeklinde proteinlerin pıhtılaşması meydana gelir ve helmint yumurtaları çöker. Pıhtılaştırıcı tabaka çıkarılır, süpernatant süzülür, çökelti doğrudan test tüpünden veya bir Pasteur pipeti ile bir cam slayta uygulanır, bir lamel ile kapatılır ve mikroskop altında incelenir.

Eter-asetik çökeltme yöntemi. Helmint yumurtalarının eter-asetik çökeltilmesi ilkesi, dışkı örneklerinin %10 sulu asetik asit ve eter çözeltisi ile ardışık olarak işlenmesidir. Asetik asit, dışkı örneğini diğer kimyasal bileşiklerden daha iyi emülsiyon haline getirir. İçeriği yüksek olduğunda araştırmayı engelleyen, santrifüjlemeden sonra çöken, esas olarak liflerden oluşan sindirilmemiş parçacıklara nüfuz eder. Daha sonra eterin tüpe eklenmesi ve karıştırılması, emprenye edilmiş dışkı partikülleri ile birlikte tüpün içeriğinden asetik asidin çıkarılmasına yol açar. Eter ve asetik asit karışımının özgül ağırlığı suyun özgül ağırlığından daha az olduğu için, bu maddelerle muamele edilen dışkı örnekleri yüzer ve özgül ağırlığı büyük olan helmint yumurtaları çöker.

Eter-asetik çökeltmeden sonra elde edilen çökelti miktarı, eter-formalin çökeltmeden sonra elde edilenden 3-4 kat daha azdır. Bu, içindeki helmint yumurtalarının tespitini büyük ölçüde kolaylaştırır ve tortuyu 0,5-1 g'lık bir numune ile bir bütün olarak incelemenize izin verir.Eter-asetik yöntemin toksisitesi 5 kat daha düşüktür.

Araştırma ilerlemesi. Dereceli bir santrifüj tüpüne 7 ml %10'luk asetik asit çözeltisi dökülür ve 1 g dışkı örneği eklenir (yani, asetik asit çözeltisinin 8 ml'ye yükseldiği dışkı miktarı). Bir bardak veya tahta çubukla iyice karıştırın. İki kat gazlı bezle bir huniden süzün ve başka bir santrifüj tüpüne süzün. Emülsata 2 ml etil eter (yani 10 ml'ye kadar) eklenir. Test tüpleri lastik bir tıpa ile kapatılır (penisilin flakonundan mümkündür) ve 15 saniye çalkalanır. Stoper çıkarıldıktan sonra tüpler bir dakika 3000 rpm'de 2 dakika santrifüj edilir. Süpernatant tüpten atılır. Bazı durumlarda, oluşan dışkı tıkacı, süpernatantın boşaltılmasına müdahale eder. Bu durumda mantar, test tüpünün duvarlarından bir cam veya tahta çubukla ayrılır. Bütün çökelti bir cam slayt üzerine pipetlenir ve düşük büyütmede bir lamel altında mikroskoplanır. Çökelti genellikle küçük ve renksizdir. Helmint yumurtaları, özellikle küçük kelebek yumurtaları iyi tespit edilir.

Kimyasal sedimantasyon yöntemi. Çalışmanın prensibi, özgül ağırlığı 1.15 olan bir salin solüsyonunda dışkı örneğinden yumurtaların çökeltilmesine dayanmaktadır. Yöntemin özü, %1'lik bir asetik asit çözeltisi içinde emülsiyon haline getirilmiş bir dışkı tıpasının bir sodyum nitrat çözeltisi (sp. ağırlık 1.16) üzerine katmanlandığı bir test tüpünün doğrudan santrifüjlenmesinde yatmaktadır. Tuzlu çözeltinin yüksek özgül ağırlığı ve kimyasal reaksiyon tarafından salınan, homojenize dışkı tabakasına nüfuz eden kabarcıklar, tortulaşmasını önler. Helmint yumurtaları az miktarda lifle çöker. Tortu, %10 asetik asit ve eter ile muamele edilerek kalan kalıntılardan temizlenebilir. Bu durumda, tanımlamalarını büyük ölçüde kolaylaştıran yalnızca bir helmint yumurtası kalır.

Araştırma ilerlemesi. Özgül ağırlığı 1.15 olan 6 ml sodyum nitrat çözeltisi dereceli bir santrifüj tüpüne dökülür. 7 ml %1 asetik asit solüsyonunu başka bir test tüpüne dökün. Bir dışkı örneği verilir (0,5 g'lık bir numune için 7,5 ml'ye kadar ve 1,0 g'lık bir numune için 8 ml'ye kadar). Numuneyi bir cam çubukla iyice karıştırın. Bir kat gazlı bezle bir huniden süzün, bir sodyum nitrat çözeltisi üzerine katmanlayın. Katmanlı süzüntü içeren tüp, 1500-2000 rpm'de 5 dakika santrifüjlenir. Tüpü hızla ters çevirerek süpernatantı atın. Çökeltili bir test tüpüne 3-4 ml %10'luk asetik asit çözeltisi ve 0,5 ml eter ekleyin, lastik bir tıpa ile kapatın ve çalkalayın. 1 dakika boyunca santrifüjlemeyi tekrarlayın. Süpernatantı atın. Çökelti bir cam slayta aktarılır, bir lamel ile kapatılır ve mikroskop altında incelenir.

SAFRA, DUODENAL İÇERİĞİ, Balgam, KAN, İDRAR VE KASLARIN HELMİNTOLOJİK ÇALIŞMALARI

Oniki parmak bağırsağı içeriğinde ve safrada helmintlerin yumurta ve larvalarının tespiti. Safra ve duodenum içeriğinin incelenmesi, karaciğer ve safra kesesi (opisthorchiasis, klonorchiasis, dikroceliasis) ve duodenum (strongyloidiasis) helmintiyazlarından şüphelenilerek gerçekleştirilir.

Araştırma ilerlemesi. Duodenal içerikler ve safra (A, B, C bölümleri) sondalama kullanılarak olağan şekilde elde edilir. B kısmı için, bir prob aracılığıyla %33'lük bir magnezyum sülfat çözeltisi verilerek safra kesesi refleksinin elde edilmesi önerilir. İncelenen sıvıdan içinde yüzen pullar seçilir ve mikroskop altında incelenir ve ardından eşit miktarda sülfürik eter ile karıştırılır. Karışım iyice çalkalanır ve santrifüjlenir. Süpernatant atılır ve tüm çökelti bir mikroskop altında incelenir.

Püy ve mukus yokluğunda safra ve duodenal içerikler eter ile karıştırılmadan santrifüj edilir.

Balgam muayenesi. Helmintolojik uygulamada, paragonimiasisin laboratuvar teşhisi amacıyla balgam muayenesi yapılır. Bazen şistozom yumurtaları, ascaris larvaları, ekinokokal mesanenin elemanları tespit edilir.

Mikroskop altında incelenen bir cam slayt üzerinde balgamdan doğal bir yayma hazırlanır.

Balgamda bol miktarda irin içeriği ile, % 0,5'lik bir kostik soda veya kostik potasyum çözeltisi ile karıştırılır, 5 dakika çalkalanır ve santrifüjlenir. Tortu mikroskobik olarak incelenir.

Kan çalışması. Bir hastanın filaryaz olduğundan şüpheleniliyorsa kan incelenir.

Bazı filaryaz türleri (bir alt-periyodik suşun neden olduğu loaosis, wuchereriosis), larvaların (mikrofilarya) sadece gün boyunca periferik kanda ve bazılarında (brugiasis, periyodik bir suşun neden olduğu wuchereriosis) olması nedeniyle - sadece sırasıyla geceleri, şu anda analiz için kan alın.

Kan alma tekniği, müstahzarların hazırlanması (ince smear ve kalın damla), boyamaları (Romanovsky'ye göre) ve çalışma, sıtmanın laboratuvar teşhisindekilere benzer.

Farklı türlerin mikrofilaryaları uzunluk, genişlik, vücut eğriliği, bir başlığın varlığı veya yokluğu, kaudal ucun şekli, nükleer maddenin vücuttaki yeri ve larvaların kaudal bölgesi ile ayırt edilir.

Araştırma ilerlemesi. İdrar en az 30 dakika çökeltilir, daha sonra üst tabaka süzülür, 10-15 ml tortu bırakılır, bu da santrifüj tüplerine dökülür ve 1-2 dakika santrifüjlenir. Süpernatantın boşaltılmasından sonra, çökelti bir cam slayta aktarılır ve mikroskop altında incelenir.

KAS BİYOPTİ ÇALIŞMASI

trikinoskopi yöntemi. Hastanın kaslarının biyopsi örneklerinin incelenmesi ihtiyacı, trikinozdan şüphelenildiğinde ortaya çıkar.

Genel kurallara göre biyopsi yapılır. Deltoid kas genellikle biyopsi yapılır. Patoanatomik inceleme sırasında, Trichinella larvalarından en yoğun şekilde etkilendikleri için diyafram, yemek borusu, dil, çiğneme ve interkostal kaslar, ekstremite fleksörleri, göz küresi kaslarının biyopsisini yapmak mümkündür.

Laboratuvarda biyopsi alınan bir kas parçası çok küçük parçalara bölünür (mikrotom), iki cam arasına yerleştirilir, kas lifleri ezilir ve mikroskop altında incelenir. Şu anda, özel mikroskoplar, trichinelloskoplar bu amaç için yaygın olarak kullanılmaktadır.

