Examinarea microscopică a fecalelor. Diagnosticul intravital al helmintiazelor

Metode directe: depistarea helminților înșiși, a fragmentelor acestora, ouă, larve în fecale, urină, secreție duodenală, spută, mucus nazal și vaginal, conținutul spațiilor subunguale, bucăți de țesut biopsiate.

La diagnosticare, este imposibil să se identifice prin orice metodă ouăle sau larvele tuturor tipurilor de helminți care trăiesc în sistemul digestiv uman. Astfel, atunci când se utilizează metoda de flotație, ouăle de trematode și, în unele cazuri, ouăle de viermi rotunzi nefertilizate nu plutesc în pelicula de suprafață (din cauza greutății specifice ridicate). În fecale, este foarte rar întâlnit ouă de oxiuri, oncosfere teniide, care sunt detectate prin metode speciale de cercetare: răzuire din pliurile perianale pentru oxiuri și teniide, metode de sedimentare pentru trematode (ouă de opistorch etc.). Prin urmare, pentru o examinare țintită a pacientului pentru helmintiază, medicul în sesizare ar trebui să indice căror helminți ar trebui să li se acorde atenția principală (diagnostic), ceea ce va permite asistentului de laborator să aleagă tehnica adecvată pentru identificarea acestui tip de helminți. Fecalele prelevate din diferite locuri de fecale într-o cantitate de cel puțin 50 de grame (linguriță) într-un vas curat de sticlă trebuie trimise la laborator nu mai târziu de o zi după defecare și examinate în ziua primirii.

Dacă este necesar să se păstreze fecalele până a doua zi, se pune într-un loc rece (0-4 ° C) sau se umple cu unul dintre conservanți.

Înainte de studiu, fecalele sunt amestecate cu un băț, astfel încât ouăle de helminți să fie distribuite uniform în masa totală.

Dacă în preparat se găsesc ouă de helminți, vizionarea nu este oprită, deoarece. poate fi dublă sau triplă invazie.

Monitorizarea eficacității tratamentului helmintiazelor se realizează prin examinarea fecalelor pentru ouă de helminți în 2-3 săptămâni sau 2-3 luni după tratament, în funcție de helmintul detectat.

Metodele macroscopice sunt folosite pentru a detecta helminți întregi maturi sexual sau fragmente ale acestora în fecale cu ochiul liber sau cu lupa de mână.

Adesea, pe suprafața fecalelor după defecare, puteți vedea oxiuri care se târăsc activ; excretat cu fecale viermi rotunzi; uneori oamenii înșiși observă scurgerea helminților. La pacienții cu difilobotriază pot ieși în evidență fragmente din strobilul teniei (sub formă de „tăitei”), iar la cei infectați cu teniide (teniie de porc sau bovină), segmente de helminți (sub formă de „tăieturi albe” ) părăsesc adesea fecalele (sub formă de „tăieturi albe”) sau se târăsc activ din anus.

Metoda macroscopică este principala pentru diagnosticul diferențial al teniadozei și teniarinhozei (în combinație cu un sondaj).

Dintre metodele macroscopice speciale, se folosește metoda de spălare secvențială a fecalelor.

Fecalele se amestecă în apă pentru a se obține o suspensie uniformă, după care, la lumină bună, se examinează cu atenție în porții mici separate în cuve fotografice negre sau pe fond închis în vase Petri. Cu o pensetă sau un ac de disecție, toate particulele albe suspecte, formațiunile mari suspecte de fragmente de helminți sunt îndepărtate și examinate cu lupa între două lame de sticlă. Mici helminți sau capete de cestozi sunt examinați sub o lupă într-o picătură de glicerină sau la microscop.

Când se utilizează această metodă pentru diagnosticarea segmentelor de carne de porc, tenia bovină, tenia lată, segmentele spălate sunt plasate între două pahare și, privind lumina sub lupă sau cu o mărire mică a microscopului, specia este determinată prin structura uterului (într-un segment matur al teniei de porc, 8-12 ramuri laterale, iar la o tenie de taur 18-32, mai des 28-32, într-o tenia lată, segmentele sunt mai largi, iar uterul este în centrul sub forma unei „rozete”). Dacă uterul este slab vizibil, atunci poate fi ținut mai întâi o perioadă de timp într-o soluție de glicerină 50%, după care chiar și trunchiurile uterine părăsite sunt clar vizibile.

