Badanie mikroskopowe kału. Diagnostyka przyżyciowa robaczycy

Metody bezpośrednie: wykrycie samych pasożytów, ich fragmentów, jaj, larw w kale, moczu, wydzielinie dwunastnicy, plwocinie, śluzie nosowym i pochwowym, zawartości przestrzeni podpaznokciowych, fragmentach tkanki z biopsji.

Podczas diagnozowania nie można zidentyfikować za pomocą jednej metody jaj lub larw wszystkich rodzajów robaków żyjących w ludzkim układzie pokarmowym. Tak więc przy zastosowaniu metody flotacji jaja przywry, aw niektórych przypadkach niezapłodnione jaja glist nie unoszą się w błonie powierzchniowej (ze względu na duży ciężar właściwy). W kale bardzo rzadko można znaleźć jaja owsików, onkosfery teniidów, które są wykrywane specjalnymi metodami badawczymi: skrobanie z fałdów okołoodbytniczych dla owsików i teniidów, metody sedymentacji dla przywr (jaja opistorch itp.). Dlatego w celu ukierunkowanego zbadania pacjenta pod kątem robaczycy lekarz na skierowaniu powinien wskazać, na które robaki należy zwrócić szczególną uwagę (diagnoza), co pozwoli asystentowi laboratoryjnemu dobrać odpowiednią technikę identyfikacji tego typu robaków. Kał pobrany z różnych miejsc kału w ilości co najmniej 50 gramów (łyżeczka) w czystym szklanym naczyniu należy przesłać do laboratorium nie później niż jeden dzień po wypróżnieniu i zbadać w dniu odbioru.

Jeśli konieczne jest zatrzymanie kału do następnego dnia, umieszcza się go w zimnym miejscu (0-4 ° C) lub wypełnia jednym z konserwantów.

Przed badaniem kał miesza się kijem, aby jaja robaków były równomiernie rozłożone w całkowitej masie.

Jeśli w preparacie zostaną znalezione jakiekolwiek jaja robaków, przeglądanie nie jest przerywane, ponieważ. może być podwójna lub potrójna inwazja.

Monitorowanie skuteczności leczenia robaczycy odbywa się poprzez badanie kału pod kątem jaj robaków w 2-3 tygodnie lub 2-3 miesiące po leczeniu, w zależności od wykrytego robaka.

Metody makroskopowe służą do wykrywania gołym okiem lub ręczną lupą całych dojrzałych płciowo robaków lub ich fragmentów w kale.

Często na powierzchni kału po wypróżnieniu widać aktywnie pełzające owsiki; wydalany z kałem glisty; czasami sami ludzie zauważają wyładowanie robaków. U pacjentów z diphyllobothriasis mogą wyróżniać się fragmenty strobila tasiemca (w postaci „makaronów”), a u zarażonych teniidami (tasiemiec wieprzowy lub bydlęcy) odcinki robaków (w postaci „białych kawałków” ) często opuszczają kał (w postaci „białych nacięć”) lub aktywnie wypełzają z odbytu.

Metoda makroskopowa jest główną metodą diagnostyki różnicowej teniadozy i teniarhynchosis (w połączeniu z badaniem).

Spośród specjalnych metod makroskopowych stosuje się metodę sekwencyjnego mycia kału.

Kał miesza się z wodą w celu uzyskania jednorodnej zawiesiny, po czym przy dobrym oświetleniu jest dokładnie badany w oddzielnych małych porcjach w czarnych kuwetach fotograficznych lub na ciemnym tle na szalkach Petriego. Za pomocą pęsety lub igły preparacyjnej wszystkie podejrzane białe cząstki, duże formacje podejrzane o fragmenty robaków są usuwane i badane pod lupą między dwoma szklanymi szkiełkami. Małe robaki lub głowy tasiemców bada się pod lupą w kropli gliceryny lub pod mikroskopem.

Stosując tę ​​metodę do diagnozy segmentów wieprzowych, bydlęcych tasiemca, szerokiego tasiemca, umyte segmenty umieszcza się między dwiema szklankami i patrząc na światło pod lupą lub małym powiększeniem mikroskopu określa się gatunek za pomocą budowa macicy (w dojrzałym segmencie tasiemca wieprzowego 8-12 gałęzi bocznych, a u byka 18-32, częściej 28-32, u szerokiego tasiemca segmenty są szersze, a macica w środek w formie „rozety”). Jeśli macica jest słabo widoczna, można ją najpierw trzymać przez pewien czas w 50% roztworze gliceryny, po czym wyraźnie widoczne są nawet opuszczone pnie macicy.

Określając te tasiemce na podstawie budowy oderwanych głów, umieszcza się je ostrożnie szyjką w kropli glicerolu między szkiełkami (lub przykrywa szkiełkiem nakrywkowym) i bez ściskania bada pod mikroskopem w małym powiększeniu.

Metody mikroskopowe podzielone na proste, złożone i specjalne.

Proste metody obejmują rozmaz natywny, rozmaz natywny płynem Lugola, rozmaz gęsty pod celofanem według Kato, skręcanie (według Shulmana) i skrobanie odbytu.

Złożone metody są bardziej wydajne i opierają się na koncentracji jaj w preparatach. Obejmują one wstępną obróbkę kału ciekłymi odczynnikami, w wyniku której jaja robaków albo wytrącają się, albo wypływają na powierzchnię cieczy.

Złożone metody obejmują metody wzbogacania:

a) flotacja (gdy ciężar właściwy jaj jest mniejszy niż ciężar właściwy roztworu soli i jaja unoszą się na powierzchni filmu);

b) sedymentacja (gdy ciężar właściwy jaj jest większy niż ciężar właściwy roztworów soli i jaja osiadają w osadzie).

Specjalne metody wykrywania jaj i larw robaków, cyst i form wegetatywnych pierwotniaków to metody skrobania, flotacji, sedymentacji, larwoskopii, protozooskopii, badania żółci oraz metody barwienia rozmazów kału, plwociny itp.

Proste metody badania kału

rozmaz natywny. Niewielką cząstkę ekskrementów pobiera się drewnianym patyczkiem z różnych części dostarczanej porcji, dobrze wciera w szkiełko w kropli 50% roztworu glicerolu i na 2-3 szkiełkach wykonuje się cienki rozmaz. Pod mikroskopem bada się co najmniej 3 preparaty. Wada metody: oglądana jest niewielka ilość materiału, dlatego nie jest stosowana jako niezależna metoda.

Metoda skręcania(Szulman). 2,0-3,0 g kału umieszcza się w szklance, dokładnie miesza szklanym prętem z 5-krotną objętością soli fizjologicznej lub wody destylowanej, wykonując szybkie ruchy przez 2-3 minuty i szybko wyjmuje pałkę z mieszaniny. Kroplę mieszaniny na końcu sztyftu przenosi się na szkiełko i pod mikroskopem. Zasada działania siły odśrodkowej powoduje gromadzenie się jaj i larw na patyku.

Metoda gęstego rozmazu Kato z celofanem. Odczynniki chemiczne: 100% glicerol, 6% roztwór fenolu (100 ml wody + 6 g fenolu), 3% roztwór zieleni malachitowej (2,5 ml wody destylowanej + 75 ml zieleni malachitowej).

Przygotowanie roztworu roboczego: 100 ml 6% roztworu fenolu + 100 ml czystej gliceryny + 1,2 ml 3% roztworu zieleni malachitowej.

Przygotowanie pasków celofanowych: tnie się paski celofanowe, których rozmiar odpowiada szkiełku. Celofan musi być hydrofilowy (celofan, który się pali, jest odpowiedni; jeśli się topi, to jest nieodpowiedni). W roztworze roboczym można przetwarzać do 5 tysięcy pasków. Czas ekspozycji pasków celofanowych do momentu użycia w roztworze roboczym wynosi co najmniej 24 godziny.

Postęp badań. 50 mg kału (wielkości dużego grochu) nakłada się na szkiełko, naciera pojedynczym sztyftem (szklanym, drewnianym), przykrywa paskiem celofanowym i pociera gumowym korkiem aż do uzyskania jednolitej gęstej smugi . Lek suszy się w temperaturze pokojowej przez godzinę lub w termostacie w 40°C przez 20-30 minut i pod mikroskopem (czas ekspozycji można zwiększyć w temperaturze pokojowej do 5-6 godzin lub więcej).

Pod względem efektywności metoda ta zbliża się do metody flotacyjnej, ale wykazuje intensywną i średnio intensywną inwazję.

Jest stosowany jako samodzielna metoda diagnostyczna i jest zalecany do masowego badania populacji.

W klinicznych laboratoriach diagnostycznych jest stosowany jako ujednolicona metoda diagnozowania robaków w przypadku braku konkretnych diagnoz na kierunkach lekarzy.

Sposoby skrobania odbytu i wymazu natywnego płynem Lugola opisano w części poświęconej metodom specjalnym.

Zaawansowane metody wzbogacania kału

Metody wzbogacania opierają się na różnicy ciężaru właściwego jaj robaków i zastosowanego roztworu soli.

Stosując metodę flotacji można stosować następujące roztwory soli:

1. Roztwór azotanu ołowiu PbNO3 (azotan ołowiu) o gęstości 1,5. Przygotowany w ilości 650 g substancji na 1 litr wody. Sól rozpuszcza się w porcjach w gorącej wodzie w misce emaliowanej, podgrzewa na kuchence i stale miesza, aż do całkowitego rozpuszczenia. Nie jest konieczne filtrowanie roztworu. Roztwór przygotowuje się w dniu badania, ponieważ z czasem daje osad, a jego gęstość zaczyna spadać po 24 h. Jeśli roztwór jest przygotowywany w dużych ilościach, to w kolejnych dniach przed badaniem jest podgrzewany, mieszając osad. Przygotowanie roztworu odbywa się pod wyciągiem, ponieważ azotan ołowiu jest solą metalu ciężkiego.

2. Roztwór azotanu amonu NH4NO3 (granulowany lub zwykły azotan amonu) o gęstości 1,3 przygotowuje się w taki sam sposób jak poprzedni, ale w ilości 1500 g substancji na 1 litr gorącej wody.

3. Roztwór azotanu sodu NaNO3 lub azotanu sodu o gęstości 1,38-1,4 przygotowuje się w ilości 1000 g substancji na 1 litr gorącej wody.

4. Sporządza się roztwór tiosiarczanu sodu Na2S2O3×5H2O (podsiarczyn sodu) o gęstości 1,4 w ilości 1750 g substancji na 1 litr gorącej wody.

5. Roztwór siarczanu sodu Na2SO4 (sól epsom) o gęstości 1,26-1,28 przygotowuje się w ilości 920 g substancji na 1 litr gorącej wody.

6. Roztwór chlorku cynku ZnCl2 (chlorek cynku) o gęstości 1,82 przygotowuje się w ilości 2000 g substancji na 1 litr gorącej wody. Schłodzony roztwór nie krystalizuje.