Trichinosis durumunda, kas lifleri boyunca yapılan trikinoskopi, keskin bir şekilde belirgin oval şekilli (limon benzeri) trichinosis kapsüllerini ortaya çıkarır. İnsan kapsüllerinin ortalama boyutu 0,4 x 0,26 mm'dir. Kapsül, kural olarak, spiral olarak 2.5 dönüşe katlanmış bir trichinella içerir. Yüksek bir istila yoğunluğu ile bir kapsül 2 veya 3 larva içerebilir. Kapsülün bitişiğindeki kas lifleri enine çizgilerini kaybederek homojen bir görünüm alır.

Aynı şekilde enfeksiyona neden olan et veya et ürünleri de incelenir.

Kas Sindirim Yöntemi. Yöntem daha etkilidir.

Araştırma ilerlemesi. İncelenen kaslar ince kıyılır ve 1:15-20 oranında yapay mide suyu ile doldurulur. Elde edilen karışım 12-16 saat süreyle 37°C'de bir termostata yerleştirilir.Bu süreden sonra tortu mikroskopta tutulur, burada sindirilmiş kas liflerinin kalıntıları arasında serbest Trichinella larvaları bulunur.

Yapay mide suyu eczaneden satın alınabilir veya laboratuvarda hazırlanabilir. Bunu yapmak için, 1 litre damıtılmış suya 10 ml konsantre hidroklorik asit ekleyin; kullanımdan önce 1 litre seyreltilmiş aside 30 g pepsin eklenir.

KANTİTATİF ARAŞTIRMA YÖNTEMLERİ

Kantitatif araştırma yöntemleri, istila yoğunluğunun belirlenmesinde, çeşitli antelmintik ilaçların etkinliğinin değerlendirilmesinde, solucanların yok edilmesinin kalitesinin belirlenmesinde, devam eden toplu terapötik ve önleyici tedbirlerin izlenmesinde vb. kullanılır.

Helmint yumurtalarının kantitatif tayini iki yöntemle gerçekleştirilir: Stoll yöntemi ve Krasilnikov ve Volkova'nın (1974) yöntemi.

durak yöntemi. Çalışmayı yürütmek için bir mikroskop, 56 ve 60 ml işaretli bir cam şişe, bir ölçüm silindiri, cam boncuklar, şişe için bir lastik tıpa, dereceli pipetler, cam slaytlar ve% 0,4 sodyum hidroksit çözeltisine sahip olmalısınız.

Araştırma ilerlemesi. Desinormal sodyum hidroksit çözeltisini (yaklaşık %0.4 konsantrasyon) bir ölçüm silindiri ile 56 ml işaretine kadar şişeye dökün ve sıvı seviyesi 60 ml'ye (yani 4 ml dışkı) ulaşana kadar dışkı ekleyin. Karışım 1 dakika boyunca cam boncuklarla iyice çalkalanır, kap lastik bir tıpa ile kapatılır (bir çubukla da karıştırabilirsiniz). Çalkalandıktan hemen sonra, karışımdan 0.075 ml dereceli bir pipetle (0.005 ml dışkı içerir) toplanır, bir cam lam üzerine aktarılır ve müstahzardaki yumurta sayısı mikroskop altında sayılır. 1 gr dışkıdaki yumurta sayısını belirlemek için bulunan sayı 200 ile çarpılır.

Tedaviden önce ve sonra hastada bulunan müstahzardaki yumurta sayısının karşılaştırılması, solucan kovucunun etkinliğini değerlendirmemize izin verir.

Stoll'un yöntemi basittir, patojenleri sistematik olarak hastanın bağırsaklarına yumurta salgılayan tüm helmintiyazlarda karşılaştırılabilir sonuçlar verir. Bununla birlikte, yöntemin dezavantajı, özellikle düşük invazyon yoğunluğunda, nispeten düşük duyarlılığıdır.

Krasilnikov-Volkova yöntemi. Bu yöntem incelenirken en az 1 g dışkı bir cam şişe veya büyük bir deney tüpü içinde %1 Lotus solüsyonu (veya %1,5 Ekstra solüsyon) ile 1:10 oranında karıştırılır. Süspansiyon homojen bir süspansiyon oluşana kadar iyice çalkalanır, daha sonra 0,1 ml süspansiyon (0,01 g dışkıya eşdeğer) dereceli bir pipetle hızla toplanır ve bir cam slayta aktarılır. Preparasyon, %50 sulu bir gliserol solüsyonunda en az bir gün yaşlandırılmış bir kapak camı veya selofan plaka (20 x 30 mm) ile kaplanmıştır.

Tüm hazırlıktaki yumurta sayısını sayın. 1 g dışkıdaki yumurta sayısını hesaplamak için elde edilen sayı 100 ile çarpılmalıdır.

Bu yöntemin Stoll yöntemine göre bir takım avantajları vardır. İlk olarak, daha hassastır ve düşük derecede istila ile helmintlerin tespit edilmesini sağlar. İkincisi, toplu incelemeler için çok uygundur, çünkü helmint yumurtaları için koruyucu olan deterjan çözeltileri, oldukça taze olmayan materyaller üzerinde çalışmalar yapmayı mümkün kılar. Ancak bunun için bir ön koşul, dışkının doğrudan deterjan çözeltisine toplanmasıdır.

Nicel araştırma için, yüzen yumurta ilkesine dayalı olarak açıklanan birleşik nitel yöntemlerden herhangi biri kullanılabilir. Ancak bu durumda analiz için aynı miktarda dışkı, aynı hacimde yüzdürme çözeltisi alınmalıdır. 1 g dışkıdaki yumurta sayısı bilinerek istila derecesinin hesaplanması aşağıdaki tabloya göre yapılabilir.

Helmint yumurtalarının sayısına bağlı olarak istila yoğunluğu

1 g dışkıda

SEROLOJİK TEŞHİS

Kan serumunda spesifik antikorların saptanmasına dayanan bu yöntemler tanı ve tarama amaçlı kullanılmaktadır.

Serolojik yöntemler şunları içerir:

Halka çökelme reaksiyonu (RCP) (trikinoz, sistiserkoz);

Soğukta test tüplerinde halka çökelme reaksiyonu (trikinoz, sistiserkoz);

Canlı larvalarda mikro çökeltme reaksiyonu (trikinoz, askariazis);

Dolaylı hemaglütinasyonun (RIHA) reaksiyonu (trikinoz, ekinokokkoz, alveokokkoz, sistiserkoz, vb.);

Lateks aglütinasyon reaksiyonu (RAL) (ekinokokkoz, alveokokoz, trikinoz, teniarinhoz, vb.);

Kompleman fiksasyon reaksiyonu (RCC) (trikinoz, ekinokokkoz, sistiserkoz);

Enzim etiketli antikorların (REMA) reaksiyonu (ekinokokkoz, onkoserkiyaz, şistozomiyaz, trikinoz, toksokariyaz);

ELISA (trikinoz, opisthorchiasis, toksokariyaz, toksoplazmoz, vb.).

Serolojik reaksiyonları kurmak için standart antijenler üretilir veya bağımsız olarak hazırlanırlar (örneğin koyunların ekinokokal mesanelerinden), ELISA için özel test sistemleri üretilir.

Enterobiasis, teniarinhoz, teniasis için özel araştırma yöntemleri

Perianal kıvrımlardan kazıma. Perianal kıvrımlardan kazıma elde etmek için tahta bir spatula, selofan şerit, selüloz kağıt veya bant, özel yapışkan tabakalı göz çubukları kullanabilirsiniz:

a) % 1 gliserin çözeltisi (veya % 0,5 kabartma tozu çözeltisi) ile nemlendirilmiş tahta bir spatula (bir spatula düzleştirilmiş bir kibrit veya çubuktur) ile kazıma, tüm çevresindeki perianal kıvrımların yüzeyinden hafif kazıma ile gerçekleştirilir. anüsün çevresi. Elde edilen kazıma, spatulanın ucundan lamel kenarı ile %50 gliserol solüsyonu içinde bir cam lam üzerine aktarılır, aynı lamel ile kaplanır ve mikroskoplanır. Yöntemin dezavantajı yumurtaların tespit edilememesi ve tahriş edici etkisinin olmaması;

b) Torgushin yöntemine göre, % 50 gliserin çözeltisi ile nemlendirilmiş tahta veya başka bir spatula üzerinde pamuklu çubukla bir yıkama yapılır ve bir damla gliserin içinde bir cam slayt üzerinde bir leke hazırlanır;

c) Kevorkova yöntemine göre, bir santrifüj tüpüne yaklaşık 5 ml kaynamış su dökülür, içine pamuklu çubuklu bir spatula (çubuk) yerleştirilir. Malzemeyi almadan önce, çubuk test tüpünün iç duvarına hafifçe sıkılır, perianal kıvrımlar bununla silinir ve çubukla birlikte spatula test tüpüne yerleştirilir. Test tüpündeki tampon iyice çalkalanır, yıkama 3 dakika santrifüj edilir ve oluşan çökelti mikroskop altında incelenir;

d) Graham'a göre yapışkan bantla kazıma. Bir parça yapışkan bant (çocukların yaratıcılığı için yapışkan bir tabakaya sahip şeffaf bir polietilen bant, ancak LPO-1, LPO-2 işletim filmi kullanmak daha iyidir) 8-10 cm uzunluğunda yapışkan bir tabaka ile perianal kıvrımlara yapıştırılır derinin, uçlarından tutarak ve daha sonra yapışkan bir tabaka aşağı gelecek şekilde konu camına aktarılır (camın kenarlarını aşan bandın uçları kesilir), gözlükler numaralandırılır ve hastanın verileri ve bardak sayısı günlüğe kaydedilir. Laboratuarda, bant uzun bir mesafe boyunca bir ucundan soyulur, altına 1-2 damla vazelin yağı veya gliserin damlatılır (optik kusurları gidermek için) ve mikroskopta tutulur;

e) yüzeyi özel bir yapışkan bileşim ile kaplanmış cam çubuklarla kazıma. Göz çubukları özel bir tripoda yerleştirilmiştir. Spatulanın düz kısmı perianal açıklığın derisine temas ettirilerek materyal alınır. Daha sonra çubuk, nakliye için tekrar bir tripoda sabitlenir. Mikroskopi, düşük büyütmede (mercek x 10, objektif x 8) kasetlerde ön sabitleme ile her iki tarafta (slaytlar ve lameller olmadan) doğrudan spatula üzerinde gerçekleştirilir. Çalışmanın sonunda çubuklar sabunlu bir solüsyonda kaynatılarak dezenfekte edilir ve tripod ve kasetler alkol ile muamele edilir ve sabunlu soda solüsyonu ile yıkanır. Tutkal bileşimi: cleol - 10 gr, hint yağı - 2.5 gr, etil eter - 5 gr, etil alkol %96 - 2.5 gr.