La determinarea acestor cestode prin structura capetelor detașate, ele sunt așezate cu grijă cu un gât într-o picătură de glicerol între lamele de sticlă (sau acoperite cu o lamelă) și, fără a se stoarce, sunt examinate la microscop la mărire mică.

Metode microscopiceîmpărțite în simple, complexe și speciale.

Metodele simple includ frotiu nativ, frotiu nativ cu soluție Lugol, frotiu gros sub celofan conform Kato, răsucire (după Shulman) și răzuire perianală.

Metodele complexe sunt mai eficiente și se bazează pe concentrația de ouă în preparate. Acestea includ pretratarea fecalelor cu reactivi lichizi, în urma căruia ouăle de helminți fie precipită, fie plutesc la suprafața lichidului.

Metodele complexe includ metode de îmbogățire:

a) flotație (când greutatea specifică a ouălor este mai mică decât greutatea specifică a soluției saline și ouăle plutesc în pelicula de suprafață);

b) sedimentare (când greutatea specifică a ouălor este mai mare decât greutatea specifică a soluțiilor de sare și ouăle se depun în sediment).

Metode speciale de detectare a ouălor și larvelor de helminți, chisturi și forme vegetative ale protozoarelor sunt metodele de răzuire, flotare, sedimentare, larvoscopie, protozooscopie, studiul bilei și metodele de colorare a frotiurilor de fecale, spută etc.

Metode simple pentru examinarea fecalelor

frotiu nativ. O particulă mică de excrement se ia cu un băț de lemn din diferite părți ale porțiunii livrate, se freacă bine pe o lamă de sticlă într-o picătură de soluție de glicerină 50% și se face un frotiu subțire pe 2-3 lame de sticlă. Cel puțin 3 preparate sunt examinate la microscop. Dezavantajul metodei: este vizualizată o cantitate mică de material, prin urmare nu este utilizată ca metodă independentă.

Metoda de răsucire(Shulman). 2,0-3,0 g de fecale se pun într-un pahar, se amestecă bine cu o baghetă de sticlă cu un volum de 5 ori de ser fiziologic sau apă distilată, făcând mișcări rapide timp de 2-3 minute și scoate rapid bețișorul din amestec. O picătură de amestec de la capătul bastonului este transferată pe o lamă de sticlă și microscopată. Principiul forței centrifuge determină acumularea de ouă și larve pe un băț.

Metoda de frotiu gros Kato cu celofan. Reactivi chimici: glicerol 100%, solutie fenol 6% (100 ml apa + 6 g fenol), solutie verde malachit 3% (2,5 ml apa distilata + 75 ml verde malachit).

Prepararea soluției de lucru: 100 ml de soluție de fenol 6% + 100 ml de glicerină pură + 1,2 ml de soluție de verde malachit 3%.

Prepararea benzilor de celofan: se taie benzi de celofan, a căror dimensiune corespunde lamei de sticlă. Celofanul trebuie să fie hidrofil (celofanul care arde este potrivit; dacă se topește, atunci este nepotrivit). În soluția de lucru pot fi procesate până la 5 mii de benzi. Timpul de expunere al benzilor de celofan până când sunt gata de utilizare în soluția de lucru este de cel puțin 24 de ore.

Progresul cercetării. 50 mg de fecale (de mărimea unui bob de mazăre mare) se aplică pe o lamă de sticlă, se frecă cu un bețișor individual (sticlă, din lemn), se acoperă cu o bandă de celofan și se frecă deasupra cu un dop de cauciuc până se obține un frotiu uniform gros. . Medicamentul este uscat la temperatura camerei timp de o oră sau într-un termostat la 40°C timp de 20-30 de minute și microscopic (timpul de expunere poate fi crescut la temperatura camerei la 5-6 ore sau mai mult).

Din punct de vedere al eficienței, această metodă abordează metoda flotației, dar dezvăluie o invazie intensă și de intensitate medie.

Este folosit ca metodă independentă de diagnostic și este recomandat pentru examinarea în masă a populației.

În laboratoarele de diagnostic clinic, este utilizat ca metodă unificată de diagnosticare a helminților în absența unor diagnostice specifice în direcțiile medicilor.