7. Nasycony roztwór chlorku sodu NaCl (sól kuchenna) o gęstości 1,18-1,2. Na! l wody, porcjami dodaj 400-420 g soli do emaliowanego wiadra z wrzącą wodą, ciągle mieszając, aż do całkowitego rozpuszczenia. W miarę ochładzania się roztworu wytrącają się kryształy chlorku sodu.

Ciężar właściwy roztworów flotacyjnych mierzy się za pomocą aerometru dopiero po całkowitym ochłodzeniu roztworu w temperaturze pokojowej.

Metody flotacyjne są najskuteczniejsze w wykrywaniu jaj tasiemca karłowatego, włosogłówki, tęgoryjca, ascaris i szerokiego tasiemca.

Folię powierzchniową można usunąć za pomocą drucianej pętli lub szklanego szkiełka.

W nasyconym roztworze chlorku sodu folię można badać po 30-40 minutach, w roztworze azotanu amonu - po 10-20-30 minutach po osadzeniu.

Podczas usuwania folii za pomocą drucianej pętli sprawdza się co najmniej 8 kropli.

Slajdy usuwają z folii więcej jaj niż druciane pętle. Szkło musi mieć kontakt z płynnym roztworem flotacyjnym, który jest dodawany do zlewki za pomocą pipety. Po osadzeniu szkło usuwa się, kładzie zwilżoną powierzchnię na większym szkle i bada pod mikroskopem. Slajdy należy odtłuścić przed użyciem.

Do badań potrzebne są: szkiełka, kubki na chemikalia, druciane pętle, kuwety, szalki Petriego, pipety, gruszki, patyczki szklane lub drewniane.

Postęp badań. 5 g kału wylewa się z 10-krotną ilością roztworu flotacyjnego (najlepiej o ciężarze właściwym 1,38-1,40), dokładnie miesza, nierozpuszczalne duże cząstki usuwa się z góry i zawiesinę pozostawia na 10-15 minut. Następnie folię usuwa się za pomocą pętli na szkiełku lub szkiełku. Aby rozcieńczyć kał, lepiej wziąć kubki o pojemności 30-50 ml, wlać roztwór równo z krawędziami (lub pod wypełnienie 2-3 mm) i przykryć mieszaninę szkiełkiem, a następnie dodać roztwór flotacyjny za pomocą pipetować, aż zetknie się ze szkiełkiem. Po 10-20 minutach szkło jest szybko usuwane, a pozostająca na nim folia jest skanowana mikroskopowo bez szkiełka nakrywkowego.

Metody osiadania-sedymentacji

Metody sedymentacyjne są wykorzystywane do wykrywania jaj geohelmintów, biohelmintów w kale oraz jako specjalne metody badawcze przywr.

Metoda Goryacheva-Zolotukhin(uproszczona metoda Goryacheva). Około 1,5 g kału miesza się w szklance chemicznej w 3-4 ml wody. Otrzymaną zawiesinę przesącza się przez dwie warstwy gazy do probówki wirówki, ostrożnie nakładając warstwę na 4-5 ml obecnego w niej nasyconego roztworu chlorku sodu. Probówki umieszcza się na stojaku na 15-20 h. W tym czasie osadzają się ciężkie jaja przywry. Uzyskaj dwie wyraźnie oddzielone warstwy. Osad jest badany mikroskopowo.

Metoda eterowo-formalinowa. Służy do diagnozowania wszystkich inwazji jelitowych oraz jako specjalna metoda na jaja pierwotniaków i przywr.

Wyposażenie: wirówka 3000 obr/min; wirówki z podziałką, lejki; metalowe sitko (herbata) lub dwuwarstwowy bandaż; szkiełka i szkiełka nakrywkowe; drewniane (lub szklane) patyczki; bawełna, bandaż.

Odczynniki chemiczne: 10% roztwór formaliny (1 część farmaceutycznego roztworu formaliny i 4 części wody destylowanej); eter etylowy (medyczny).

Do probówek wirówki wlewa się 7 ml 10% roztworu formaliny i umieszcza 1 g kału (taka ilość kału, aby roztwór w probówce wzrósł do 8 ml). Kał miesza się z formaliną aż do uzyskania jednorodnej mieszaniny, a następnie przelewa się przez metalowe sitko (lub dwuwarstwową gazę, bandaż) do innej probówki wirówki (jeśli na sitku pozostają odchody, należy je przepłukać formaliną). Dodać 2 ml eteru do tej probówki wirówki, zatkać i energicznie wstrząsać przez 30 sekund.

Mieszaninę odwirowuje się przy 3000 obr./min przez jedną minutę (możliwe przez dwie minuty przy 1500 obr./min). W wyniku reakcji eteru z formaliną dochodzi do koagulacji białek w postaci korka na szczycie probówki i wytrącania się jaj robaków. Warstwę koagulantu usuwa się, supernatant odsącza się, osad nanosi się na szkiełko bezpośrednio z probówki lub pipetą Pasteura, przykrywa szkiełkiem nakrywkowym i ogląda pod mikroskopem.

Metoda strącania eterowo-octowego. Zasada wytrącania eterowo-octowego jaj robaków polega na sekwencyjnym traktowaniu próbek kału 10% wodnym roztworem kwasu octowego i eteru. Kwas octowy emulguje próbkę kału lepiej niż inne związki chemiczne. Wnika w niestrawione cząstki, składające się głównie z błonnika, które przy dużej zawartości zakłócają badania, wytrącając się po odwirowaniu. Późniejsze dodanie eteru do probówki i mieszanie prowadzi do ekstrakcji kwasu octowego z zawartości probówki wraz z nasączonymi nim cząstkami kału. Ponieważ ciężar właściwy mieszaniny eteru i kwasu octowego jest mniejszy niż ciężar właściwy wody, próbki kału potraktowane tymi substancjami unoszą się do góry, a jaja robaków, które mają duży ciężar właściwy, osiadają.

Ilość osadu otrzymanego po wytrąceniu eterem z octem jest 3-4 razy mniejsza niż po wytrąceniu eterem z formaliną. To znacznie ułatwia wykrywanie w nim jaj robaków i pozwala na badanie osadu jako całości za pomocą próbki 0,5-1 g. Toksyczność metody eterowo-octowej jest 5 razy niższa.

Postęp badań. 7 ml 10% roztworu kwasu octowego wlewa się do miarowej probówki wirówki i dodaje 1 g próbkę kału (tj. taką ilość kału, przy której roztwór kwasu octowego wzrasta do 8 ml). Dokładnie wymieszaj szklanym lub drewnianym patyczkiem. Przecedź przez lejek z dwiema warstwami gazy do innej probówki wirówki. Do emulsatu dodaje się 2 ml eteru etylowego (tj. do 10 ml). Probówki zamyka się gumowym korkiem (jest to możliwe z fiolki z penicyliną) i wstrząsa przez 15 sekund. Po usunięciu korka probówki odwirowuje się przez jedną minutę przy 3000 obr./min przez 2 minuty. Supernatant usuwa się z probówki. W niektórych przypadkach uformowany czop kałowy przeszkadza w odprowadzaniu supernatantu. W takim przypadku korek oddziela się od ścianek probówki szklanym lub drewnianym prętem. Cały osad jest pipetowany na szkiełko i pod mikroskopem pod szkiełkiem nakrywkowym przy małym powiększeniu. Osad jest zwykle mały i bezbarwny. Jaja helmintów, zwłaszcza małe przywry, są dobrze wykrywane.

Metoda sedymentacji chemicznej. Zasada badania opiera się na sedymentacji jaj z próbki kału w roztworze soli o ciężarze właściwym 1,15. Istota metody polega na bezpośrednim odwirowaniu probówki, w której trzpień kału zemulgowany w 1% roztworze kwasu octowego nakłada się na roztwór azotanu sodu (ciężar 1,16). Wysoki ciężar właściwy roztworu soli oraz uwolnione w wyniku reakcji chemicznej pęcherzyki wnikające w warstwę homogenizowanego kału zapobiegają jego sedymentacji. Jaja robaków wytrącają się niewielką ilością błonnika. Osad można oczyścić z resztek resztek, traktując go 10% kwasem octowym i eterem. W tym przypadku pozostaje tylko jedno jajo robaków, co znacznie ułatwia ich identyfikację.

Postęp badań. Do wyskalowanej probówki wirówki wlewa się 6 ml roztworu azotanu sodu o ciężarze właściwym 1,15. Do innej probówki wlać 7 ml 1% roztworu kwasu octowego. Wprowadza się próbkę kału (do oznaczenia 7,5 ml dla próbki 0,5 g i do 8 ml dla próbki 1,0 g). Dokładnie wymieszaj próbkę szklanym pręcikiem. Odcedź przez lejek z jedną warstwą gazy, nakładając warstwę na roztwór azotanu sodu. Probówkę z warstwowym przesączem odwirowuje się przy 1500-2000 obr./min przez 5 minut. Usunąć supernatant, szybko odwracając probówkę. Do probówki z osadem dodać 3-4 ml 10% roztworu kwasu octowego i 0,5 ml eteru, zamknąć gumowym korkiem i wstrząsnąć. Powtórz wirowanie przez 1 min. Wyrzucić supernatant. Osad przenosi się na szkiełko, przykrywa szkiełkiem nakrywkowym i bada pod mikroskopem.

BADANIA HELMINTOLOGICZNE BILLE, ZAWARTOŚCI DWUNASTINOWEJ, PŁCINY, KRWI, MOCZU I MIĘŚNI

Wykrywanie jaj i larw robaków w treści dwunastnicy i żółci. Badanie zawartości żółci i dwunastnicy wykonuje się z podejrzeniem robaczyc wątroby i pęcherzyka żółciowego (opisthorchiasis, clonorchiasis, dicroceliasis) i dwunastnicy (strongyloidiasis).

Postęp badań. Zawartość dwunastnicy i żółć (porcje A, B, C) pobiera się w zwykły sposób za pomocą sondowania. W przypadku porcji B zaleca się uzyskanie odruchu pęcherzyka żółciowego poprzez wprowadzenie przez sondę 33% roztworu siarczanu magnezu. Z badanej cieczy pływające w niej płatki są wybierane i oglądane pod mikroskopem, a następnie mieszane z równą ilością eteru siarkowego. Mieszaninę dokładnie wstrząsa się i odwirowuje. Supernatant odrzuca się, a cały osad bada się pod mikroskopem.

W przypadku braku ropy i śluzu zawartość żółci i dwunastnicy odwirowuje się bez mieszania z eterem.

Badanie plwociny. W praktyce helmintologicznej przeprowadza się badanie plwociny w celu diagnostyki laboratoryjnej paragonimozy. Czasami wykrywane są jaja schistosomów, larwy ascaris, elementy pęcherza bąblowicy.

Natywny rozmaz jest przygotowywany z plwociny na szklanym szkiełku, który jest badany pod mikroskopem.

Przy dużej zawartości ropy w plwocinie miesza się ją z 0,5% roztworem sody kaustycznej lub kaustycznego potasu, wytrząsa przez 5 minut i odwirowuje. Osad jest badany mikroskopowo.