Spatulalar bir tutkal çözeltisine batırılır, daha sonra oda sıcaklığında havada kurutulur. Yüzeyde oluşan yapışkan film birkaç gün kalır.

Yöntem, enterobiyoz için çocuk popülasyonunun ve teniidozlar için yetişkin popülasyonun toplu muayenesi için uygundur.

Teniarhynchosis ve teniasis için kazıma yöntemine ek olarak, anket yöntemi ve yukarıda açıklanan makroskopik yöntem (segmentler tespit edildiğinde) de kullanılır.

Strongyloidiasis için özel araştırma yöntemleri

Eter-asetik yöntem yumurtaları saptamak için (yukarıya bakın) ve Berman yöntemi dışkıdaki larvaları saptamak için kullanılır.

Berman yöntemi. Bir müshil aldıktan sonra taze dışkıyı inceleyin. 5 g'lık bir dışkı numunesi, bir tripoda sabitlenmiş bir cam huninin içine metal bir elek üzerine (ağ iki kat gazlı bezle kaplanmıştır) yerleştirilir. Huninin (Berman'ın aparatı) alt ucuna kelepçeli bir lastik tüp konur.

Dışkı ile ağ kaldırılır ve huninin içine 40-50 °C'ye ısıtılmış su dökülür, böylece ağın alt kısmı suya daldırılır ve dışkı tamamen su ile kaplanır. 2-4 saat sonra kauçuk tüp üzerindeki klemp hızla açılır ve sıvı santrifüj tüpüne iner. Santrifüj işleminden sonra (1-2 dakika) sıvının üst kısmı hızla boşaltılır ve 1 ml miktarındaki çökelti, bir cam lam üzerine ince bir tabaka halinde ve mikroskobun düşük büyütmesi altında mikroskobik olarak uygulanır.

IMP ve TM yöntemi. Ceviz büyüklüğünde bir parça dışkı kimyasal bir behere konur, 40 °C'lik ılık tuzlu su ile dökülür, böylece dışkı bir solüsyonla kaplanır, 20 dakika bekletilir. 20 dakika sonra sıvı bir Petri kabına döküldü ve MBS binoküler mikroskobu altında görüntülendi.

Strongyloidiasis teşhisi için, özellikle tedavinin etkinliğini izlemek için, Berman yönteminin duodenal içerik çalışmasıyla birleştirilmesi önerilir.

Nematodoz için özel araştırma yöntemleri

nematozlar

askariazis

Anamnezde bahçecilik, bahçecilik tutumuna dikkat çekilir. Çiğ sebze yemek, bu sebzelerden yapılan salatalar.

Askariazisin erken evresinin klinik belirtileri vücuttaki alerjik değişikliklerden kaynaklanmaktadır. Askariazisin erken veya göçmen larva evresi genellikle vücut sıcaklığı 38 ° ve üzeri olan ateş varlığında, akciğer hasarı semptom kompleksi ve şiddetli kan eozinofili varlığında ortaya çıkar. Çoğu durumda çocuklarda hastalığın ilk belirtileri halsizlik, halsizlik, tekrarlayan baş ağrıları, terleme ve bazen de kas ve eklem ağrılarıdır. Genellikle şiddetli veya orta derecede kaşıntılı bol ürtiker tipi döküntü vardır. Erken fazın teşhisi, akciğerlerde uçucu eozinofilik Leffler infiltratlarının varlığı için röntgen çalışmaları ile doğrulanır. Taze balgam yaymalarında sıklıkla eozinofilik hücreler, kırmızı kan hücreleri, Charcot-Leiden kristalleri ve ascaris larvaları görülür.

Askariazisin bağırsak hayali aşamasında, gastrointestinal ve astenik sendromlardan, enterokolit ağrı semptomlarından tezahürlerin bir kombinasyonu vardır. Çocuklarda, genellikle ağırlıkta, bazen oldukça önemli bir azalma olur. Mide bulantısı, artan tükürük salgısı, sinirlilik, gecikmiş psikomotor gelişim, zeka azalması.

Bağırsak st laboratuvar teşhisi için

En basit 4 sınıfa ayrılır:

Kistlendiğinde, mikroorganizma yuvarlak bir şekil alır ve koruyucu bir kabukla kaplanır. Bir kist şeklinde, protozoa olumsuz çevresel faktörlere karşı daha az duyarlı hale gelir.

Araştırma şunları içerebilir:

Not:Pek çok teşhis çeşidi vardır, klinik laboratuvar pratiğinde en yaygın olanları ele alacağız.

Özel teşhis türleri

Her özel durumda, laboratuvar asistanı belirli bir patojen bulmakla görevlendirilir, bazen diğerleri ana ile birlikte bulunur.

Bu mikroorganizmanın insan bağırsağında yaşayabilen 6 türü vardır. Sadece vejetatif ve kist şeklinde ortaya çıkan dizanteri amipi klinik öneme sahiptir.

Ek olarak, immünolojik yöntemler kullanılır:

• dolaylı immünofloresan;
• dolaylı aglutinasyon (PHA);
• radyal immünodifüzyon.

Not: serolojik yöntemler bilgi vermez ve yalnızca şüpheli durumlarda ana yöntemlere ek olarak kullanılır.

Siliyer teşhisi (siliatlar)

Bu cinsin mikroorganizmalarının patojenik formu balantidiadır. Bu, balantidiyaza neden olan bir mikroptur - kalın bağırsağın ülseratif bir sürecinin eşlik ettiği bir hastalık. Etken ajan, bitkisel bir form ve bir kist şeklinde doğal bir yaymada bulunur. Smear materyali (dışkı ve mukus) sigmoidoskopi muayenesi sırasında alınır ve özel besiyerlerine ekilir.

Flagellatların teşhisi (leishmania, giardia, tripanozomlar, trikomonadlar)

Leishmania, tripanosoma, giardia, trichomonads insanlar için tehlikelidir.

Leishmania- Kan yaymalarında, kemik iliği materyallerinde, deri sızıntılarından sıyrıklarda leishmaniasis'e neden olan mikroplar incelenir. Bazı durumlarda Leishmania tanısında besleyici besiyerlerine ekim yapılır.

tripanozomlar- Uyku hastalığına neden olan ajanlar (Amerikan / Afrika tripanosomiasisi veya Chagas hastalığı).

Afrika varyantı, periferik kan çalışmasında ilk dönemde belirlenir. Hastalığın ilerlemesi sırasında patolojik mikroplar, lenf düğümlerinin delinme materyalinde, ileri aşamalarda - beyin omurilik sıvısında bulunur.

Chagas hastalığından şüphelenilmesi durumunda tripanozomları teşhis etmek için test materyali düşük büyütmede mikroskop altında incelenir. Bu durumda, lekeler ve kalın bir damla önceden lekelenir.

Trikomonas(bağırsak, ağız), etkilenen mukoza zarlarından alınan malzemelerin mikroskopisi ile tespit edilir.

Sporozoanların tanımlanması (malaryal plasmodium, koksidoza neden olan ajan, vb.)

İnsanlar için en yaygın ve tehlikeli tür, patojenin 4 ana çeşidine sahip olan malaryal plazmodyumdur: üç günlük sıtmaya, dört günlük sıtmaya, tropikal sıtmaya ve oval sıtmaya neden olan ajan.

Plasmodium'un (sporogony) cinsel gelişimi Anopheles sivrisineklerinde gerçekleşir. Aseksüel (doku ve eritrosit şizogonisi) - karaciğer dokusunda ve insan eritrositlerinde. Sıtma plazmodyumu teşhisi konulurken yaşam döngüsünün bu özellikleri dikkate alınmalıdır.

Böylece, yeni hasta bir hastanın kanında sporogonyum döngüsünün germ hücreleri bulunabilir. Ancak sıtma ataklarının zirvesinde, kanda çok sayıda şizont görülür.

Ayrıca, sıtma ateşinin farklı aşamalarında, çeşitli plazmodyum biçimleri ortaya çıkar:

• üşüme döneminde kan, bir tür şizont olan merozoitlerle doldurulur;
• sıcaklığın yüksekliğinde halka şeklindeki trofozoitler eritrositlerde birikir;
• sıcaklıktaki düşüş, amoeboid trofozoitlerin baskınlığı ile karakterize edilir;
• normal durum dönemlerinde, kan yetişkin şizont formları içerir.

Sıtmaya neden olan ajanın (sıtma plazmodyum) incelenmesi, bir yaymada ve kalın bir damlada gerçekleştirilir.

Not:smear ve kalın kan damlaları çalışmasında sıtma teşhisi bazen hatalıdır. Bazı durumlarda kan trombositleri yanlışlıkla sıtma patojeni olarak sınıflandırılabilir. Ayrıca, lökosit parçaları ve diğer hücreler bazen plazmodyumu simüle eder.