Metodele de răzuire perianală și frotiu nativ cu soluție Lugol sunt descrise în secțiunea privind metodele speciale.

Metode sofisticate de îmbogățire a fecalelor

Metodele de îmbogățire se bazează pe diferența dintre greutatea specifică a ouălor de helminți și soluția de sare utilizată.

La aplicarea metodei de flotație se pot utiliza următoarele soluții de sare:

1. O soluție de azotat de plumb PbNO3 (nitrat de plumb) cu o densitate de 1,5. Preparat în proporție de 650 g de substanță la 1 litru de apă. Sarea se dizolvă în porții în apă fierbinte într-un vas emailat, se încălzește pe aragaz și se amestecă constant până se dizolvă complet. Nu este necesară filtrarea soluției. Soluția se prepară în ziua studiului, deoarece în timp dă un precipitat, iar densitatea sa începe să scadă după 24 de ore.Dacă soluția este preparată în cantități mari, atunci în următoarele zile înainte de studiu este încălzită, agitând precipitatul. Prepararea soluției se realizează într-o hotă, deoarece azotatul de plumb este o sare de metale grele.

2. O soluție de azotat de amoniu NH4NO3 (nitrat de amoniu granular sau obișnuit) cu o densitate de 1,3 se prepară în același mod ca și cea anterioară, dar în proporție de 1500 g de substanță la 1 litru de apă fierbinte.

3. O soluție de azotat de sodiu NaNO3 sau azotat de sodiu cu o densitate de 1,38-1,4 se prepară în proporție de 1000 g de substanță la 1 litru de apă fierbinte.

4. O soluție de tiosulfat de sodiu Na2S2O3×5H2O (hiposulfit de sodiu) cu o densitate de 1,4 se prepară în proporție de 1750 g de substanță la 1 litru de apă fierbinte.

5. Se prepară o soluție de sulfat de sodiu Na2SO4 (sare epsom) cu o densitate de 1,26-1,28 la o rată de 920 g de substanță la 1 litru de apă fierbinte.

6. O soluție de clorură de zinc ZnCl2 (clorură de zinc) cu o densitate de 1,82 se prepară în proporție de 2000 g de substanță la 1 litru de apă fierbinte. Soluția răcită nu cristalizează.

7. Soluție saturată de clorură de sodiu NaCl (sare comună) cu o densitate de 1,18-1,2. Pe! l de apă, se adaugă 400-420 g sare în porții într-o găleată emailată cu apă clocotită, amestecând constant până se dizolvă complet. Pe măsură ce soluția se răcește, precipită cristale de clorură de sodiu.

Greutatea specifică a soluțiilor de flotație este măsurată cu un aerometru numai după ce soluția s-a răcit complet la temperatura camerei.

Metodele de flotație sunt cele mai eficiente pentru detectarea ouălor de tenie pigmee, vierme, anchilostoma, ascaris și tenie lată.

Filmul de suprafață poate fi îndepărtat cu o buclă de sârmă sau cu lame de sticlă.

Într-o soluție saturată de clorură de sodiu, filmul poate fi examinat după 30-40 de minute, într-o soluție de azotat de amoniu - după 10-20-30 de minute după decantare.

La îndepărtarea filmului cu o buclă de sârmă, se examinează cel puțin 8 picături.

Diapozitivele scot mai multe ouă din film decât bucle de sârmă. Sticla trebuie să fie în contact cu soluția de flotație lichidă, care se adaugă în pahar cu o pipetă. După decantare, sticla este îndepărtată, așezată suprafața umedă în sus pe un pahar mai mare și examinată la microscop. Lamelele trebuie degresate înainte de utilizare.

Pentru cercetare, trebuie să aveți: lame de sticlă, cupe chimice, bucle de sârmă, cuve, vase Petri, pipete, pere, bețișoare de sticlă sau lemn.