Badanie krwi. Krew jest badana, jeśli pacjent jest podejrzany o filariozę.

Ze względu na to, że przy niektórych typach filariozy (loaoza, wuchererioza wywołana szczepem podokresowym) larwy (mikrofilarii) są we krwi obwodowej tylko w ciągu dnia, a przy niektórych (brugiaza, wuchererioza wywołane szczepem okresowym) tylko w nocy, odpowiednio, w tym czasie weź krew do analizy.

Technika pobierania krwi, przygotowanie preparatów (cienki rozmaz i gęsta kropla), ich barwienie (według Romanowskiego) i badanie są podobne do tych w diagnostyce laboratoryjnej malarii.

Mikrofilarie różnych gatunków wyróżniają się długością, szerokością, krzywizną ciała, obecnością lub brakiem kapelusza, kształtem końca ogonowego, umiejscowieniem substancji jądrowej w ciele i obszarem ogonowym larw.

Postęp badań. Mocz osadza się na co najmniej 30 minut, następnie górną warstwę odsącza się, pozostawiając 10-15 ml osadu, który wlewa się do probówek wirówki i wiruje przez 1-2 minuty. Po odsączeniu supernatantu osad przenosi się na szkiełko i bada pod mikroskopem.

BADANIE BIOPTII MIĘŚNI

Metoda trychinoskopii. Przy podejrzeniu włośnicy pojawia się potrzeba badania próbek biopsyjnych mięśni pacjenta.

Biopsję wykonuje się zgodnie z ogólnymi zasadami. Mięsień naramienny jest zwykle poddawany biopsji. Podczas badania patoanatomicznego możliwe jest wykonanie biopsji mięśni przepony, przełyku, języka, mięśni żucia i międzyżebrowych, zginaczy kończyn, mięśni gałki ocznej, ponieważ są one najintensywniej zaatakowane przez larwy włosienia.

W laboratorium z biopsji kawałek mięśnia tnie się na bardzo małe kawałki (mikrotom), które umieszcza się między dwiema szklankami, miażdżąc włókna mięśniowe i bada pod mikroskopem. Obecnie szeroko stosowane są do tego celu specjalne mikroskopy, trichinelloskopy.

W przypadku włośnicy trichinoskopia wzdłuż włókien mięśniowych ujawnia ostro wydatne, owalne (podobne do cytryny) kapsułki włośnicy. Średnia wielkość ludzkich kapsułek to 0,4 x 0,26 mm. Kapsułka z reguły zawiera jedną włośnicę zwiniętą spiralnie w 2,5 zwoju. Przy dużej intensywności inwazji jedna kapsułka może zawierać 2 lub 3 larwy. Włókna mięśniowe sąsiadujące z torebką tracą poprzeczne prążkowanie i przybierają jednolity wygląd.

W ten sam sposób badane jest mięso lub produkty mięsne, które spowodowały infekcję.

Metoda trawienia mięśni. Metoda jest bardziej wydajna.

Postęp badań. Badane mięśnie są drobno posiekane i wypełnione sztucznym sokiem żołądkowym w proporcji 1:15-20. Otrzymaną mieszaninę umieszcza się w termostacie w temperaturze 37°C na 12-16 h. Po tym okresie osad pod mikroskopem, w którym wśród masy resztek strawionych włókien mięśniowych znajdują się wolne larwy Trichinella.

Sztuczny sok żołądkowy można kupić w aptece lub przygotować w laboratorium. Aby to zrobić, dodaj 10 ml stężonego kwasu solnego do 1 litra wody destylowanej; przed użyciem 30 g pepsyny dodaje się do 1 litra rozcieńczonego kwasu.

METODY BADAŃ ILOŚCIOWYCH

Metody badań ilościowych są wykorzystywane do określania intensywności inwazji, oceny skuteczności różnych leków przeciwrobaczych, określania jakości odrobaczania, monitorowania bieżących masowych środków terapeutycznych i profilaktycznych itp.

Ilościowe oznaczenie jaj robaków przeprowadza się dwiema metodami: metodą Stolla oraz metodą Krasilnikova i Volkova (1974).

Metoda Stolla. Do przeprowadzenia badania niezbędny jest mikroskop, kolba szklana z oznaczeniem 56 i 60 ml, cylinder miarowy, kulki szklane, gumowy korek do kolby, pipety miarowe, szkiełka podstawowe i 0,4% roztwór wodorotlenku sodu.

Postęp badań. Do kolby z cylindrem miarowym wlać dziesięcionormalny roztwór wodorotlenku sodu (stężenie około 0,4%) do kreski 56 ml i dodawać kał do kreski 60 ml (tj. 4 ml kału). Mieszankę dokładnie wstrząsa się szklanymi kulkami przez 1 minutę, zamykając naczynie gumowym korkiem (można również mieszać patyczkiem). Natychmiast po wstrząśnięciu pipetą miarową pobiera się 0,075 ml mieszaniny (zawiera 0,005 ml kału), przenosi się na szkiełko i zlicza pod mikroskopem liczbę jaj w preparacie. Aby określić liczbę jaj w 1 g kału, znalezioną liczbę mnoży się przez 200.

Porównanie ilości jaj w preparacie, stwierdzonych u pacjentki przed i po leczeniu, pozwala ocenić skuteczność odrobaczenia.

Metoda Stolla jest prosta, daje porównywalne wyniki we wszystkich robaczycach, których patogeny systematycznie wydzielają jajeczka do jelit pacjenta. Wadą metody jest jednak jej stosunkowo niska czułość, zwłaszcza przy małej intensywności inwazji.

Metoda Krasilnikowa-Wołkowej. Podczas badania tej metody co najmniej 1 g kału miesza się w szklanej kolbie lub dużej probówce z 1% roztworem Lotus (lub 1,5% roztworem Extra) w stosunku 1:10. Zawiesinę dokładnie wstrząsa się aż do uzyskania jednorodnej zawiesiny, następnie 0,1 ml zawiesiny (co odpowiada 0,01 g kału) szybko zbiera się za pomocą pipety miarowej i przenosi na szkiełko. Preparat przykrywa się szkiełkiem nakrywkowym lub płytką celofanową (20 x 30 mm), starzonym przez co najmniej jeden dzień w 50% wodnym roztworze glicerolu.

Policz ilość jaj w całym przygotowaniu. Aby obliczyć liczbę jaj w 1 g kału, uzyskaną liczbę należy pomnożyć przez 100.

Ta metoda ma szereg zalet w stosunku do metody Stoll. Po pierwsze, jest bardziej czuły i umożliwia wykrywanie robaków o niskim stopniu inwazji. Po drugie, jest to bardzo wygodne do badań masowych, ponieważ roztwory detergentów, będące konserwantami jaj robaków, umożliwiają prowadzenie badań niezupełnie świeżego materiału. Warunkiem jest jednak zbieranie kału bezpośrednio do roztworu detergentu.

Do badań ilościowych można zastosować dowolną z opisanych ujednoliconych metod jakościowych opartych na zasadzie pływających jaj. Ale w tym przypadku do analizy należy pobrać tę samą ilość kału, tę samą objętość roztworu flotacyjnego. Stopień inwazji można obliczyć, znając liczbę jaj w 1 g kału, zgodnie z poniższą tabelą.

Intensywność inwazji w zależności od liczby jaj robaków

w 1 g kału

DIAGNOZA SEROLOGICZNA

Metody te, oparte na wykrywaniu swoistych przeciwciał w surowicy krwi, są wykorzystywane do celów diagnostycznych i przesiewowych.

Metody serologiczne obejmują:

Reakcja strącania pierścieniowego (RCP) (włośnica, wągrzyca);

Reakcja strącania pierścieniowego w probówkach na zimno (włośnica, wągrzyca);

Reakcja mikroprecypitacji na żywe larwy (włośnica, glistnica);

Reakcja hemaglutynacji pośredniej (RIHA) (włośnica, bąblowica, alweokokoza, wągrzyca itp.);

Reakcja aglutynacji lateksu (RAL) (bąblowica, alweokokoza, włośnica, teniarinhoz itp.);

Reakcja wiązania dopełniacza (RCC) (włośnica, bąblowica, wągrzyca);

Reakcja przeciwciał znakowanych enzymatycznie (REMA) (bąblowica, onchocerkoza, schistosomatoza, włośnica, toksokaroza);

ELISA (włośnica, przywr, toksokaroza, toksoplazmoza itp.).

Aby ustawić reakcje serologiczne, wytwarza się standardowe antygeny lub przygotowuje się je niezależnie (na przykład z pęcherzy bąblowic owiec), wytwarza się specjalne systemy testowe do testu ELISA.

Specjalne metody badawcze na enterobiasis, teniarinhoz, teniasis

Skrobanie z fałdów odbytu. Aby uzyskać zeskrobanie z fałdów okołoodbytniczych, możesz użyć drewnianej szpatułki, paska celofanowego, papieru celulozowego lub taśmy, sztyftów do oczu ze specjalną warstwą klejącą:

a) skrobanie drewnianą szpatułką (łopatka to spłaszczona zapałka lub sztyft) zwilżoną 1% roztworem gliceryny (lub 0,5% roztworem sody oczyszczonej) wykonuje się poprzez lekkie skrobanie z powierzchni fałdów okołoodbytowych wokół całego obwód odbytu. Powstałe skrobanie przenosi się krawędzią szkiełka nakrywkowego z końca szpatułki na szkiełko w kropli 50% roztworu glicerolu, przykryte tym samym szkiełkiem nakrywkowym i pod mikroskopem. Wadą metody jest brak wykrywania jaj i działanie drażniące;

b) zgodnie z metodą Torgushina mycie odbywa się za pomocą bawełnianego wacika na drewnianej lub innej szpatułce zwilżonej 50% roztworem gliceryny, a na szklanym szkiełku przygotowuje się rozmaz w kropli gliceryny;

c) zgodnie z metodą Kevorkova około 5 ml przegotowanej wody wlewa się do probówki wirówkowej, umieszcza się w niej szpatułkę (kij) z bawełnianym wacikiem. Przed pobraniem materiału wacik lekko dociska się do wewnętrznej ścianki probówki, przeciera nim fałdy okołoodbytnicze i wprowadza do probówki szpatułkę z wacikiem. Tampon w probówce dokładnie wstrząsa się, popłuczyny odwirowuje się przez 3 minuty, a powstały osad bada się pod mikroskopem;

d) skrobanie taśmą klejącą wg Grahama. Kawałek taśmy samoprzylepnej (przezroczysta taśma polietylenowa z warstwą klejącą dla dziecięcej kreatywności, ale lepiej użyć folii operacyjnej LPO-1, LPO-2) o długości 8-10 cm przykleja się warstwą klejącą do fałd okołoodbytowych skóry, trzymając ją za końce, a następnie przenosimy na badaną szybę lepką warstwą w dół (końcówki taśmy wystające poza krawędzie szyby są odcinane), okulary są ponumerowane, a dane pacjenta a liczba kieliszków jest odnotowywana w dzienniku. W laboratorium taśmę odrywa się z jednego końca na dużą odległość, pod nią kapie się 1-2 krople olejku wazelinowego lub gliceryny (w celu wyeliminowania defektów optycznych) i pod mikroskopem;

e) skrobanie szklanymi patyczkami do oczu, których powierzchnia pokryta jest specjalną kompozycją klejącą. Patyczki do oczu są instalowane w specjalnym statywie. Materiał pobiera się przez kontakt płaskiej części szpatułki ze skórą otworu okołoodbytowego. Następnie kij jest ponownie mocowany w statywie do transportu. Mikroskopia wykonywana jest bezpośrednio na szpatułce z obu stron (bez szkiełek i szkiełek nakrywkowych) ze wstępnym zamocowaniem w kasetach przy małym powiększeniu (okular x 10, obiektyw x 8). Pod koniec pracy patyczki są dezynfekowane przez gotowanie w roztworze mydła, a statyw i kasety są traktowane alkoholem i myte roztworem sody mydlanej. Skład kleju: cleol - 10 g, olej rycynowy - 2,5 g, eter etylowy - 5 g, alkohol etylowy 96% - 2,5 g.