Protozoa için temel araştırma yöntemleri

Protozoanın varlığı için en yaygın araştırma yöntemlerine kısaca bir göz atalım.

Doğal yayma ve Lugol solüsyonu ile boyanmış yayma (dışkıda) kullanılarak protozoa teşhisi

İlaç, izotonik bir çözelti içinde bir dışkı emülsiyonundan hazırlanır. Bir cam slayta iki damla sodyum klorür ve Lugol çözeltisi uygulanır. Test malzemesi her iki bileşime tahta bir çubukla eklenir ve camla kaplandıktan sonra mikroskobun farklı çözünürlüklerinde izlenir.

Belirli işaretlere göre, bulunan protozoalar kayıtlıdır. Doğruluk için bir malzemeden 2-3 preparat hazırlanır. Şüpheli durumlarda, analiz 2-3 hafta boyunca birkaç kez tekrarlanır.

Yöntem vejetatif ve kistik formları tespit edebilir:

• lamblia;
• balantidia;
• dizanteri amip.

Patojenik formlarla birlikte patojen olmayan protozoalar da belirlenir. Sağlıklı taşıyıcılar ayrıca luminal ve kistik formlara sahiptir.

Önemli:Yanlışlık ve hatalardan kaçınmak için araştırmalar tekrar tekrar yapılmalıdır.

Doğal ve lekeli bir smear yöntemiyle protozoa teşhisinin sonucu, patojen formunun (yarı saydam, kist, doku) bir tanımını içermelidir.

Araştırma gereksinimleri:

• analiz için alınan materyal (sıvı dışkı), dışkılamadan en geç 30 dakika sonra incelenir;
• oluşan dışkı, dışkılamadan sonraki 2 saat içinde teşhis edilmelidir;
• malzeme yabancı maddeler (dezenfektanlar, su, idrar) içermemelidir;
• malzeme ile çalışmak için sadece tahta çubuklar kullanılır, mukusun kayması nedeniyle cam olanlar uygun değildir;
• Çubuklar kullanımdan hemen sonra yakılmalıdır.

Protozoa tanısında konservasyon yöntemi (dışkı muayenesi)

Çalışma, protozoanın bir koruyucu ile sabitlenmesiyle gerçekleştirilir. Bu yöntemin öncekinden farkı, koruyucuların ilacı uzun süre saklamanıza izin vermesidir.

Kullanılan koruyucular:

• Höyük. Koruyucu maddeler içerir: 0,7 ml sodyum klorür, 5 ml formalin, 12,5 ml %96 alkol, 2 gr fenol ve 100 ml damıtılmış su. Renklendirme bileşimi: %0.01 tionin çözeltisi (masmavi).
• Safarliev'in çözümü. Bileşim: 1.65 gr çinko sülfat, 10 ml formalin, 2.5 gr kristal fenol, 5 ml asetik asit, 0.2 gr metilen mavisi, 100 ml su. Bu koruyucu, malzemenin bir aydan fazla saklanması gereken durumlarda kullanılır.

Boş şişeler bir koruyucu ile doldurulur, malzeme 3: 1 oranlarında içlerine aktarılır, daha sonra gerekirse bir boya eklenir. Sonuçların değerlendirilmesi 2-3 ilaç çalışmasında gerçekleştirilir.

Formalin-eter zenginleştirme yöntemi (dışkıda protozoa varlığı için analiz)

Bu tanı yöntemi, protozoon kistlerini ayırmanıza ve konsantre etmenize olanak tanır. Analiz için aşağıdaki bileşenler gereklidir: formalin (10 mi), 0.85 g izotonik çözelti, damıtılmış su, sülfürik eter, Lugol çözeltisi.

Listelenen sıvılarla bir biyomateryal karışımı karıştırılır ve santrifüjlenir. Tüpün dibinde elde edilen çökelti Lugol solüsyonu ile boyanır ve kist ve vejetatif formların varlığı açısından incelenir.

Leishmania tespit yöntemi (kemik iliği yayması)

Leishmaniasis teşhisi için reaktifler kullanılır: Romanovsky'ye göre Nikiforov (sülfürik eter ve etil alkol), fosfat tamponu, Azur-eozin karışımı.

Kemik iliği maddesi özel bir hazırlıktan sonra çok dikkatli bir şekilde bir cam lam üzerine yerleştirilir. Daldırma sistemli bir mikroskop kullanılır.

Hastalığın akut döneminde, punktatta çok sayıda Leishmania bulunur.

Not:bazen kan hücreleri tedavi edilen leishmania'ya benzeyebilir, bu nedenle laboratuvar teknisyeninin dikkatli olması ve bağımsız olarak çalışmak için yeterli deneyime sahip olması çok önemlidir.

Deri sızıntısından bir yaymada leishmania'yı tespit etme yöntemi

Gerekli reaktifler önceki teste benzer.

Test materyali mevcut tüberkül veya ülseratif içeriklerden elde edilir. Leishmaniasis şüphesi ile kazıma, kansız neşter ile çok dikkatli bir şekilde yapılır. Daha sonra cam üzerine hazırlık yapılır. Elde edilen sonuçların doğruluğu için birkaç hazırlık aynı anda incelenir.

Test materyalinde bulunan makrofajlar, fibroblastlar ve lenfoid hücreler arasında bir hastalık varlığında da Leishmania belirlenir.

Patolojik dokuları kazıyarak elde edilen saf bir Leishmania kültürünü izole etme yöntemi

Bu teşhis yöntemi ile en basit doku kazımaları, Leishmania'nın aktif olarak çoğaldığı özel bir besin ortamına yerleştirilir.

Bir kazıma almadan önce, cilt dikkatlice alkolle muamele edilir, daha sonra tüberkülde bir kesi yapılır, alttan içeriği çıkarılır ve ortamla birlikte bir test tüpüne yerleştirilir. Malzeme birkaç kez alınır, ardından farklı test tüplerine yerleştirilir. Ardından 22-24 derece sıcaklıktaki bir termostatta ekim yapılır. Sonuçlar mikroskop altında değerlendirilir. Bu yöntem, diğer, daha ucuz ve daha hızlı protozoa teşhis yöntemleri etkisiz olduğunda kullanılır.

Bir video incelemesini izleyerek, protozoon varlığına yönelik testlerin pratikte bir damla kanla nasıl çözüldüğünü görebilirsiniz:

Lotin Alexander, tıbbi köşe yazarı

Dışkı iki şekilde incelenir:

1. Makroskopik - helmintleri, kafalarını, parçalarını, strobili artıklarını bulun. Küçük dışkı parçaları düz bir banyoda veya Petri kabında suyla karıştırılır ve gerekirse bir büyüteç kullanılarak karanlık bir arka plana karşı iyi ışıkta görüntülenir. Tüm şüpheli oluşumlar cımbızla başka bir bardak suya veya bir damla seyreltilmiş gliserin içinde bir cam slayta aktarılır.

Yöntem ile sahiplenmek dışkının incelenen kısmı bir cam silindir içinde su ile karıştırılır, çökeltildikten sonra üst su tabakası boşaltılır. Bu birkaç kez tekrarlanır. Sıvı şeffaf hale geldiğinde boşaltılır ve tortu bir Petri kabında görülür.

2. Mikroskobik - helmintlerin yumurtalarını ve larvalarını tespit etmek için. Birçok araştırma yöntemi vardır.

bir). yerli leke - en yaygın ve teknik olarak mevcut araştırma yöntemi. Tüm helmintlerin yumurtalarını ve larvalarını bulabilirsiniz. Bununla birlikte, az sayıda yumurta ile her zaman bulunmazlar. Bu nedenle zenginleştirme yöntemi kullanılmaktadır.

bir). Fülleborg yöntemi - bu, doymuş bir NaCl çözeltisinde (1.2 - yoğunluk; 1 litre su başına 400 g NaCl; %40 NaCl çözeltisi) helmintiyazis yumurtalarının ortaya çıkmasına dayanan bir zenginleştirme yöntemidir. Yöntem, doğal yaymaya göre daha etkilidir. 2-5 g dışkı cam kavanozlara konur ve NaCl çözeltisi ile doldurulur, karıştırılır ve 45 dakika sonra oluşan film metal bir halka ile çıkarılır, bir cam slayt üzerine bir damla gliserin yerleştirilir. Mikroskop altında inceleyin. Yöntemin dezavantajı, çeşitli helmintlerin yumurtalarının gecikmeli ortaya çıkmasıdır, cüce tenya - 15-20 dakika sonra, yuvarlak kurt - 1.5 saat, kırbaç kurdu - 2-3 saat.

2) Kalantaryan Yöntemi - ayrıca bir zenginleştirme yöntemidir, ancak doymuş bir NaNO3 (1.38 yoğunluk) çözeltisi kullanılır. Yumurtaların çoğu yüzer, tortunun incelenmesi gerekmez. Dezavantajı, yumurtaların uzun süre çözelti içinde tutulmasıdır, bu da bazı yumurtaların şişmeye başlamasına ve dibe çökmesine, yüzey filminden kaybolmasına neden olur.

3. Goryachev'in yöntemi - yumurta biriktirme ilkesine dayalı, küçük trematod yumurtalarının tespiti. Çözelti olarak doymuş bir NaCl çözeltisi kullanılır ve üstüne 3-4 ml dışkı çözeltisi dikkatlice katmanlanır. 15-20 saat sonra trematod yumurtaları dibe çöker. Sıvı boşaltılır, bir cam slayt üzerinde ve bir mikroskop altında tortu.