Progresul cercetării. Se toarnă 5 g de fecale cu o cantitate de 10 ori mai mare de soluție de flotație (de preferință cu o greutate specifică de 1,38-1,40), se amestecă bine, particulele mari care nu se dizolvă sunt îndepărtate de sus și suspensia este lăsată timp de 10-15 minute. Filmul este apoi îndepărtat fie cu o buclă pe o lamă de sticlă, fie cu o lamă de sticlă. Pentru a dilua fecalele, este mai bine să luați pahare cu o capacitate de 30-50 ml, să turnați soluția la nivel cu marginile (sau să umpleți sub 2-3 mm) și să acoperiți amestecul cu o lamă, apoi să adăugați soluția de flotație cu un se pipetează până când intră în contact cu lama. După 10-20 de minute, sticla este îndepărtată rapid și filmul rămas pe el este scanat microscopic fără un geam de acoperire.

Metode de decantare-sedimentare

Metodele de sedimentare sunt folosite pentru a detecta ouăle de geohelminți, biohelminți în fecale și ca metode speciale de cercetare pentru opistorhiază.

Metoda Goryachev-Zolotukhin(metoda simplificată a lui Goryachev). Aproximativ 1,5 g de fecale se amestecă într-un pahar chimic în 3-4 ml apă. Suspensia rezultată este filtrată prin două straturi de tifon într-un tub de centrifugă, straturile cu grijă deasupra celor 4-5 ml de soluție saturată de clorură de sodiu prezentă în ea. Eprubetele se pun într-un suport timp de 15-20 ore.În acest timp, ouăle de trematode grele se depun. Obțineți două straturi clar delimitate. Sedimentul este examinat microscopic.

Metoda eter-formalină. Este folosit pentru a diagnostica toate invaziile intestinale și ca metodă specială pentru ouăle de protozoare și opistorhie.

Echipament: centrifugare la 3000 rpm; tuburi gradate centrifuge, pâlnii; sita metalica (ceai) sau bandaj cu doua straturi; lame de sticla si lame de acoperire; bețe de lemn (sau sticlă); bumbac, bandaj.

Reactivi chimici: soluție de formol 10% (1 parte soluție farmaceutică de formol și 4 părți apă distilată); eter etilic (medical).

Se toarnă 7 ml dintr-o soluție de formol 10% în tuburi de centrifugă și se pune 1 g de fecale (o astfel de cantitate de fecale încât soluția din eprubetă se ridică la 8 ml). Fecalele se amestecă cu formol până se formează un amestec omogen, apoi se toarnă printr-o sită metalică (sau tifon cu două straturi, bandaj) într-un alt tub de centrifugă (dacă fecalele rămân pe sită, atunci sita trebuie clătită cu formol). Se adaugă 2 ml de eter în acest tub de centrifugă, se oprește și se agită energic timp de 30 de secunde.

Amestecul este centrifugat la 3000 rpm timp de un minut (posibil două minute la 1500 rpm). Datorită reacției eter-formalinei, coagularea proteinelor are loc sub forma unui dop în partea de sus a eprubetei, iar ouăle de helminți precipită. Se îndepărtează stratul de coagulant, se drenează supernatantul, se aplică precipitatul pe o lamă de sticlă direct din eprubetă sau cu o pipetă Pasteur, se acoperă cu o lamă și se vede la microscop.

Metoda de precipitare eter-acetică. Principiul precipitării eter-acetice a ouălor de helminți este tratarea secvențială a probelor fecale cu o soluție apoasă 10% de acid acetic și eter. Acidul acetic emulsionează proba de fecale mai bine decât alți compuși chimici. Pătrunde în particulele nedigerate, constând în principal din fibre, care, atunci când au un conținut ridicat, interferează cu cercetarea, precipitând după centrifugare. Adăugarea ulterioară de eter în tub și agitarea conduce la extracția acidului acetic din conținutul tubului împreună cu particulele fecale impregnate cu acesta. Deoarece greutatea specifică a amestecului de eter și acid acetic este mai mică decât greutatea specifică a apei, probele de scaun tratate cu aceste substanțe plutesc în sus, iar ouăle de helminți, care au o greutate specifică mare, se depun.

Cantitatea de precipitat obţinută după precipitarea eter-acetică este de 3-4 ori mai mică decât după precipitarea eter-formalină. Acest lucru facilitează foarte mult detectarea ouălor de helminți în el și vă permite să studiați sedimentul în ansamblu cu o probă de 0,5-1 g. Toxicitatea metodei eter-acetice este de 5 ori mai mică.