Szpatułki zanurza się w roztworze kleju, a następnie suszy na powietrzu w temperaturze pokojowej. Folia klejąca utworzona na powierzchni utrzymuje się przez kilka dni.

Metoda jest wygodna do masowego badania populacji dzieci pod kątem enterobiozy i populacji dorosłych pod kątem teniidoz.

Oprócz metody skrobania na teniarhynchosis i tenasis stosuje się również metodę ankietową i metodę makroskopową opisaną powyżej (w przypadku wykrycia segmentów).

Specjalne metody badawcze w przypadku węgorzycy

Metodę eterowo-octową stosuje się do wykrywania jaj (patrz wyżej), a metodę Bermana do wykrywania larw w kale.

Metoda Bermana. Zbadaj świeży kał, lepiej po zażyciu środka przeczyszczającego. Próbkę kału o masie 5 g umieszcza się na metalowym sicie (siatka jest wyłożona od wewnątrz dwiema warstwami gazy) w szklanym lejku zamocowanym na trójnogu. Na dolny koniec lejka nakłada się gumową rurkę z zaciskiem (aparat Bermana).

Siatkę z kałem podnosi się i do lejka wlewa się wodę podgrzaną do 40-50 °C tak, aby dolna część siatki była zanurzona w wodzie, a kał całkowicie pokryty wodą. Po 2-4 godzinach zacisk na gumowej rurce jest szybko otwierany, a płyn schodzi do rurki wirówki. Po odwirowaniu (1-2 min) górną część płynu szybko odsącza się, a osad w ilości 1 ml nanosi się cienką warstwą na szkiełko mikroskopowe pod małym powiększeniem mikroskopu.

Metoda IMP i TM. Porcję kału wielkości orzecha umieszcza się w zlewce chemicznej, zalewa ciepłą solanką o temperaturze 40 ° C, tak aby kał był przykryty roztworem, pozostawiony na 20 minut. Po 20 minutach płyn wylewa się na szalkę Petriego i ogląda pod mikroskopem dwuokularowym MBS.

W diagnostyce węgorzycy, zwłaszcza w celu monitorowania skuteczności leczenia, zaleca się łączenie metody Bermana z badaniem treści dwunastnicy.

Specjalne metody badawcze dla nicieni

Nicienie

Glistnica

W anamnezie zwraca się uwagę na stosunek do ogrodnictwa, ogrodnictwa. Spożywanie surowych warzyw, sałatek z tych warzyw.

Objawy kliniczne wczesnej fazy glistnicy są spowodowane zmianami alergicznymi w ciele. Wczesne lub migrujące stadium larwalne glistnicy często występuje w obecności gorączki o temperaturze ciała do 38 ° i wyższej, z zespołem objawów uszkodzenia płuc i obecnością ciężkiej eozynofilii we krwi. W większości przypadków u dzieci pierwszymi objawami choroby są złe samopoczucie, osłabienie, nawracające bóle głowy, pocenie się, a czasem bóle mięśni i stawów. Często występuje obfita wysypka typu pokrzywki z silnym lub umiarkowanym swędzeniem. Rozpoznanie wczesnej fazy potwierdzają badania rentgenowskie na obecność lotnych eozynofilowych nacieków Lefflera w płucach. Świeże rozmazy plwociny często wykazują komórki eozynofilowe, czerwone krwinki, kryształy Charcot-Leiden i larwy ascaris.

W jelitowym stadium glistnicy występuje połączenie objawów z zespołu żołądkowo-jelitowego i astenicznego, objawów bólu jelitowego. U dzieci często dochodzi do spadku masy ciała, czasem dość znacznego. Nudności, zwiększone wydzielanie śliny, drażliwość, opóźniony rozwój psychomotoryczny, obniżona inteligencja.

Do diagnostyki laboratoryjnej jelit

Najprostsze dzielą się na 4 klasy:

Po otorbieniu drobnoustrój przybiera zaokrąglony kształt i zostaje pokryty powłoką ochronną. W postaci torbieli pierwotniaki stają się mniej podatne na niekorzystne czynniki środowiskowe.

Badania mogą obejmować:

Notatka:Istnieje wiele odmian diagnostyki, rozważymy te typy, które są najczęstsze w klinicznej praktyce laboratoryjnej.

Prywatne rodzaje diagnostyki

W każdym konkretnym przypadku asystent laboratoryjny ma za zadanie znaleźć określony patogen, czasem obok głównego można znaleźć inne.

Istnieje 6 gatunków tego drobnoustroju, które mogą żyć w jelicie człowieka. Znaczenie kliniczne ma jedynie ameba czerwonkowa występująca w postaci wegetatywnej oraz w postaci torbieli.

Dodatkowo stosowane są metody immunologiczne:

• pośrednia immunofluorescencja;
• aglutynacja pośrednia (PHA);
• promieniowa immunodyfuzja.

Notatka: metody serologiczne nie mają charakteru informacyjnego i są stosowane jedynie jako dodatek do głównych w przypadkach wątpliwych.

Diagnoza rzęsek (rzęsek)

Patogeniczną formą drobnoustrojów tego rodzaju są balantidia. Jest to drobnoustrój wywołujący balantidozę – chorobę, której towarzyszy wrzodziejący proces jelita grubego. Czynnik sprawczy znajduje się w rodzimym rozmazie w postaci postaci wegetatywnej i torbieli. Materiał do wymazu (kał i śluz) pobierany jest podczas badania sigmoidoskopowego i wysiewany na specjalne podłoża.

Diagnostyka wiciowców (leiszmania, giardia, trypanosomy, trichomonady)

Leiszmania, trypanosoma, giardia, trichomonady są niebezpieczne dla ludzi.

Leiszmania- drobnoustroje wywołujące leiszmaniozę badane są w rozmazach krwi, materiałach szpiku kostnego, zeskrobinach z nacieków skórnych. W niektórych przypadkach w diagnostyce Leishmania stosuje się wysiew na pożywce.

Trypanosomy- Czynniki wywołujące śpiączkę (trypanosomatoza amerykańska / afrykańska lub choroba Chagasa).

Wariant afrykański jest określany w początkowym okresie w badaniu krwi obwodowej. Drobnoustroje patologiczne podczas progresji choroby znajdują się w materiale nakłuć węzłów chłonnych, w zaawansowanych stadiach - w płynie mózgowo-rdzeniowym.

Aby zdiagnozować trypanosomy w przypadku podejrzenia choroby Chagasa, materiał testowy jest badany pod mikroskopem w małym powiększeniu. W takim przypadku rozmazy i gruba kropla są wstępnie zabarwione.

Trichomonas(jelitowe, doustne) są wykrywane przez mikroskopię materiałów pobranych z dotkniętych błon śluzowych.

Identyfikacja sporozoanów (zarodźce malarii, czynnik wywołujący kokcydozę itp.)

Najczęstszym i najbardziej niebezpiecznym gatunkiem dla ludzi jest plasmodium malarii, które ma 4 główne odmiany patogenu: czynnik wywołujący malarię trzydniową, malarię czterodniową, malarię tropikalną i malarię owalną.

Rozwój płciowy Plasmodium (sporogonia) ma miejsce u komarów Anopheles. Bezpłciowy (schizogonia tkankowa i erytrocytowa) - w tkance wątroby i ludzkich erytrocytach. Te cechy cyklu życiowego należy wziąć pod uwagę podczas diagnozowania malarii plazmodium.

Tak więc we krwi nowo chorego pacjenta można znaleźć komórki zarodkowe cyklu sporogoni. Ale u szczytu ataków malarii schizonty pojawiają się we krwi w dużych ilościach.

Ponadto w różnych fazach gorączki malarii pojawiają się różne formy zarodźca:

• w okresie chłodu krew jest wypełniona merozoitami, rodzajem schizontów;
• na wysokości temperatury trofozoity w kształcie pierścienia gromadzą się w erytrocytach;
• spadek temperatury charakteryzuje się przewagą trofozoitów ameboidalnych;
• w okresach normalnego stanu krew zawiera dorosłe postacie schizontów.

Badanie czynnika wywołującego malarię (malaryczne plasmodium) przeprowadza się w rozmazie i grubej kropli.

Notatka:diagnoza malarii w badaniu rozmazów i gęstych kropli krwi jest czasami błędna. Płytki krwi w niektórych przypadkach mogą być błędnie zaklasyfikowane jako patogen malarii. Również fragmenty leukocytów i innych komórek czasami symulują plazmodium.

Podstawowe metody badań pierwotniaków

Przyjrzyjmy się pokrótce najczęstszym metodom badawczym obecności pierwotniaków.

Diagnostyka pierwotniaków na podstawie wymazu natywnego i wymazu barwionego płynem Lugola (w kale)

Lek jest przygotowywany z emulsji kału w roztworze izotonicznym. Na szkiełko nanosi się dwie krople chlorku sodu i płyn Lugola. Badany materiał dodaje się do obu kompozycji drewnianym patyczkiem i po przykryciu szkłem ogląda się w różnych rozdzielczościach mikroskopu.

Według niektórych znaków znalezione pierwotniaki są rejestrowane. Dla dokładności przygotowuje się 2-3 preparaty z jednego materiału. W przypadkach wątpliwych analizę powtarza się kilka razy w ciągu 2-3 tygodni.

Metoda może wykryć formy wegetatywne i torbielowate:

• lamblia;
• balantidia;
• ameba czerwonkowa.

Wraz z formami patogennymi określa się również niepatogenne pierwotniaki. Zdrowi nosiciele mają również formy luminalne i torbielowate.

Ważny:badania w celu uniknięcia nieścisłości i błędów należy przeprowadzać wielokrotnie.

Wynik diagnozy pierwotniaków metodą natywnego i barwionego rozmazu powinien zawierać opis postaci patogenu (przezroczysty, torbiel, tkanka).