4. Shulman büküm yöntemi – dışkıdaki helmint larvalarını tespit etmek için. Sadece taze izole edilmiş dışkıyı inceleyin. Bir cam kavanoza 2-3 g konur ve 5 katı kadar su dökülür, bir çubukla hızlıca karıştırılır, kavanozun duvarlarına dokunmadan - 20-30 dakika, daha sonra çubuk hızla çıkarılır ve bir damla damla sonunda sıvı bir cam slayta aktarılır ve mikroskopta tutulur.

5. Berman yöntemi - helmint larvalarının sıcaklığa doğru göç etme yeteneğine dayanır ve onları dışkıda tanımlamaya hizmet eder.

6. Harada ve Mori Yöntemi (larva yetiştirme yöntemi) ve ankilostomiyazis testi için önerilir. Yöntem, sıcakta ve nemli filtrelenmiş kağıtta, kancalı kurt yumurtalarının kolayca tespit edilebilen filariform larvalara dönüşmesi gerçeğine dayanmaktadır. 15 g dışkı, süzülmüş kağıt şeridinin ortasına uygulanır, dışkılı kağıt bir kavanoza yerleştirilir, böylece alt ucu suya batırılır ve üst ucu bir mantar ile sabitlenir. Kavanoz 5-6 gün 28 0C'de termostatta tutulur. Filariform larvalar bu süre içinde gelişir ve suya iner. Sıvı bir büyüteç altında incelenir. Tespit edilmesi zorsa, larvalar 60 0'a ısıtılarak öldürüldükten sonra sıvı santrifüj edilir. Laboratuvar teknisyeni eldiven giymelidir.

7. Enterobiasis için yöntemler - kıl kurdu yumurtalarının ve sığır tenyasının tanımlanması.

a) perianal kıvrımlardan kazıma - tahta bir çubuğa sıkıca sarılmış ve %50 gliserin solüsyonu ile nemlendirilmiş bir pamuklu çubukla. Laboratuarda, çubuk 1-2 damla% 50 sulu gliserol çözeltisi ile yıkanır.

b) yapışkan akar yöntemi (Graham yöntemi)

Yapışkan bant perianal kıvrımlara uygulanır, ardından cam slayta yapışkan bir tabaka ile uygulanır ve mikroskopta tutulur.

C) Göz çubukları yardımıyla kazıma (Rabinovich'in yöntemi). Perianal sıyrıklar için en geniş kısmı kıl kurdu yumurtalarının tutulmasını sağlayan özel bir yapıştırıcı ile kaplanmış cam göz çubukları kullanılır.

Kan, safra, balgam ve kasların incelenmesi

Kan mikroskobu - filariae larvaları tespit edilir.

Balgam muayenesi - paraganim yumurtaları, yuvarlak kurt larvaları, necator, Strongyloid, ekinokokal mesanenin elementleri.

Kasların muayenesi - trikinozdan şüpheleniliyorsa, hastanın veya cesedin kasları ile kişinin enfeksiyonuna neden olduğu iddia edilen et incelenir. Trikinoskopi amacıyla kas küçük parçalar halinde kesilir ve kompresörlere yerleştirilir, bunlar kasları ezen iki geniş, kalın camdır ve Trichinella larvaları kapsüller şeklinde bulunur - sıkıştırma yöntemi.

Sindirim yöntemi - kaslar yapay mide suyu (hidroklorik asit çözeltisi ve pepsin) ile dökülür. Kaslar sindirilir ve larvalar kolayca tanımlanır. İstila yoğunluğunun belirlenmesi: 1 g kas dokusu başına 200'e kadar larva sayısı - orta derecede istila yoğunluğu; 500'e kadar - yoğun; 500'den fazla - süper yoğun istila.

serolojik yöntemler

Bölüm III. Helmintiyazların teşhisi ve helmintolojik araştırma yöntemleri

Tıbbi yardım arayan tüm hastaları ve özellikle gastrointestinal sistem, sinir sistemi ve anemi fenomeni şikayetleri ile bir çocuk doktoruna, dahiliyeciye ve nöropatoloğa başvuran hastalarda helmintiyazis muayenesi yapılmalıdır. Doktor her zaman laboratuvar araştırma yöntemlerini uygulayamıyorsa, poliklinikte veya hastanede yardım sağlayan her sağlık çalışanı, hastadan helmint salınımı hakkında hastayla görüşmek zorundadır.

İlgili bölümlerde verilen klinik endikasyonlar varsa, helmintiyazları incelemek için laboratuvar yöntemleri kullanılarak tanı açıklığa kavuşturulmalıdır.

Bağırsak helmintiyazlarının baskınlığı ile bağlantılı olarak, dışkı çalışması en büyük pratik öneme sahiptir.

Helmintiyazlar için dışkı çalışması için yöntemler

Dışkılar laboratuvara temiz cam kaplarda (farklı yerlerden alınan yaklaşık dörtte bir fincan dışkı bir porsiyonda) teslim edilir; Rutin bir muayene sırasında, kibrit kutuları veya popüler baskılar içinde laboratuvara dışkı teslimine izin verilir.

Deworming'i kontrol etmek için, bir antihelmintik ve müshil (büyük kapalı cam kavanozlarda, kovalarda) aldıktan sonra toplanan dışkı kısmının tamamı (bir doktor tarafından reçete edildiği gibi) verilir.

Bağırsak helmintiyazlarının tanısında temel olan dışkının mikroskobik incelemesidir; büyük sestodlar, kıl kurdu, yuvarlak kurtlar vb. segmentlerini tespit etmek için her zaman dışkının genel bir makroskopik incelemesinden önce yapılmalıdır.

Dışkılar taze veya konserve (%5 formalin solüsyonunda) olmalıdır, çünkü kurutma yumurtaların yapısını önemli ölçüde değiştirir. Ek olarak, dışkı dururken, bazı helmintlerin (örneğin kancalı kurtların) yumurtaları hızla gelişir ve bu da teşhisi zorlaştırır.

SSCB Sağlık Bakanlığı'nın talimatlarına göre, dışkıyı Fülleborn yöntemi ve doğal bir yayma kullanarak eşzamanlı olarak incelemek gerekir.

yerli leke

Doğal yayma: Bir kibrit, bir cam veya tahta çubukla alınan küçük bir dışkı parçası (bezelye büyüklüğünde), verilen kısmın farklı yerlerinden bir cam slayt üzerinde bir damla %50 gliserol çözeltisi içinde dikkatlice ezilir veya tuzlu suda veya suda. Bir lamel ile örtün, ikincisine hafifçe bastırın (bir diseksiyon iğnesi ile). Smear ince, şeffaf ve üniform olmalıdır. Sadece ilacı zenginleştiren diğer yöntemlere ek olarak kullanılır. En az iki hazırlık incelenmelidir.

Helmint larvalarını (yumurtalarının yanı sıra) tespit etmek için, doğal bir yayma şu şekilde yapılır (Shulman'a göre): 2-3 g dışkı, bir cam çubukla beş kez bir emülsiyona "bükülerek" iyice karıştırılır. saf su veya tuzlu su miktarı. Karıştırma sırasında, larvalar cam çubukta birikir, bu nedenle, karıştırmanın bitiminden hemen sonra, emülsiyonun bir damlası bir cam çubukla hızla bir cam lam üzerine aktarılır, bir lamel ile kaplanır ve incelenir. S. D. Lyubchenko (1936), özellikle ascaris yumurtaları ile ilgili olarak, büküm yönteminin yayma yönteminden daha etkili olduğunu kanıtlamıştır. S. D. Lyubchenko'nun çalışmasına dayanarak, yayma yönteminin büküm yöntemiyle değiştirilmesinin uygun olduğunu düşünüyoruz.

Fülleborn yöntemi

Fülleborn yöntemi: Farklı yerlerden alınan 5-10 g dışkı, 50-100 ml kapasiteli bir kavanoza konur ve doymuş bir sodyum klorür çözeltisi içinde bir cam veya tahta çubukla iyice ezilir (bu tuzun 400 g'ı çözülür). 1 litre su içinde, kaynama noktasına kadar ısıtılır ve bir pamuk yünü veya gazlı bez tabakasından süzülür; çözelti soğuk olarak kullanılır: özgül ağırlık 1.2). Çözelti, homojen bir süspansiyon elde edilene kadar yavaş yavaş dökülür ve dökülen çözeltinin toplam miktarı, dışkı miktarının yaklaşık 20 katı olmalıdır. Fülleborn, dışkıyı karıştırmak için çay bardaklarının kullanılmasını tavsiye etti, ancak süspansiyonu 50-100 ml merhem kavanozlarında, her analiz için iki kavanoz (veya 100 ml'lik kaplarda) kullanarak hazırlamak daha uygundur.

Süspansiyonun hazırlanmasından hemen sonra, bir spatula, metal bir kepçe veya bir parça temiz kağıt, yüzeye yüzen büyük parçacıklar (bitki oluşumları, sindirilmemiş gıda kalıntıları vb.) ile yüzeyden çıkarılır, ardından karışım 1-1.5 saat beklemeye bırakılır. Bu süreden sonra, tüm film, dik açıyla bükülmüş, çapı 1 cm'den fazla olmayan bir tel veya platin halkaya (düz) dokunarak karışımın yüzeyinden çıkarılır; Film bir cam slayt üzerinde çalkalanır ve bir lamel ile kaplanır. Her lamel (18x18 mm) altına 3-4 damla koyun. Toplamda en az 4 müstahzar hazırlanmalıdır (her müstahzar için bir lamel). Döngü ateşte kalsine edilir ve her analizden sonra su ile yıkanır.