Progresul cercetării. Se toarnă 7 ml dintr-o soluție 10% de acid acetic într-un tub de centrifugă gradat și se adaugă o probă de 1 g de fecale (adică o astfel de cantitate de fecale la care soluția de acid acetic se ridică la 8 ml). Amestecați bine cu un băț de sticlă sau de lemn. Se strecoară printr-o pâlnie cu două straturi de tifon într-un alt tub de centrifugă. La emulsat se adaugă 2 ml de eter etilic (adică până la 10 ml). Eprubetele se închid cu un dop de cauciuc (este posibil dintr-un flacon cu penicilină) și se agită timp de 15 secunde. După îndepărtarea dopului, tuburile sunt centrifugate timp de un minut la 3000 rpm timp de 2 minute. Supernatantul este aruncat din tub. În unele cazuri, dopul fecal format interferează cu descărcarea supernatantului. În acest caz, pluta este separată de pereții eprubetei cu o tijă de sticlă sau lemn. Întregul precipitat este pipetat pe o lamă de sticlă și microscopat sub o lamelă la o mărire mică. Precipitatul este de obicei mic și incolor. Ouăle de helminți, în special ouăle mici, sunt bine detectate.

Metoda de sedimentare chimică. Principiul studiului se bazează pe sedimentarea ouălor dintr-o probă de fecale într-o soluție salină cu o greutate specifică de 1,15. Esența metodei constă în centrifugarea directă a unei eprubete în care un dop de scaun emulsionat într-o soluție de acid acetic 1% este stratificat pe o soluție de azotat de sodiu (greutate sp. 1,16). Greutatea specifică mare a soluției saline și bulele eliberate de reacția chimică, care pătrund în stratul de fecale omogenizate, împiedică sedimentarea acesteia. Ouăle de helminți precipită cu o cantitate mică de fibre. Sedimentul poate fi curățat de resturile rămase prin tratarea acestuia cu acid acetic 10% și eter. În acest caz, rămâne un singur ou de helmint, ceea ce facilitează foarte mult identificarea acestora.

Progresul cercetării. 6 ml de soluție de azotat de sodiu cu o greutate specifică de 1,15 se toarnă într-un tub de centrifugă gradat. Se toarnă 7 ml de soluție de acid acetic 1% într-o altă eprubetă. Se introduce o probă de fecale (până la marca de 7,5 ml pentru o probă de 0,5 g și până la 8 ml pentru o probă de 1,0 g). Se amestecă bine proba cu o tijă de sticlă. Se strecoară printr-o pâlnie cu un strat de tifon, stratificat pe o soluție de azotat de sodiu. Tubul cu filtratul stratificat este centrifugat la 1500-2000 rpm timp de 5 minute. Aruncați supernatantul răsturnând rapid tubul. Se adaugă 3-4 ml dintr-o soluție 10% de acid acetic și 0,5 ml de eter într-o eprubetă cu precipitat, se închide cu un dop de cauciuc și se agită. Repetați centrifugarea timp de 1 min. Aruncați supernatantul. Precipitatul este transferat pe o lamă de sticlă, acoperit cu o lamă și examinat la microscop.

STUDII HELMINTOLOGICE ALE BILULUI, CONȚINUTULUI DUODENAL, SPUTĂ, SÂNGE, URINĂ ȘI MUSCHI

Detectarea ouălor și a larvelor de helminți în conținutul duodenal și bilă. Studiul conținutului biliar și duodenal se efectuează cu suspiciunea de helmintiază ale ficatului și vezicii biliare (opistorhiază, clonorchiază, dicroceliază) și duodenului (strongiloidiază).

Progresul cercetării. Conținutul duodenal și bila (porțiunile A, B, C) sunt obținute în mod obișnuit prin sondare. Pentru porțiunea B se recomandă obținerea unui reflex al vezicii biliare prin introducerea unei soluții 33% de sulfat de magneziu printr-o sondă. Din lichidul investigat, fulgii care plutesc în el sunt selectați și priviți la microscop, apoi sunt amestecați cu o cantitate egală de eter sulfuric. Amestecul este agitat bine și centrifugat. Supernatantul este aruncat și întregul precipitat este examinat la microscop.

În absența puroiului și a mucusului, conținutul biliar și duodenal este centrifugat fără a se amesteca cu eterul.