Wymagania badawcze:

• materiał pobrany do analizy (płynny kał) jest badany nie później niż 30 minut po wypróżnieniu;
• uformowany kał należy zdiagnozować w ciągu 2 godzin po wypróżnieniu;
• materiał nie powinien zawierać zanieczyszczeń (środki dezynfekujące, woda, mocz);
• do pracy z materiałem używane są wyłącznie patyczki drewniane, szklane nie nadają się ze względu na ślizganie się śluzu;
• Patyczki należy spalić natychmiast po użyciu.

Metoda konserwatorska (badanie kału) w diagnostyce pierwotniaków

Badanie przeprowadza się poprzez utrwalenie pierwotniaków środkiem konserwującym. Różnica między tą metodą a poprzednią polega na tym, że konserwanty pozwalają zachować lek przez długi czas.

Używane konserwanty:

• Kurhan. Zawiera składniki konserwujące: 0,7 ml chlorku sodu, 5 ml formaliny, 12,5 ml 96% alkoholu, 2 g fenolu i 100 ml wody destylowanej. Skład barwiący: 0,01% roztwór tioniny (lazurowy).
• Rozwiązanie Safarliewa. Skład: 1,65 g siarczanu cynku, 10 ml formaliny, 2,5 g krystalicznego fenolu, 5 ml kwasu octowego, 0,2 g błękitu metylenowego, 100 ml wody. Ten konserwant stosuje się w przypadkach, gdy materiał musi być przechowywany dłużej niż miesiąc.

Puste butelki napełnia się konserwantem, przenosi się do nich materiał w proporcjach 3:1, a następnie w razie potrzeby dodaje się barwnik. Ocenę wyników przeprowadza się w badaniu 2-3 leków.

Metoda wzbogacania formaliną w eter (analiza na obecność pierwotniaków w kale)

Ta metoda diagnostyczna pozwala oddzielić i skoncentrować cysty pierwotniaków. Do analizy potrzebne są następujące składniki: formalina (10 ml), 0,85 g roztworu izotonicznego, woda destylowana, eter siarkowy, płyn Lugola.

Mieszanina biomateriału z wymienionymi cieczami jest mieszana i odwirowywana. Osad uzyskany na dnie probówki jest barwiony roztworem Lugola i badany na obecność cyst i form wegetatywnych.

Metoda wykrywania leiszmanii (rozmaz szpiku kostnego)

Do diagnozy leiszmaniozy stosuje się odczynniki: mieszaninę Nikiforowa (eter siarkowy i alkohol etylowy), bufor fosforanowy, Azur-eozynę według Romanowskiego.

Substancję szpiku kostnego po specjalnym przygotowaniu umieszcza się bardzo ostrożnie na szkiełku. Stosowany jest mikroskop z systemem zanurzeniowym.

W ostrym okresie choroby duża liczba leiszmanii znajduje się w punkcie.

Notatka:czasami komórki krwi mogą przypominać leczoną leiszmanię, dlatego bardzo ważne jest, aby technik laboratoryjny był uważny i miał wystarczające doświadczenie, aby samodzielnie badać.

Metoda wykrywania leiszmanii w rozmazie z nacieku skórnego

Wymagane odczynniki są podobne do poprzedniego testu.

Materiał do badań uzyskuje się z istniejącej zawartości guzka lub owrzodzenia. Skrobanie z podejrzeniem leiszmaniozy odbywa się bardzo ostrożnie skalpelem, bez krwi. Następnie preparat przygotowuje się na szkle. Dla dokładności uzyskanych wyników bada się jednocześnie kilka preparatów.

W przypadku obecności choroby, wśród makrofagów, fibroblastów i komórek limfoidalnych obecnych w badanym materiale, określa się również Leishmania.

Metoda izolacji czystej kultury Leishmania uzyskanej przez zeskrobywanie tkanek patologicznych

Dzięki tej metodzie diagnozowania najprostsze zeskrobiny tkanek umieszcza się w specjalnej pożywce, w której Leishmania aktywnie się rozmnaża.

Przed wykonaniem skrobania skórę ostrożnie traktuje się alkoholem, następnie w guzku wykonuje się nacięcie, z którego dna usuwa się zawartość i umieszcza w probówce z pożywką. Materiał pobierany jest kilka razy, po czym umieszczany jest w różnych probówkach. Następnie w termostacie w temperaturze 22-24 stopni odbywa się uprawa. Wyniki są oceniane pod mikroskopem. Metodę tę stosuje się, gdy inne, tańsze i szybsze metody diagnozowania pierwotniaków są nieskuteczne.

Możesz zobaczyć, jak testy na obecność pierwotniaków są w praktyce rozszyfrowywane przez kroplę krwi, oglądając recenzję wideo:

Lotin Alexander, felietonista medyczny

Stolce są badane na dwa sposoby:

1. Makroskopowy - znajdź robaki, ich głowy, segmenty, skrawki strobili. Małe porcje kału miesza się z wodą w płaskiej wannie lub na szalce Petriego i ogląda w dobrym świetle na ciemnym tle, używając w razie potrzeby szkła powiększającego. Wszystkie podejrzane formacje przenosi się pęsetą do innego kubka wody lub na szkiełko w kropli rozcieńczonej gliceryny.

Metodą podtrzymywanie Badaną porcję kału miesza się z wodą w szklanym cylindrze, po osadzeniu odsącza się górną warstwę wody. Powtarza się to kilka razy. Gdy ciecz staje się przezroczysta, jest ona odprowadzana, a osad oglądany na szalce Petriego.

2. Mikroskopowe - wykrywanie jaj i larw robaków. Istnieje wiele metod badawczych.

jeden). rozmaz natywny - najbardziej powszechna i dostępna technicznie metoda badawcza. Możesz znaleźć jaja i larwy wszystkich robaków. Jednak przy niewielkiej liczbie jaj nie zawsze można je znaleźć. Dlatego stosuje się metodę wzbogacania.

jeden). Metoda Fülleborga - jest to metoda wzbogacania, polegająca na pojawieniu się jaj robaczycy w nasyconym roztworze NaCl (1,2 - gęstość; 400 g NaCl na 1 litr wody; 40% roztwór NaCl). Metoda jest bardziej skuteczna niż rozmaz natywny. 2-5 g kału umieszcza się w szklanych słojach i napełnia roztworem NaCl, miesza i po 45 minutach uformowany film usuwa się metalową pętlą, kroplę gliceryny umieszcza się na szklanym szkiełku. Zbadaj pod mikroskopem. Wadą metody jest opóźnione pojawianie się jaj różnych robaków, tasiemiec karłowaty - po 15-20 minutach, glista - 1,5 godziny, włosogłówka - 2-3 godziny.

2) Metoda Kalantarya - również metoda wzbogacania, ale stosuje się nasycony roztwór NaNO 3 (gęstość 1,38). Większość jaj unosi się na wodzie, nie jest wymagane badanie osadu. Wadą jest to, że jaja są długo przechowywane w roztworze, co prowadzi do tego, że niektóre jaja zaczynają pęcznieć i osadzać się na dnie, znikając z folii powierzchniowej.

3. Metoda Goryacheva - w oparciu o zasadę odkładania jaj, wykrywanie małych jaj przywr. Nasycony roztwór NaCl stosuje się jako roztwór i 3-4 ml roztworu kału ostrożnie nakłada się na wierzch. Po 15-20 godzinach jaja przywry opadają na dno. Ciecz jest spuszczana, sedymentowana na szkiełku podstawowym i pod mikroskopem.

4. Metoda skręcania Shulmana – do wykrywania larw robaków w kale. Zbadaj tylko świeżo wyizolowany kał. 2-3 g umieszcza się w szklanym słoju i wlewa 5-krotną ilość wody, szybko miesza patyczkiem, nie dotykając ścian słoika - 20-30 minut, następnie patyczek jest szybko usuwany, a kropla płyn na końcu przenosi się na szkiełko i pod mikroskopem.

5. Metoda Bermana - opiera się na zdolności larw robaków do migracji w kierunku ciepła i służy do ich identyfikacji w kale.

6. Metoda Harady i Mori (metoda namnażania larw) i jest zalecany do badań w kierunku ankilostomozy. Metoda opiera się na fakcie, że jaja tęgoryjców pod wpływem ciepła i na wilgotnym filtrowanym papierze rozwijają się w larwy w kształcie nitkowaty, które można łatwo wykryć. Na środek paska przefiltrowanego papieru nakłada się 15 g kału, papier z kałem umieszcza się w słoiku, tak aby dolny koniec był zanurzony w wodzie, a górny koniec korkiem. Słoik trzyma się w termostacie w 28°C przez 5-6 dni. W tym czasie rozwijają się larwy nitkowate i schodzą do wody. Płyn bada się pod lupą. Jeśli jest to trudne do wykrycia, ciecz jest odwirowywana po zabiciu larw przez podgrzanie do 60 0. Technik laboratoryjny musi nosić rękawiczki.

7. Metody na enterobiazę – identyfikacja jaj owsików i bydlęcego tasiemca.

a) zdrapywanie z fałdów okołoodbytowych - za pomocą bawełnianego wacika ciasno nawiniętego na drewniany patyk i zwilżonego 50% roztworem gliceryny. W laboratorium wacik zmywa się 1-2 kroplami 50% wodnego roztworu glicerolu.

b) metoda lepkich roztoczy (metoda Grahama)

Taśmę klejącą nakłada się na fałdy okołoodbytowe, a następnie lepką warstwę na szkiełko podstawowe i pod mikroskopem.

C) skrobanie za pomocą patyczków do oczu (metoda Rabinovicha). Do zeskrobań z odbytu stosuje się szklane sztyfty do oczu, których najszersza część pokryta jest specjalnym klejem, który umożliwia przechowywanie jaj owsików.

Badanie krwi, żółci, plwociny i mięśni

Mikroskopia krwi - wykrywane są larwy filariae.

Badanie plwociny - jaja paraganim, larwy glisty, nekator, węgorek, elementy pęcherza echinokokowego.

Badanie mięśni - w przypadku podejrzenia włośnicy badane są mięśnie pacjenta lub zwłok, a także mięso, które rzekomo spowodowało zakażenie osoby. Na potrzeby trichinoskopii mięsień jest cięty na drobne kawałki i umieszczany w kompresorach, czyli dwóch szerokich, grubych szklankach, które miażdżą mięśnie, a larwy Trichinella występują w formie kapsułek – metoda kompresyjna.

Metoda trawienia - mięśnie przelewa się sztucznym sokiem żołądkowym (roztwór kwasu solnego i pepsyna). Mięśnie są trawione, a larwy są łatwo wykrywalne. Określanie intensywności inwazji: liczba larw do 200 na 1 g tkanki mięśniowej - umiarkowana intensywność inwazji; do 500 - intensywny; ponad 500 - inwazja superintensywna.