Fülleborn yöntemine göre tüm nematodların yumurtaları (döllenmemiş yuvarlak kurt yumurtaları hariç) ve cüce tenya yumurtaları hızlı ve kolay bir şekilde tespit edilir.

Berman yöntemi, helmint larvaları (strongyloidiasis ile) için dışkıyı incelemek için kullanılır. Bu yöntem şu şekildedir: Metal bir ızgara üzerine 5 gr dışkı (bu amaç için bir süt süzgeci uygundur) tripoda bağlı bir cam huni üzerine yerleştirilir. Huninin alt ucuna kelepçeli bir lastik boru konur.

Dışkılı ağ kaldırılır ve yaklaşık 50 ° 'ye ısıtılan su, huniye dökülür, böylece dışkı ile ağın alt kısmı suya batırılır. Larvalar aktif olarak suya hareket eder ve kauçuk tüpün alt kısmında birikir. 2-4 saat sonra klemp açılır ve sıvı bir veya iki santrifüj tüpüne indirilir.

1-2 dakika santrifüj edildikten sonra sıvının üst kısmı hızla boşaltılır ve çökelti cam lamlar üzerine damlalar halinde uygulanarak lameller altında incelenir veya 2-3 büyük lamlara ince bir tabaka halinde dağıtılır ve lamelsiz olarak incelenir.

Berman yöntemi, toprağı kancalı kurt larvalarının varlığı açısından incelemek için de kullanılır.

durak yöntemi

Stoll yöntemi, invazyon yoğunluğunu belirlemek için kullanılır. 56 cm3 işaretine kadar özel bir cam şişeye desinormal bir sodyum hidroksit çözeltisi dökülür ve ardından sıvı seviyesi 60 cm3'e, yani 4 cm3'e ulaşana kadar dışkı eklenir. Cam boncuklarla çalkalandıktan sonra, karışımdan 0.075 ml incelenmek üzere alınır ve bir veya iki sıradan lamel altında incelenir. Ortaya çıkan miktar, 1 cm3 dışkıda bulunan yumurta sayısını elde etmek için 200 ile çarpılır.

Duodenal içeriğin incelenmesi

Sondalama ile olağan şekilde elde edilen duodenal sıvı ve kistik safra (ve kistik safra ve safra kesesinden gelen bir refleksten sonra), eşit hacimde etil eter ile iyice karıştırılır; karışım santrifüjlenir, ardından çökelti mikroskop altında incelenir. Tortuya ek olarak, sıvı içinde yüzen ve helmint yumurtaları içerebilecek pullar da mikroskobik incelemeye tabi tutulmalıdır. Mide suyu ve kusmuk helmintlerinin yumurtalarını incelerken aynı tekniği kullanabilirsiniz.

Karaciğer, safra kesesi (opisthorchiasis, fascioliasis, dikroceliasis) ve duodenum (strongyloidiasis) helmintik hastalıklarından şüpheleniliyorsa, duodenum suyu ve mide içeriğinin incelenmesi yapılmalıdır.

balgam muayenesi

Balgam bir cam plakaya sürülür, başka bir cam plaka ile sıkıca kapatılır ve açık ve siyah bir arka plan üzerinde çıplak gözle ve ayrıca iletilen ışıkta bir büyüteç altında incelenir. Ayrı balgam parçaları (“paslı” birikimler, doku artıkları vb.) ince bir tabaka halinde bir cam lam üzerine uygulanır, bir lamel ile sıkıca kapatılır ve düşük ve yüksek büyütmeli mikroskopta incelenir.

a) Deri, deri altı doku veya kasların sistiserkoz tanısı için önce ilgili dokunun aseptik olarak kesilmiş bir parçası çıplak gözle incelenir. Çıplak gözle görülebilen bir kesecik - bir sisticercus (fotoğraf A); uzunluğu 6-20 mm, genişliği 5-10 mm'dir. Sistiserkustan şüphelenilen bir kabarcık bulunduğunda, iki cam slayt arasında ezilir ve mikroskop altında incelenir. Cysticercus (Cistycercus cellulosae), dört emici ve bir kanca halesi olan bir skoleksin varlığı ile belirlenir (fotoğraf B).

Bir fotoğraf. A - dışa dönük skoleksli sisticerci; B - Domuz tenyasının başı.

b) Trichinosis'i teşhis etmek için, aseptik olarak kesilmiş bir kas parçası (biseps veya gastroknemius), diseksiyon iğneleri kullanılarak %50 gliserol solüsyonunda en ince liflere dikkatlice ezilir. Ezilmiş kaslar iki cam slayt arasına sıkıştırılır ve karanlık bir görüş alanında mikroskopta düşük büyütmede incelenir. Trichinosis için kasların muayenesinin, hastalığın 8. gününden daha erken yapılmaması önerilir. Trichinella larvaları kaslarda kıvrılmış bir konumdadır: limon şeklindeki kapsüller içinde bulunurlar.

Bir fotoğraf. A - Kaslardaki Trichinella larvaları; B - Kalsifiye Trichinella kapsülleri.

floroskopi

Çoğu zaman, ekinokokoz ve daha az sıklıkla sistiserkoz teşhisi için floroskopi kullanılır. Cysticerci, floroskopide ancak kalsifikasyondan sonra bulunur (uzun süreli hastalık durumlarında). Son yıllarda, hem erken larva evresinde hem de kısmen bağırsak evresinde askariazisi teşhis etmek için floroskopi de kullanılmıştır.

Akciğerlerdeki ascaris larvalarının (ve kancalı kurtların) göçü sırasında, kararsız, bazen çoklu inflamatuar odaklar tespit edilir; aynı zamanda kanda önemli eozinofili görülür.

Cinsel olarak olgun yuvarlak kurtlar, etkilenen bireylerin bağırsaklarının floroskopisinde açıkça görülebilir. Bu yöntem, karmaşıklığına ve hantallığına rağmen, negatif skatolojik analizi olan vakalarda askariazis teşhisi için ek bir yöntem olarak kullanılmalıdır. E. S. Geselevich'e göre, floroskopi ile tanımlanan askariazisi olan 180 hastadan dışkıda 54 ascaris yumurtası bulunamadı (bkz.).

7.7. Helmintlerin yumurta ve larvalarının canlılığını belirleme yöntemleri

Helmint yumurtalarının canlılığı, görünümleri, hayati boyalarla boyanması, optimal koşullar altında yetiştirme ve biyolojik bir numune oluşturma ile belirlenir.

7.7.1. Helmintlerin yumurtalarının veya larvalarının canlılığının görünüşe göre belirlenmesi

Helmint yumurtaları önce düşük büyütmede, sonra yüksek büyütmede mikroskopta tutulur. Deforme olmuş ve ölü helmint yumurtalarında, kabuk yırtılmış veya içe doğru bükülmüş, plazma bulanık, gevşemiş. Bölünmüş yumurtalarda, bölünme topları (blastomerler) boyut olarak eşit değildir, şekil olarak düzensizdir ve çoğu zaman bir kutba kaydırılır. Bazen, dış deformasyonları olan normal şekilde gelişen anormal yumurtalar vardır. Yuvarlak solucanların canlı larvalarında, ince tanecikler vücudun sadece orta kısmında bulunur, öldükçe vücuda yayılır, "inci dizileri" olarak adlandırılan büyük parlak hiyalin vakuolleri ortaya çıkar.

Olgun ascarid, kamçı, kıl kurdu yumurtalarının canlılığını belirlemek için, larvaların aktif hareketlerine müstahzarın hafifçe ısıtılması (37 ° C'yi aşmayan bir sıcaklığa) neden olmalıdır. Yumurta kabuğundan izole edildikten sonra ascaris ve kamçı larvalarının canlılığını gözlemlemek, preparasyonun kapak camına bir diseksiyon iğnesi veya cımbızla bastırarak daha uygundur.

Ascaridlerin istilacı larvalarında, genellikle baş ucunda pul pul dökülen bir başlık görülür ve yumurtada gelişimini tamamlamış kırbaç kurtlarının larvalarında, bu yerde yüksek büyütmede bir stilet bulunur. Helmintlerin ölü larvaları, konumlarından bağımsız olarak (yumurtada veya dışında), vücudun çürümesine dikkat eder. Bu durumda larvanın iç yapısı topaklı veya taneli hale gelir ve vücut bulanık ve opak hale gelir. Vakuoller vücutta bulunur ve kütikülde kırılmalar bulunur.

Teniid onkosferlerin (sığır, domuz tenyası vb.) canlılığı, sindirim enzimlerine maruz kaldıklarında embriyoların hareketi ile belirlenir. Yumurtalar, köpek mide suyu veya yapay oniki parmak bağırsağı suyu bulunan bir saat camına yerleştirilir. İkincisinin bileşimi: pankreatin - 0,5 gr, sodyum bikarbonat - 0,09 gr, damıtılmış su - 5 ml. Yumurtalı saat camları 36 - 38 °C'de 4 saat termostata yerleştirilir. Bu durumda canlı embriyolar zarlardan salınır. Canlı onkosferlerin kabukları ayrıca 38 °C'de bir termostatta 6-8 saat sonra asitlendirilmiş pepsin ve alkali tripsin çözeltisi içinde çözülür.

Teniid yumurtalar, 36 - 38 °C'de %1'lik sodyum sülfür veya %20'lik sodyum hipoklorit çözeltisine veya %1'lik klorlu su çözeltisine konulursa, olgun ve canlı embriyolar kabuklarından salınır ve 1 gün boyunca değiştirin. Olgunlaşmamış ve ölü onkosferler büzülür veya şişer ve çarpıcı biçimde genişler ve ardından 10 dakika ila 2 saat içinde "çözünür". Teniidlerin canlı embriyoları ayrıca 36 - 38 ° C'de% 1 sodyum klorür çözeltisi,% 0,5 sodyum bikarbonat çözeltisi ve safra karışımı içinde aktif olarak hareket eder.