Examinarea sputei. În practica helmintologică, examinarea sputei este efectuată în scopul diagnosticului de laborator al paragonimiazei. Uneori sunt detectate ouă de schistozomi, larve de ascaris, elemente ale vezicii echinococice.

Un frotiu nativ este preparat din spută pe o lamă de sticlă, care este examinată la microscop.

Cu un conținut abundent de puroi în spută, se amestecă cu o soluție 0,5% de sodă caustică sau potasiu caustic, se agită timp de 5 minute și se centrifughează. Sedimentul este examinat microscopic.

Studiu de sânge. Sângele este examinat dacă un pacient este suspectat de filarioză.

Datorită faptului că, în cazul unor tipuri de filarioză (loaoză, wuchererioză cauzată de o tulpină subperiodică), larvele (microfilariile) se află în sângele periferic doar în timpul zilei, iar cu unele (brugiaza, wuchereroza cauzată de o tulpină periodică) - numai noaptea, respectiv, la această oră ia sânge pentru analiză.

Tehnica de prelevare a probelor de sânge, prepararea preparatelor ( frotiu subțire și picătură groasă), colorarea acestora (după Romanovsky) și studiul sunt similare cu cele din diagnosticul de laborator al malariei.

Microfilariile diferitelor specii se disting prin lungime, lățime, curbura corpului, prezența sau absența unui capac, forma capătului caudal, localizarea substanței nucleare în corp și regiunea caudală a larvelor.

Progresul cercetării. Urina se depune cel puțin 30 de minute, apoi stratul superior se scurge, lăsând 10-15 ml de sediment, care se toarnă în tuburi de centrifugă și se centrifughează timp de 1-2 minute. După scurgerea supernatantului, precipitatul este transferat pe o lamă de sticlă și examinat la microscop.

STUDIU DE BIOPTIE MUSCULARĂ

Metoda trichinoscopiei. Necesitatea studierii specimenelor de biopsie ale mușchilor pacientului apare atunci când se suspectează trichineloza.

O biopsie se efectuează conform regulilor generale. Mușchiul deltoid este de obicei biopsiat. În timpul examinării anatomopatologice, este posibil să se facă o biopsie a mușchilor diafragmului, esofagului, limbii, mușchilor masticatori și intercostali, flexorilor membrelor, mușchilor globului ocular, deoarece sunt cel mai intens afectați de larvele de Trichinella.

În laborator, o bucată de mușchi biopsiată este tăiată în bucăți foarte mici (microtom), care sunt plasate între două pahare, zdrobind fibrele musculare și examinate la microscop. În prezent, microscoapele speciale, trichineloscoapele, sunt utilizate pe scară largă în acest scop.

În cazul trichinelozei, trichineloscopia de-a lungul fibrelor musculare evidențiază capsule de trichineloză de formă ovală (de formă de lămâie) proeminente. Dimensiunea medie a capsulelor umane este de 0,4 x 0,26 mm. Capsula, de regulă, conține o trichinella pliată spiralat în 2,5 spire. Cu o intensitate mare de invazie, o capsulă poate conține 2 sau 3 larve. Fibrele musculare adiacente capsulei își pierd striația transversală și capătă un aspect omogen.

În același mod, se examinează carnea sau produsele din carne care au provocat infecția.

Metoda de digestie musculara. Metoda este mai eficientă.

Progresul cercetării. Mușchii studiati sunt tăiați fin și umpluți cu suc gastric artificial în raport de 1:15-20. Amestecul rezultat se pune într-un termostat la 37°C timp de 12-16 ore.După această perioadă se microscopează sedimentul, în care printre masa de resturi de fibre musculare digerate se găsesc larve libere de Trichinella.

Sucul gastric artificial poate fi achiziționat de la o farmacie sau preparat într-un laborator. Pentru a face acest lucru, adăugați 10 ml de acid clorhidric concentrat la 1 litru de apă distilată; înainte de utilizare, se adaugă 30 g de pepsină la 1 litru de acid diluat.

METODE CANTITATIVE DE CERCETARE

Metodele de cercetare cantitativă sunt utilizate în determinarea intensității invaziei, evaluarea eficacității diferitelor medicamente antihelmintice, determinarea calității deparazitării, monitorizarea măsurilor terapeutice și preventive în masă în curs etc.