Metody serologiczne

Rozdział III. Diagnostyka robaczyc i metody badań helmintologicznych

Konieczne jest zbadanie pod kątem robaczycy wszystkich pacjentów szukających pomocy medycznej, a zwłaszcza pacjentów, którzy zwracają się do pediatry, internisty i neurologa z dolegliwościami ze strony przewodu pokarmowego, układu nerwowego oraz z anemią. Jeżeli lekarz nie zawsze może zastosować laboratoryjne metody badawcze, to każdy pracownik medyczny udzielający pomocy w przychodni lub szpitalu jest zobowiązany do przeprowadzenia z pacjentem wywiadu na temat uwolnienia od niego robaków.

Jeśli istnieją wskazania kliniczne podane w odpowiednich rozdziałach, diagnozę należy wyjaśnić za pomocą laboratoryjnych metod badania robaczycy.

W związku z przewagą robaczyc jelitowych największe znaczenie praktyczne ma badanie kału.

Metody badania kału na robaczyce

Kał jest dostarczany do laboratorium w czystym szklanym naczyniu (około ćwierć szklanki kału pobranego z różnych miejsc w jednej porcji); podczas rutynowego badania dopuszcza się dostarczanie kału do laboratorium w pudełkach zapałek lub popularnych nadrukach.

Aby kontrolować odrobaczanie, dostarcza się całą porcję kału zebranego po zażyciu środka przeciwrobaczego i przeczyszczającego (w dużych zamkniętych szklanych słoikach, wiadrach) (zgodnie z zaleceniami lekarza).

Badanie mikroskopowe kału jest głównym badaniem w diagnostyce robaczyc jelitowych; zawsze powinna być poprzedzona ogólnym badaniem makroskopowym kału w celu wykrycia segmentów dużych tasiemców, owsików, obleńców itp.

Stolce powinny być świeże lub z puszki (w 5% roztworze formaliny), ponieważ suszenie radykalnie zmienia strukturę jaj. Ponadto, gdy stoi kał, jaja niektórych robaków (na przykład tęgoryjców) rozwijają się szybko, co utrudnia diagnozę.

Zgodnie z instrukcjami Ministerstwa Zdrowia ZSRR konieczne jest jednoczesne badanie kału metodą Fülleborna i rozmazem rodzimym.

rozmaz natywny

Wymaz natywny: mały kawałek kału (wielkości grochu), pobrany zapałką, szklanym lub drewnianym patyczkiem z różnych miejsc dostarczonej porcji, jest ostrożnie rozcierany na szklanym szkiełku w kropli 50% roztworu glicerolu lub w soli fizjologicznej lub w wodzie. Przykryj szkiełkiem nakrywkowym, lekko dociskając go (igłą preparującą). Rozmaz powinien być cienki, przezroczysty i jednolity. Stosuje się go jedynie jako dodatek do innych metod dających wzbogacenie leku. Należy obejrzeć co najmniej dwa przygotowania.

W celu wykrycia larw robaków (a także ich jaj), rodzimy rozmaz wykonuje się w następujący sposób (według Shulmana): 2-3 g kału dokładnie miesza się przez „skręcenie” szklanym prętem w emulsję z pięciokrotnym ilość czystej wody lub soli fizjologicznej. Podczas mieszania larwy gromadzą się na szklanej pałeczce, dlatego zaraz po zakończeniu mieszania kroplę emulsji szybko przenosi się szklaną pałeczką na szklaną szkiełko, przykrywa szkiełkiem nakrywkowym i bada. S. D. Lyubchenko (1936) udowodnił, że metoda skręcania jest skuteczniejsza niż metoda rozmazu, zwłaszcza w odniesieniu do jaj ascaris. Na podstawie pracy S. D. Lyubchenko uważamy za właściwe zastąpienie metody rozmazu metodą skrętu.

Metoda Fulleborn

Metoda Fülleborna: 5-10 g kału pobranego z różnych miejsc umieszcza się w słoiku o pojemności 50-100 ml i dokładnie rozciera kijem szklanym lub drewnianym w nasyconym roztworze chlorku sodu (400 g tej soli rozpuszcza się w 1 litrze wody, podgrzanej do wrzenia i przefiltrowanej przez warstwę waty lub gazy, roztwór stosuje się na zimno: ciężar właściwy 1,2). Roztwór wlewa się stopniowo, aż do uzyskania jednolitej zawiesiny, a całkowita ilość wlanego roztworu powinna być około 20-krotnością ilości kału. Fülleborn zalecił używanie szklanek do herbaty do mieszania kału, ale wygodniej jest przygotować zawiesinę w słoikach o pojemności 50-100 ml, używając do każdej analizy dwóch słoików (lub w kubkach 100 ml).

Natychmiast po przygotowaniu zawiesiny usuwa się ją z powierzchni szpachelką, metalową szufelką lub kawałkiem czystego papieru, dużymi cząstkami, które wypłynęły na powierzchnię (formacje roślinne, niestrawione resztki jedzenia itp.), po czym mieszaninę pozostawia się na 1-1,5 godziny. Po tym czasie całą folię usuwa się z powierzchni mieszaniny dotykając drucianej lub platynowej pętli (płaskiej) o średnicy nie większej niż 1 cm, wygiętej pod kątem prostym; Film strząsa się na szklanym szkiełku i przykrywa szkiełkiem nakrywkowym. Pod każdym szkiełkiem nakrywkowym (18x18 mm) umieścić 3-4 krople. W sumie należy przygotować co najmniej 4 preparaty (po jednym szkiełku nakrywkowym na każdy preparat). Pętlę kalcynuje się w ogniu i przemywa wodą po każdej analizie.

Zgodnie z metodą Fülleborna, jaja wszystkich nicieni (z wyjątkiem jaj niezapłodnionych glisty) oraz jaja tasiemca karłowatego są szybko i łatwo wykrywane.

Metodę Bermana stosuje się do badania kału pod kątem larw robaków (z węgorkowcami). Metoda ta wygląda następująco: 5 g kału na metalowej siatce (do tego celu wygodne jest sitko do mleka) umieszcza się na szklanym lejku przymocowanym do trójnogu. Na dolny koniec lejka zakładana jest gumowa rurka z zaciskiem.

Siatkę z kałem podnosi się i do lejka wlewa się wodę podgrzaną do około 50° tak, aby dolna część siatki z kałem była zanurzona w wodzie. Larwy aktywnie przemieszczają się do wody i gromadzą w dolnej części gumowej rurki. Po 2-4 godzinach zacisk otwiera się, a płyn zanurza się w jednej lub dwóch probówkach wirówkowych.

Po wirowaniu przez 1-2 minuty górna część płynu jest szybko odsączana, a osad nanoszony jest kroplami na szkiełka i badany pod szkiełkami nakrywkowymi lub rozprowadzany cienką warstwą na 2-3 dużych szkiełkach, a następnie badany bez przykrycia kąpielówki.

Metodę Bermana stosuje się również do badania gleby pod kątem obecności larw tęgoryjców.

Metoda Stolla

Metodę Stolla stosuje się do określenia intensywności inwazji. Do specjalnej szklanej kolby wlewa się dziesięciokrotny roztwór wodorotlenku sodu do kreski 56 cm3, a następnie dodaje się kał, aż poziom cieczy osiągnie 60 cm3, czyli 4 cm3. Po wytrząsaniu z perełkami szklanymi pobiera się 0,075 ml mieszaniny do badania i bada pod jednym lub dwoma zwykłymi szkiełkami nakrywkowymi. Otrzymaną ilość mnoży się przez 200, aby uzyskać liczbę jaj zawartych w 1 cm 3 kału.

Badanie treści dwunastnicy

Sok dwunastniczy i torbielowata żółć, otrzymane w zwykły sposób przez sondowanie (oraz torbielowata żółć i po odruchu pęcherzyka żółciowego), dokładnie miesza się z równą objętością eteru etylowego; mieszaninę odwirowuje się, po czym osad bada się pod mikroskopem. Oprócz osadu badaniom mikroskopowym należy poddać pływające w cieczy płatki, które mogą zawierać jaja robaków. Podczas badania jaj robaków soku żołądkowego i wymiocin możesz użyć tej samej techniki.

W przypadku podejrzenia robaczycowych chorób wątroby, pęcherzyka żółciowego (opisthorchiasis, fascioliasis, dicroceliasis) i dwunastnicy (strongyloidoza) należy wykonać badanie soku dwunastnicy i treści żołądkowej.

Badanie plwociny

Plwocina naciera się na szklaną płytkę, szczelnie przykrywa drugą szklaną płytką i bada gołym okiem na jasnym i czarnym tle, a także pod lupą w świetle przechodzącym. Oddzielne kawałki plwociny („zardzewiałe” nagromadzenia, skrawki tkanki itp.) nakłada się cienką warstwą na szkiełko, szczelnie przykrywa szkiełkiem nakrywkowym i bada pod mikroskopem o małym i dużym powiększeniu.

a) W celu rozpoznania wągrzycy skóry, tkanki podskórnej lub mięśni najpierw gołym okiem bada się aseptycznie wycięty kawałek odpowiedniej tkanki. Skrawki tkankowe są rozsuwane za pomocą igieł preparujących w celu wykrycia pęcherzyka widocznego gołym okiem - wągrzy (fot. A); jego długość wynosi 6-20 mm, szerokość 5-10 mm. Gdy zostanie znaleziona bańka podejrzana o cysticercus, zostaje zgnieciona między dwoma szklanymi szkiełkami i zbadana pod mikroskopem. Cysticercus (Cistycercus cellulosae) jest określany przez obecność skoleksu z czterema przyssawkami i aureolą haczyków (zdjęcie B).

Zdjęcie. A - cysticerci ze skoleksami zwróconymi na zewnątrz; B - Głowa tasiemca wieprzowego.

b) Aby zdiagnozować włośnicę, aseptycznie nacięty kawałek mięśnia (biceps lub mięsień brzuchaty łydki) jest ostrożnie miażdżony w 50% roztworze glicerolu na najcieńsze włókna za pomocą igieł preparacyjnych. Zmiażdżone mięśnie ściska się pomiędzy dwoma szkiełkami i bada przy małym powiększeniu mikroskopu w zaciemnionym polu widzenia. Zaleca się wykonanie badania mięśni pod kątem włośnicy nie wcześniej niż 8 dnia choroby. Larwy Trichinella znajdują się w mięśniach w zwiniętej pozycji: są zamknięte w kapsułkach w kształcie cytryny.

Zdjęcie. A - larwy Trichinella w mięśniach; B - Zwapnione kapsułki Trichinella.

Fluoroskopia

Najczęściej fluoroskopia służy do diagnozowania bąblowicy i rzadziej wągrzycy. Cysticerci znajdują się w fluoroskopii dopiero po zwapnieniu (w przypadku długotrwałej choroby). W ostatnich latach fluoroskopia jest również wykorzystywana do diagnozowania glistnicy zarówno we wczesnym stadium larwalnym, jak i częściowo w stadium jelitowym.

W okresie migracji larw ascaris (i tęgoryjca) w płucach wykrywa się niestabilne, czasem liczne ogniska zapalne; jednocześnie we krwi pojawia się znaczna eozynofilia.