Bitkilerden ve su kütlelerinin diğer nesnelerinden toplanan fasciolia adolescariae'nin canlılığı, ısıtma aşamalı bir mikroskop altında tuzlu su içinde bir cam slayt üzerinde incelenerek kontrol edilir. Isıtıldığında kist içindeki trematod larvaları hareket etmeye başlar.

Pigme tenya yumurtalarının canlılığını belirlemek için, Ionina N.S. yöntemi en basitidir: canlı yumurtalarda, medyan embriyonik kanca çifti ya yanal olanlara paraleldir ya da ikincisi daha az tabanda bir açı oluşturur. medyan ile 45 ° 'den fazla. Ölü yumurtalarda, yan çiftler tabanda 45 ° 'den fazla bir medyan çifti ile bir açı oluşturur veya kancalar rastgele dağılır (eşli düzenlemeleri kaybolur); bazen embriyonun buruşması, tanecik oluşumu vardır. Daha doğru bir yöntem, sıcaklıktaki keskin bir değişiklik sırasında onkosfer hareketlerinin görünümüne dayanır: 5 - 10 ° ila 38 - 40 ° C.

Olgunlaşmamış nematod yumurtalarının canlılığının belirlenmesi, nemli bir odada (Petri kapları), ascaris yumurtalarını 24 - 30 ° C sıcaklıkta izotonik bir sodyum klorür çözeltisinde hazırlanan% 3'lük bir formalin çözeltisine, kırbaç yumurtası 3'e yerleştirerek çalışılmalıdır. 30 - 35 ° C sıcaklıkta % hidroklorik asit çözeltisi; 37 °C'de izotonik sodyum klorür solüsyonunda kıl kurdu yumurtaları. Petri kapları daha iyi havalandırma için haftada 1-2 kez açılmalı ve filtre kağıdı tekrar temiz su ile nemlendirilmelidir.

Helmint yumurtalarının gelişiminin gözlemleri haftada en az 2 kez yapılır. 2-3 ay içinde gelişme belirtilerinin olmaması, canlılıklarının olmadığını gösterir. Helmint yumurtalarının gelişiminin belirtileri ilk önce kırma aşamaları, yumurta içeriğinin ayrı blastomerlere bölünmesidir. İlk günlerde, ikinci aşamaya geçen 16'ya kadar blastomer gelişir - morula, vb.

Kancalı kurt yumurtaları, tıpa ile kapatılmış bir cam silindirde (50 cm yüksekliğinde ve 7 cm çapında) kültürlenir. Eşit hacimlerde steril kum, odun kömürü ve kancalı kurt yumurtaları ile yarı sıvı kıvama gelene kadar suyla seyreltilmiş dışkı karışımı bir cam tüp kullanılarak dikkatlice silindirin dibine dökülür. 25 - 30 ° C sıcaklıkta karanlıkta 1 - 2 gün boyunca yerleşme sırasında, rabditoid larvalar yumurtalardan çıkar ve 5 - 7 gün sonra zaten filariform hale gelirler: larvalar silindirin duvarlarında sürünürler, burada çıplak gözle bile görülebilir.

Opisthorchis, diphyllobothriids, fasciols ve diğerleri gibi suda doğal olarak gelişen trematod yumurtaları bir saat camına, bir Petri kabına veya başka bir kaba yerleştirilir ve küçük bir sıradan su tabakası dökülür. Fasciola yumurtaları yetiştirilirken, karanlıkta daha hızlı geliştikleri, canlı yumurtalarda ise 9-12 gün sonra 22-24 °C sıcaklıkta miracidium oluştuğu dikkate alınmalıdır. Gelişmekte olan trematod yumurtalarının mikroskopisi ile miracidium hareketleri açıkça görülebilir. Fasciola miracidium sadece ışıkta yumurta kabuğundan çıkar.

Fulleborn yöntemi. Kancalı kurt ve Strongylid larvaları, hayvansal kömür içeren bir Petri kabında agar üzerinde yetiştirilir. 5 - 6 saat 25 - 30 °C sıcaklıktaki bir termostatta tutulduktan sonra larvalar agarın üzerine yayılarak geride bakteri yolu bırakır.

Harada ve Mori Yöntemi. Bir rafa yerleştirilen test tüplerine 7 ml distile su eklenir. 0,5 g dışkıyı tahta bir çubukla alın ve filtre kağıdına (15 x 150 mm) sol kenardan 5 cm uzağa sürün (laboratuar masasının yüzeyini korumak için bu işlem bir kağıt yaprağına yapılır). Daha sonra smear içeren şerit, smear içermeyen sol uç tüpün dibine ulaşacak şekilde tüpe yerleştirilir. Üst ucu bir parça selofan ile örtün ve elastik bir bantla sıkıca sarın. Test tüpüne numarayı, konunun adını yazın. Bu durumda test tüpleri 8-10 gün 28 °C sıcaklıkta saklanır. Larvaları incelemek için selofan kapağını çıkarın ve çıkarın ve cımbızla bir filtre kağıdı şeridi çıkarın. Bu durumda dikkatli olunmalıdır, çünkü az sayıda enfektif larva filtre kağıdının üst ucuna veya test tüpünün duvarına hareket edebilir ve selofan yüzeyinin altına nüfuz edebilir.

Tüpler, 15 dakika süreyle 50°C'de bir sıcak su banyosuna yerleştirilir, ardından içerikler çalkalanır ve hızlı bir şekilde 15 ml'lik bir larva çökeltme tüpüne dökülür. Santrifüjden sonra süpernatant uzaklaştırılır ve çökelti bir cam slayta aktarılır, bir lamel ile kapatılır ve düşük büyütme altında mikroskopta incelenir.

Filariform larvaların ayırıcı tanısı için Tablo 3'teki verilerin kullanılması gerekmektedir.

Tablo 3

A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, trICHOStrONGYLUS SP.

Larva	Boyutlar	Karakteristik özellikler
A. oniki parmak bağırsağı	Gövde uzunluğu yaklaşık 660 mikron, kapak - 720 nm	Başlığın çizgilenmesi daha az belirgindir, ağız çıkıntısı daha az fark edilir, vücudun ön ucu (ancak kapak değil) kördür, bağırsak tüpünün çapı yemek borusu ampulünden daha küçüktür, kaudal ucu kördür
N. amerikalı	Vücut uzunluğu yaklaşık 590 μm, kapak - 660 nm	Kılıf belirgin şekilde çizgilidir, özellikle vücudun kaudal kısmında, ağız çıkıntısı karanlık görünür, vücudun ön ucu (kıl değil) bir tavuk yumurtasının dar ucu gibi yuvarlaktır, bağırsağın ön kısmı tüp özofagus ampulü gibi bir çaptadır, kaudal uç keskin bir şekilde sivridir
S. stercoralis	Vücut uzunluğu yaklaşık 500 µm	Larva kılıfsız, yemek borusu vücudun yaklaşık yarısı kadardır, kuyruk künt veya dallıdır.
Trichostrongylus sp.	Vücut uzunluğu yaklaşık 750 mikron	Bağırsak lümeni düz değil, zikzak, kaudal ucu yuvarlak ve düğme şeklinde

7.7.2. Helmintlerin yumurtalarını ve larvalarını boyama yöntemleri

Çoğu durumda ölü dokular renkleri canlılardan daha hızlı algılar. Bu özellikler, helmintlerin yumurta ve larvalarının canlılığını belirlemek için helmintolojide kullanılır. Ancak bazı durumlarda bazı boyalar canlı dokular tarafından ölü olanlardan daha iyi algılanır.

Canlı ve ölü yumurta ve larvaların ayırıcı tayini için aşağıdaki boyalar ve yöntemler kullanılmaktadır.

Metilen mavisi lökobaz genellikle canlı ve ölü dokuları boyamak için kullanılır. Canlı bir hücre veya doku metilen mavisini renksiz bir lökobaza indirger, ölü doku bu yeteneğe sahip değildir ve dolayısıyla bir renk alır.

Yumurtanın durumu için kriter embriyonun boyanmasıdır, ancak kabuğun değil. Bu yetenek yumurta ölümünün koşulları ile ilgilidir. Ölü yumurtanın içindeki lifli kabuğun yarı geçirgen özelliğini kaybetmediği durumlarda boya geçirmeyecek, dolayısıyla ölü embriyo lekelenmeyecektir. Renkli bir embriyo her zaman yumurtanın ölümünü gösterir.

Ascaris yumurtalarını renklendirmek için, kostik alkali içeren bir laktik asit çözeltisinde metilen mavisi kullanabilirsiniz (metilen mavisi 0,05 g, kostik soda 0,5 g, laktik asit - 15 mi). Canlı yumurtalar renk algılamazlar; ölü yumurtaların embriyoları maviye döner. Ascaris larvaları 1:10.000'lik bir konsantrasyonda temel bir parlak-kresil mavi boya çözeltisi ile aşağıdaki gibi boyanır: bir cam slayta ascaris yumurtalı bir sıvı damlası ve bir damla temel boya çözeltisi uygulanır. Preparat, bir diseksiyon iğnesi ile hafifçe vurularak cam slayta sıkıca bastırılan bir lamel ile kaplanır. Mikroskop altında, yumurtadan çıkan larvaların sayısı ve boyanma dereceleri gözlenir; daha sonra aynı ilaç 2-3 saat sonra tekrar gözden geçirilir. Sadece 2 saat lekelenmeyen deforme olmamış larvalar canlı kabul edilir. Ölü larvalar ya yumurtadan çıkmaz ya da kabuk kırıldığında (kısmen veya tamamen) lekelenir.