Dojrzałe płciowo glisty są wyraźnie widoczne w fluoroskopii jelit dotkniętych chorobą osobników. Metoda ta, pomimo swojej złożoności i uciążliwości, powinna być stosowana jako dodatkowa metoda diagnozowania glistnicy w przypadkach z negatywną analizą skatologiczną. Według E. S. Geselevicha spośród 180 pacjentów z glistnicą zidentyfikowaną za pomocą fluoroskopii, 54 jaja ascaris nie znaleziono w kale (patrz).

7.7. Metody określania żywotności jaj i larw helmintów

Żywotność jaj helmintów zależy od ich wyglądu, barwienia barwnikami witalnymi, hodowli w optymalnych warunkach i przygotowania próbki biologicznej.

7.7.1. Oznaczanie żywotności jaj lub larw robaków przez wygląd

Jaja robaków są pod mikroskopem najpierw przy małym powiększeniu, a następnie przy dużym powiększeniu. W zdeformowanych i martwych jajach robaków skorupa jest rozdarta lub wygięta do wewnątrz, plazma jest mętna, poluzowana. W segmentowanych jajach kulki rozszczepiające (blastomery) są nierównej wielkości, mają nieregularny kształt i często są przesunięte do jednego bieguna. Czasami zdarzają się nienormalne jaja, które mając zewnętrzne deformacje rozwijają się normalnie. W żywych larwach glisty drobna ziarnistość występuje tylko w środkowej części ciała, gdy umierają, rozprzestrzenia się po całym ciele, pojawiają się duże błyszczące szkliste wakuole, tak zwane „sznury pereł”.

Aby określić żywotność dojrzałych jaj glisty, włosogłówki, owsików, aktywne ruchy larw należy wywołać lekkim podgrzaniem preparatu (do temperatury nie przekraczającej 37 ° C). Dogodniej jest obserwować żywotność larw ascaris i włosogłówki po ich wyizolowaniu ze skorupki jaja, naciskając na szklankę nakrywkową preparatu igłą preparacyjną lub pęsetą.

W larwach inwazyjnych ascaridów często widać czapeczkę, która złuszczała się na końcu głowy, a u larw włosogłówki, które zakończyły rozwój w jaju, w dużym powiększeniu w tym miejscu znajduje się mandryn. Martwe larwy robaków, niezależnie od ich lokalizacji (w jaju lub poza nim), zauważają rozkład ciała. W tym przypadku wewnętrzna struktura larwy staje się grudkowata lub ziarnista, a ciało staje się mętne i nieprzejrzyste. W ciele znajdują się wakuole, a na naskórku znajdują się pęknięcia.

Żywotność teniidowych onkosfer (bydlęcych, świńskich tasiemców itp.) określa ruch zarodków, gdy są one wystawione na działanie enzymów trawiennych. Jaja umieszcza się na szkiełku zegarkowym z sokiem żołądkowym psa lub sztucznym sokiem dwunastniczym. Skład tego ostatniego: pankreatyna - 0,5 g, wodorowęglan sodu - 0,09 g, woda destylowana - 5 ml. Okulary zegarkowe z jajkami umieszcza się w termostacie w temperaturze 36 - 38 ° C na 4 godziny. W tym przypadku żywe embriony są uwalniane z błon. Muszle żywych onkosfer rozpuszczają się również w zakwaszonej pepsynie i zasadowym roztworze trypsyny po 6-8 godzinach w termostacie w 38 °C.

Jeśli jaja teniidowe zostaną umieszczone w 1% roztworze siarczku sodu lub 20% roztworze podchlorynu sodu lub w 1% roztworze wody chlorowej o temperaturze 36 - 38 ° C, dojrzałe i żywe zarodki są uwalniane z muszli i nie zmienić w ciągu 1 dnia. Niedojrzałe i martwe onkosfery kurczą się lub puchną i dramatycznie powiększają się, a następnie „rozpuszczają” w ciągu 10 minut do 2 godzin. Żywe zarodki teniidów również aktywnie poruszają się w mieszaninie 1% roztworu chlorku sodu, 0,5% roztworu wodorowęglanu sodu i żółci w temperaturze 36 - 38 ° C.

Żywotność fasciolia adolescariae pobranych z roślin i innych obiektów zbiorników wodnych sprawdza się badając je na szkiełku w soli fizjologicznej pod mikroskopem ze stopniem grzewczym. Po podgrzaniu larwy przywr w torbieli zaczynają się poruszać.

Aby określić żywotność jaj tasiemca karłowatego, metoda Ionina N.S. jest najprostsza: w żywych jajach środkowa para embrionalnych haczyków jest albo równoległa do bocznych, albo te ostatnie tworzą kąt u podstawy mniejszy niż 45 ° z medianą. W martwych jajach pary boczne tworzą kąt u podstawy z medianą pary większą niż 45 ° lub haczyki są losowo rozrzucone (utrata ich parzystości); czasami pojawia się marszczenie zarodka, tworzenie ziarnistości. Dokładniejsza metoda opiera się na pojawieniu się ruchów onkosfery podczas gwałtownej zmiany temperatury: od 5 - 10 ° do 38 - 40 ° C.

Określanie żywotności niedojrzałych jaj nicieni należy badać w komorze wilgotnej (szalki Petriego), umieszczając jaja ascaris w 3% roztworze formaliny przygotowanym w izotonicznym roztworze chlorku sodu w temperaturze 24 – 30 °C, jaja włosogłówki w 3 % roztwór kwasu solnego w temperaturze 30 - 35 ° C; jaja owsików w izotonicznym roztworze chlorku sodu w temperaturze 37 °C. Szalki Petriego należy otwierać 1 do 2 razy w tygodniu dla lepszego napowietrzenia i ponownie zwilżyć bibułę filtracyjną czystą wodą.

Obserwacje rozwoju jaj robaków przeprowadza się co najmniej 2 razy w tygodniu. Brak oznak rozwoju w ciągu 2-3 miesięcy wskazuje na ich nieżywotność. Oznakami rozwoju jaj helmintów są najpierw etapy miażdżenia, podziału zawartości jaja na oddzielne blastomery. W ciągu pierwszych dni rozwija się do 16 blastomerów, które przechodzą do drugiego etapu - morula itp.

Jaja tęgoryjców hoduje się w szklanym cylindrze (50 cm wysokości i 7 cm średnicy) zamkniętym korkiem. Mieszankę równych objętości sterylnego piasku, węgla drzewnego i kału z jajami tęgoryjca, rozcieńczoną wodą do konsystencji półpłynnej, ostrożnie wylewa się na dno cylindra za pomocą szklanej rurki. W ciągu 1-2 dni zalegania w ciemności w temperaturze 25-30 °C z jaj wylęgają się larwy rabdytopodobne, a po 5-7 dniach stają się już filariowate: larwy pełzają po ścianach cylindra, gdzie są widoczne nawet gołym okiem.

Jaja przywr, które naturalnie rozwijają się w wodzie, takie jak opisthorchis, diphyllobothriids, fasciols i inne, umieszcza się na szkiełku zegarkowym, szalce Petriego lub w innym naczyniu i wlewa niewielką warstwę zwykłej wody. Przy hodowli jaj fascioli należy wziąć pod uwagę, że szybciej rozwijają się one w ciemności, natomiast w żywych jajach w temperaturze 22-24°C tworzy się miracidium po 9-12 dniach. Podczas mikroskopii rozwijających się jaj przywr wyraźnie widoczne są ruchy miracidium. Fasciola miracidium wyłania się ze skorupek jaj tylko w świetle.

Metoda całorodna. Larwy tęgoryjców i strongylidów hoduje się na agarze na szalce Petriego z węglem zwierzęcym. Po utrzymywaniu w termostacie w temperaturze 25 - 30°C przez 5 - 6 godzin larwy rozprzestrzeniły się na agarze, pozostawiając po sobie ścieżkę bakterii.

Metoda Harady i Mori. Do probówek umieszczonych na statywie dodaje się 7 ml wody destylowanej. Za pomocą drewnianego patyczka pobrać 0,5 g kału i rozmazać na bibule filtracyjnej (15 x 150 mm) 5 cm od lewej krawędzi (ta operacja jest wykonywana na kartce papieru w celu ochrony powierzchni stołu laboratoryjnego). Następnie pasek z rozmazem wkłada się do probówki tak, aby lewy koniec wolny od rozmazu sięgał dna probówki. Przykryj górny koniec kawałkiem celofanu i zawiń go mocno gumką. Na probówce napisz numer, nazwę przedmiotu. W tym stanie probówki przechowuje się przez 8-10 dni w temperaturze 28°C. Aby zbadać larwy, zdejmij i zdejmij celofanową osłonę i usuń pasek bibuły filtracyjnej pęsetą. W takim przypadku należy zachować ostrożność, ponieważ niewielka liczba zakaźnych larw może przemieścić się na górny koniec bibuły filtracyjnej lub na ścianę probówki i wniknąć pod powierzchnię celofanu.

Probówki umieszcza się w gorącej łaźni wodnej o temperaturze 50°C na 15 minut, po czym zawartość wstrząsa się i szybko wlewa do 15 ml probówki sedymentacyjnej dla larw. Po odwirowaniu supernatant usuwa się, a osad przenosi się na szkiełko, przykrywa szkiełkiem nakrywkowym i pod mikroskopem pod małym powiększeniem.

Do diagnostyki różnicowej larw nitkowatych konieczne jest wykorzystanie danych z tabeli 3.

Tabela 3

DIAGNOSTYKA RÓŻNICOWA FILAROWANYCH LARWOJÓW A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, TRICHOStrONGYLUS SP.

Larwy	Wymiary	Charakterystyczne cechy
A. dwunastnicy	Długość ciała około 660 mikronów, czapeczka - 720 nm	Prążkowanie kapelusza jest mniej wyraźne, występ ust jest mniej zauważalny, przedni koniec ciała (ale nie kapelusz) jest tępy, średnica przewodu jelitowego jest mniejsza niż opuszka przełyku, koniec ogonowy jest tępy
N. americanus	Długość korpusu około 590 μm, czapka - 660 nm	Pochewka jest wyraźnie prążkowana, zwłaszcza w części ogonowej ciała, występ gębowy wydaje się ciemny, przedni koniec ciała (ale nie pochewka) zaokrąglony jak wąski koniec kurzego jaja, przednia część jelita rurka ma taką średnicę jak opuszka przełyku, koniec ogonowy jest ostro zaostrzony
S. stercoralis	Długość ciała około 500 µm	Larwa bez pochewki, przełyk ma około połowy długości ciała, ogon jest tępy lub rozgałęziony
Trichostrongylus sp.	Długość ciała około 750 mikronów	Światło jelita nie jest proste, ale zygzakowate, koniec ogonowy jest zaokrąglony i ma kształt guzika

7.7.2. Metody barwienia jaj i larw robaków

Martwe tkanki w większości przypadków postrzegają kolory szybciej niż żywe. Cechy te są wykorzystywane w helmintologii do określania żywotności jaj i larw robaków. Jednak w niektórych przypadkach niektóre farby są lepiej odbierane przez żywe tkanki niż martwe.