Kuşların askaridia yumurtalarının canlılığını belirlerken, müstahzarları% 5 alkol iyot çözeltisi ile boyamak mümkündür. İlaca uygulandığında, ölü ascarid yumurtalarının embriyoları 1 - 3 saniye. turuncuya boyanmıştır.

Opisthorchis'in ölü yumurtaları ve sığır tenyasının onkosferleri, bir toluidin mavisi (1:1000) çözeltisi ile boyanır ve sığır tenyasının ölü onkosferleri, parlak-kresil mavisi (1:10000) çözeltisi ile lekelenir. Aynı zamanda hem ölü hem de canlı yumurtaların embriyoları ve kabukları renk kazanır. Bu nedenle, boyamadan sonra yumurtalar ve onkosferler saf suda yıkanır ve ayrıca safranin ile (1:10.000 alkol, 10°C'lik bir seyreltmede) boyanır. Alkol, boyayı kabuklardan uzaklaştırır ve safranin kırmızıya boyanır. Sonuç olarak, canlı yumurtalar kırmızıya döner; ölü embriyolu yumurtalar - mavi renkte ve kabuk kırmızı kalır. Sığır tenyasının onkosferlerinin ölü embriyoları, birkaç dakika içinde hızlı bir şekilde, safranin ile parlak kırmızı veya pembe veya 1:4000 seyreltmede parlak-kresil mavisi ile mavi veya 1:1000 - 1 seyreltmede indigo karmin ile boyanır. :2000. Canlı embriyolar 2-7 saat sonra bile bu renklerin etkisi altında değişmezler.

Pigme tenya yumurtalarının canlılığını belirlemek için aşağıdaki boyaların kullanılması önerilir:

1. Parlak kreasil mavisi (1:8000) - 1 saat sonra, ölü yumurtaların onkosferi özellikle parlak bir şekilde boyanır, bu da yumurtanın geri kalanının soluk veya renksiz arka planına karşı keskin bir şekilde göze çarpar.

2. Safranin (1:8000 2 saat ve 1:5000 3 ila 5 saat).

3. 1:2 seyreltmede %50 pirogallik asit çözeltisi - 29 - 30 °C sıcaklıkta 1 saat maruz kaldığında (sıcaklık ne kadar düşükse, boyama işlemi o kadar uzun sürer).

7.7.3. Helmintlerin yumurta ve larvalarının incelenmesi için ışıldayan yöntem

Floresan mikroskopi, canlı ve ölü nesneleri yumurtaya zarar vermeden ayırt etmeyi mümkün kılar. Floresan için ultraviyole ışınları değil, geleneksel mikroskop ve cam slaytlarla görünür ışığın mavi-mor kısmı kullanılır; OI-18 aydınlatıcıya özel bir renk filtresi seti eklenir.

Yuvarlak kurtlar, kıl kurtları, cüce tenyalar, sığır tenyaları, tenyalar ve diğer helmintlerin canlı ve ölü yumurtaları farklı şekilde ışıldar. Bu fenomen, hem boya kullanılmadan birincil lüminesans sırasında hem de florokromlarla (akridin portakalı, korifosfin, primulin, auroline, berlerin sülfat, tripaflavin, rivanol, kinakrin, vb.) boyandığında gözlenir.

Boyanmamış, canlı, bölünmemiş yuvarlak kurt yumurtaları, sarımsı bir renk tonu ile parlak yeşil renkte parlar; ölü yumurtalarda kabuk, koyu yeşil embriyonik kısımdan çok daha parlak yeşil ışık yayar; larvalı yuvarlak kurt yumurtalarında sadece kabuk görünür, ölülerde ise hem kabuk hem de larva parlak sarıdır.

Kıl kurdu ve cüce tenyaların pigmentsiz ve segmentsiz canlı yumurtaları yeşilimsi sarı bir ışık yayar; ölü yumurtalarda kabuk koyu yeşil embriyonik kütlenin arka planına karşı yoğun bir şekilde parlar.

İkincil ışıldamayla (30 dakikadan 2 saate kadar 1:10000 ve 1:50000 seyreltmede akridin turuncusu boyanırken), canlı ve ölü nematodların, trematodların ve sestodların kabuğu farklı şekilde parlar.

Ascarid, toxocar, pinworms, pigme tenyalar, sıçan tenyaları, boğa tenyaları, tenyaların canlı ve ölü yumurtalarının kabuğu turuncu-kırmızıya döner. Ascaris, toxascaris, sıçan tenyası, geniş tenya ve sığır tenyasının canlı yumurtalarının embriyoları, donuk koyu yeşil veya gri-yeşil renkte ışıldar. Bu helmintlerin yumurtalarının ölü embriyoları, "yanan" bir turuncu-kırmızı renk yayar. Canlı kıl kurdu larvaları ve toksokarlar (yumurta kabukları) donuk gri-yeşil bir ışık yayarlar, öldüklerinde renk baş ucundan "yanan" bir açık yeşile, ardından sarı, turuncu ve son olarak da parlak turuncuya dönüşür.

Florokromlarla boyandığında - coryphosphyllum, primulin, ölü ascarid yumurtaları ve kamçı kurtları leylak sarısından bakır kırmızısına kadar bir parıltı gösterir. Canlı yumurtalar ışıldamaz, ancak koyu yeşile döner.

Trematodların (Paragonimus ve Clonorchis) canlı yumurtaları, akridin turuncusu ile boyandıktan sonra ışıldamaz ve ölü yumurtalardan sarımsı-yeşil bir renk gelir.

Helmint larvalarının canlılığını belirlemek için lüminesans yöntemi de kullanılabilir. Bu nedenle, akridin portakalı (1:2000) Strongylate larvaları çözeltisi ile florokromlanmış, rhabdita parıltısı: canlı - yeşil (renk tonu ile), ölü - parlak turuncu ışık.

Kabuktan çıkan canlı miracidiumlar, zar zor farkedilen açık sarı bir kirpik korolası ile loş mavimsi bir ışık yayar, ancak ölümden 10-15 dakika sonra parlak "yanan" açık yeşil ve ardından turuncu-kırmızı ışık olarak görünürler.

7.7.4. biyolojik tahlil yöntemi

Örneğin, ascaris yumurtalarının (ascaris domuzları, insanlar, toksokara, toxascaris, vb.) hayvan başına (kobay, fare) canlılığını belirlemek için, gelişmiş bir larvaya sahip en az 100 - 300 yumurtaya ihtiyaç vardır. İzotonik sodyum klorür çözeltisi içindeki Ascaris yumurtaları, bir fare veya kobayın ağzından pipetle alınır. 6-7 gün sonra hayvan kesilir, açılır ve karaciğeri ve akciğerleri ascaris larvalarının varlığı açısından ayrı ayrı incelenir. Bunun için karaciğer ve akciğerler makasla küçük parçalara ayrılır ve Berman veya Supryaga yöntemine göre incelenir (bölüm 6.1.2).

Hayvanlara canlı istilacı yumurtalar bulaşmışsa, otopside karaciğer ve akciğerlerde göçmen ascaris larvaları bulunur.

Enfeksiyon durumunda, tavşanlarda 2 ay sonra, kobaylarda - 50 gün sonra, farelerde - 35-40 gün sonra laboratuvar hayvanlarının dışkısında fasciola yumurtaları tespit edilebilir.

Daha hızlı yanıt için 20-30 gün sonra laboratuvar hayvanları açılır ve genç fasciollerin varlığı için karaciğer incelenir.

Pigme tenya yumurtalarının canlılığını belirlemek için, daha önce enfekte olmamış beyaz farelere beslenmeleri, ardından 92-96 saat sonra hayvanların otopsisi ve bağırsak villusunda sistiserkoidlerin veya bağırsak lümeninde sestodların saptanması tavsiye edilir.

Opisthorchis yumurtalarının canlılığını belirlemek için, miracidium kuluçka bezinin fizikokimyasal aktivasyonuna ve yumurtanın açılmasına yol açan larva motor aktivitesinin uyarılmasına dayanan bir yöntem önerilir (Alman S.M., Beer S.A., 1984). kapak ve deneysel koşullarda miracidium'un aktif salınımı.

Opisthorchis yumurtalarının suda süspansiyonu 10 - 12 ° C'ye önceden soğutulur (sonraki tüm işlemler 19 - 20 ° C oda sıcaklığında gerçekleştirilir). Bir santrifüj tüpüne 100-150 yumurta içeren 1 damla süspansiyon eklenir. Test tüpü 5-10 dakika boyunca bir tripoda yerleştirilir. Bu süre zarfında tüm yumurtaların dibe batması için zaman vardır. Daha sonra bir şerit filtre kağıdı ile fazla su dikkatlice emilir ve test tüpüne 2 damla özel bir ortam eklenir. Ortam, 0.005 M Tris-HCl tamponu içinde hazırlanır; Tampona %12-13 etanol solüsyonu ve boya (macenta, safranin, eozin, metilen mavisi vb.) eklenir. Test tüpü çalkalanır, içeriği bir pipet ile bir cam slayta aktarılır ve hafifçe çalkalanarak 10 dakika bekletilir. Ardından belirtilen ortamdan 2 damla ekleyin. Preparasyon, 20x büyütmede geleneksel bir ışık mikroskobu altında mikroskopi için hazırdır.

Bu süre zarfında, canlı larvaların kapağı açılır ve miracidium aktif olarak belirtilen ortama girer. İçerisinde etanol bulunduğundan 2-5 dakika sonra immobilize edilir ve ardından boya ile boyanır. Mikroskopla kolayca tespit edilebilir ve sayılabilirler.