Do różnicowego oznaczania żywych i martwych jaj i larw stosuje się następujące farby i metody.

Leukozasada błękitu metylenowego jest często używana do barwienia żywych i martwych tkanek. Żywa komórka lub tkanka redukuje błękit metylenowy do bezbarwnej leukobazy, martwa tkanka nie ma tej zdolności i dlatego nabiera koloru.

Kryterium stanu jaja jest zabarwienie zarodka, ale nie skorupy. Ta umiejętność jest związana z warunkami śmierci jaja. W tych przypadkach, w których włóknista skorupa w martwym jaju nie traci swoich właściwości półprzepuszczalnych, nie przepuszcza barwników, dlatego martwy zarodek nie zostanie zabarwiony. Kolorowy zarodek zawsze wskazuje na śmierć jaja.

Do barwienia jaj Ascaris można użyć błękitu metylenowego w roztworze kwasu mlekowego z zasadą kaustyczną (błękit metylenowy 0,05 g, soda kaustyczna 0,5 g, kwas mlekowy - 15 ml). Żywe jaja nie dostrzegają koloru; zarodki martwych jaj zmieniają kolor na niebieski. Larwy Ascaris barwi się roztworem zasadowym farby błękit brylantowo-krezylowy w stężeniu 1:10 000 w następujący sposób: kroplę płynu z jajami ascaris i kroplę roztworu farby podstawowej nanosi się na szkiełko. Preparat przykrywa się szkiełkiem nakrywkowym, które mocno dociska się do szkiełka, lekko stukając igłą preparującą. Pod mikroskopem obserwuje się liczbę wyklutych larw i stopień ich wybarwienia; po czym ten sam lek jest ponownie sprawdzany po 2 do 3 godzinach. Tylko niezdeformowane larwy, które nie wybarwiły się przez 2 godziny, uważa się za żywe. Martwe larwy albo nie wychodzą z jaj, albo plamią się, gdy skorupa pęka (częściowo lub całkowicie).

Przy określaniu żywotności jaj ascaridii ptaków możliwe jest barwienie preparatów 5% alkoholowym roztworem jodu. Po nałożeniu na lek zarodki martwych jaj ascarid przez 1 - 3 sekundy. są barwione na pomarańczowo.

Martwe jaja opisthorchis i onkosfery bydlęcego tasiemca barwiono roztworem błękitu toluidynowego (1:1000), a martwe onkosfery bydlęcego tasiemca barwiono roztworem błękitu brylantowo-krezylowego (1:1000). W tym samym czasie zarodki i skorupki zarówno martwych, jak i żywych jaj nabierają koloru. Dlatego po barwieniu jaja i onkosfery są myte w czystej wodzie i dodatkowo barwione safraniną (w rozcieńczeniu alkoholu 1:10 000, 10°C). Alkohol usuwa barwnik z muszli, a safranina plami na czerwono. W rezultacie żywe jaja stają się czerwone; jaja z martwymi zarodkami - na niebiesko, a skorupka pozostaje czerwona. Martwe zarodki onkosfer tasiemca bydlęcego szybko, w ciągu kilku minut barwi się na jaskrawoczerwono lub różowo safraniną lub błękitem brylantowo-krezylowym w rozcieńczeniu 1:4000 lub indygokarminem w rozcieńczeniu 1:1000 - 1 :2000. Żywe zarodki nie zmieniają się pod wpływem tych kolorów nawet po 2-7 godzinach.

Aby określić żywotność jaj tasiemca karłowatego, zaleca się stosowanie następujących farb:

1. Błękit krezylowy brylantowy (1:8000) - po 1 godzinie onkosfera martwych jaj jest szczególnie mocno wybarwiona, co wyraźnie wyróżnia się na bladym lub bezbarwnym tle reszty jaja.

2. Safranina (1:8000 przez 2 godziny i 1:5000 przez 3 do 5 godzin).

3. 50% roztwór kwasu pirogalowego w rozcieńczeniu 1:2 - po wystawieniu na 1 godzinę w temperaturze 29 - 30°C (im niższa temperatura, tym dłuższy proces barwienia).

7.7.3. Metoda luminescencyjna do badania jaj i larw helmintów

Mikroskopia luminescencyjna umożliwia rozróżnienie żywych i martwych obiektów bez uszkadzania jaja. Do fluorescencji nie używa się promieni ultrafioletowych, ale niebiesko-fioletową część światła widzialnego, za pomocą konwencjonalnego mikroskopu i szkiełek; do oświetlacza OI-18 dodawany jest specjalny zestaw filtrów barwnych.

Żywe i martwe jaja obleńców, owsików, tasiemców karłowatych, tasiemców bydlęcych, tasiemców i innych robaków pasożytniczych świecą inaczej. Zjawisko to obserwuje się zarówno podczas pierwotnej luminescencji bez użycia barwników, jak i przy barwieniu fluorochromami (oranż akrydynowy, koryfosfina, primulin, aurolina, siarczan berleryny, tripaflawina, rivanol, chinakryna itp.).

Niepoplamione, żywe, niesegmentowane jaja glisty świecą jasnozielono z żółtawym odcieniem; w martwych jajach skorupa emituje zielone światło znacznie jaśniejsze niż ciemnozielona część embrionalna; w jajach glist z larwami pojawia się tylko skorupa, podczas gdy w martwych zarówno skorupa, jak i larwa są jasnożółte.

Niepigmentowane i niesegmentowane żywe jaja owsików i tasiemców karłowatych emitują zielonkawo-żółte światło, w martwych jajach skorupa intensywnie świeci na tle ciemnozielonej masy zarodkowej.

W przypadku wtórnej luminescencji (przy barwieniu oranżu akrydyny w rozcieńczeniu 1:10000 i 1:50000 od 30 minut do 2 godzin) skorupa żywych i martwych nicieni, przywr i tasiemców świeci inaczej.

Skorupa żywych i martwych jaj ascaridów, toxocara, owsików, tasiemców karłowatych, tasiemców szczurzych, tasiemców byków, tasiemców zmienia kolor na pomarańczowo-czerwony. Zarodki żywych jaj ascaris, toxascaris, szczurzego tasiemca, szerokiego tasiemca i onkosfery bydlęcego tasiemca świecą w ciemnozielonym lub szarozielonym kolorze. Martwe embriony jaj tych robaków wydzielają „płonący” pomarańczowo-czerwony kolor. Żywe larwy owsików i toksokary (skorupki jaj) emitują matowe szaro-zielone światło, kiedy umierają, kolor zmienia się z czubka głowy na „płonący” jasnozielony, następnie żółty, pomarańczowy, a na koniec jasnopomarańczowy.

Po wybarwieniu fluorochromami - coryphosphyllum, primulin, martwe jaja ascaridów i włosogłówki świecą od liliowożółtego do miedzianoczerwonego. Żywe jaja nie świecą, ale stają się ciemnozielone.

Żywe jaja przywr (Paragonimus i Clonorchis) nie świecą po zabarwieniu oranżem akrydyny, a martwe jaja mają żółtawo-zielone zabarwienie.

Metodę luminescencji można również wykorzystać do określenia żywotności larw robaków. Tak więc fluorochromowane roztworem oranżu akrydyny (1: 2000) larwy strongylanu, poświata rhabdita: żywe - zielone (z odcieniem), martwe - jasne pomarańczowe światło.

Żywe miracidia wyłaniające się z muszli emitują przyćmione, niebieskawe światło z ledwo zauważalną jasnożółtą koroną rzęsek, ale 10-15 minut po śmierci pojawiają się jako jasne „płonące” jasnozielone, a następnie pomarańczowo-czerwone światło.

7.7.4. metoda testu biologicznego

Na przykład, aby określić żywotność jaj ascaris (świnie ascaris, ludzie, toxocara, toxascaris itp.) na zwierzę (świnki morskie, myszy), potrzeba co najmniej 100-300 jaj z rozwiniętą larwą. Jaja Ascaris w izotonicznym roztworze chlorku sodu są pipetowane przez usta myszy lub świnki morskiej. Po 6-7 dniach zwierzę poddaje się ubojowi, otwiera i oddzielnie bada wątrobę i płuca na obecność larw ascaris. W tym celu wątroba i płuca są cięte nożyczkami na małe kawałki i badane zgodnie z metodą Bermana lub Supryagi (rozdział 6.1.2).

Jeśli zwierzęta zostały zakażone żywymi jajami inwazyjnymi, to podczas sekcji zwłok w wątrobie i płucach wykryto migrujące larwy ascaris.

W przypadku zakażenia jaja fascioli w kale zwierząt laboratoryjnych można wykryć u królików po 2 miesiącach, u świnek morskich po 50 dniach, u myszy po 35-40 dniach.

Aby uzyskać szybszą odpowiedź, zwierzęta laboratoryjne otwiera się po 20-30 dniach, a wątrobę bada się pod kątem obecności młodych powięzi.

W celu określenia żywotności jaj tasiemca karłowatego zaleca się również karmienie nimi wcześniej niezarażonych białych myszy, a następnie przeprowadzenie sekcji zwierząt po 92–96 godzinach i wykrycie cystycerkoidów w kosmkach jelit lub tasiemcach w świetle jelita.

W celu określenia żywotności jaj opisthorchis zaleca się metodę (niem. S.M., Beer S.A., 1984), opartą na fizykochemicznej aktywacji gruczołu wylęgowego miracidium i stymulacji motoryki larw, która prowadzi do otwarcia jaja i aktywne uwalnianie miracidium w warunkach doświadczalnych.

Zawiesina jaj opisthorchis w wodzie jest wstępnie schładzana do 10 - 12 ° C (wszystkie kolejne operacje są przeprowadzane w temperaturze pokojowej 19 - 20 ° C). Do probówki wirówki dodaje się 1 kroplę zawiesiny zawierającej 100-150 jaj. Probówkę umieszcza się na statywie na 5-10 minut. W tym czasie wszystkie jajka mają czas opaść na dno. Następnie paskiem bibuły filtracyjnej ostrożnie odsysa się nadmiar wody i do probówki dodaje 2 krople specjalnego podłoża. Pożywkę przygotowuje się w 0,005 M buforze Tris-HCl; Do buforu dodaje się 12 - 13% roztwór etanolu i barwnik (magenta, safranina, eozyna, błękit metylenowy itp.). Probówkę wstrząsa się, jej zawartość przenosi się pipetą na szkiełko i pozostawia na 10 minut, lekko wstrząsając. Następnie dodaj 2 krople wskazanego podłoża. Preparat jest gotowy do mikroskopii pod konwencjonalnym mikroskopem świetlnym przy powiększeniu 20x.

W tym czasie pokrywa żywotnych larw otwiera się, a miracidium aktywnie wnika we wskazane podłoże. Ze względu na obecność w nim etanolu są unieruchomione po 2-5 minutach, a następnie zabarwione barwnikiem. Można je łatwo wykryć i policzyć pod mikroskopem.