Determinarea cantitativă a ouălor de helminți se realizează prin două metode: metoda Stoll și metoda Krasilnikov și Volkova (1974).

Metoda Stoll. Pentru a efectua studiul, trebuie să aveți un microscop, un balon de sticlă cu semnul de 56 și 60 ml, un cilindru de măsurare, margele de sticlă, un dop de cauciuc pentru balon, pipete gradate, lame de sticlă și soluție de hidroxid de sodiu 0,4%.

Progresul cercetării. Se toarnă soluție decinormală de hidroxid de sodiu (concentrație de aproximativ 0,4%) în balonul cu un cilindru de măsurare până la marcajul de 56 ml și se adaugă fecale până când nivelul lichidului ajunge la 60 ml (adică 4 ml de fecale). Amestecul se agită bine cu mărgele de sticlă timp de 1 minut, închizând vasul cu un dop de cauciuc (se poate amesteca și cu un bețișor). Imediat după agitare, se colectează 0,075 ml din amestec cu o pipetă gradată (conține 0,005 ml fecale), se transferă pe o lamă de sticlă și se numără la microscop numărul de ouă din preparat. Pentru a determina numărul de ouă din 1 g de fecale, numărul găsit este înmulțit cu 200.

Comparația numărului de ouă din preparat, găsite la pacient înainte și după tratament, ne permite să judecăm eficacitatea deparazitării.

Metoda lui Stoll este simplă, dă rezultate comparabile în toate helmintiazele, ai căror agenți patogeni secretă sistematic ouă în intestinele pacientului. Cu toate acestea, dezavantajul metodei este sensibilitatea relativ scăzută, mai ales la intensitatea scăzută a invaziei.

Metoda Krasilnikov-Volkova. La examinarea acestei metode, cel puțin 1 g de fecale este amestecat într-un balon de sticlă sau o eprubetă mare cu 1% soluție Lotus (sau 1,5% soluție Extra) într-un raport de 1:10. Suspensia se agită bine până se formează o suspensie omogenă, apoi se colectează rapid 0,1 ml suspensie (echivalent cu 0,01 g fecale) cu o pipetă gradată și se transferă pe o lamă de sticlă. Preparatul se acoperă cu o placă de sticlă sau celofan (20 x 30 mm), învechită cel puțin o zi într-o soluție apoasă 50% de glicerol.

Numărați numărul de ouă din întregul preparat. Pentru a calcula numărul de ouă din 1 g de fecale, numărul rezultat trebuie înmulțit cu 100.

Această metodă are o serie de avantaje față de metoda Stoll. În primul rând, este mai sensibil și permite detectarea helminților cu un grad scăzut de invazie. În al doilea rând, este foarte convenabil pentru examinări în masă, deoarece soluțiile de detergent, fiind conservanți pentru ouăle de helminți, fac posibilă efectuarea de studii a materialelor nu tocmai proaspete. Cu toate acestea, o condiție prealabilă pentru aceasta este colectarea fecalelor direct în soluția de detergent.

Pentru cercetarea cantitativă, poate fi utilizată oricare dintre metodele calitative unificate descrise, bazate pe principiul ouălor plutitoare. Dar în acest caz, aceeași cantitate de fecale, același volum de soluție de flotație trebuie luată pentru analiză. Calculul gradului de invazie se poate face, cunoscand numarul de oua in 1 g de fecale, conform tabelului de mai jos.

Intensitatea invaziei în funcție de numărul de ouă de helminți

în 1 g de fecale

DIAGNOSTIC SEROLOGIC

Aceste metode, bazate pe detectarea anticorpilor specifici în serul sanguin, sunt utilizate în scopuri de diagnostic și screening.

Metodele serologice includ:

Reacția de precipitare inelă (RCP) (trichineloză, cisticercoză);

Reacția de precipitare a inelului în eprubete la rece (trichineloză, cisticercoză);

Reacție de microprecipitare asupra larvelor vii (trichineloză, ascariază);

Reacția de hemaglutinare indirectă (RIHA) (trichineloză, echinococoză, alveococoză, cisticercoză etc.);

Reacția de aglutinare a latexului (RAL) (echinococoză, alveococoză, trichineloză, teniarinhoz etc.);

Reacția de fixare a complementului (RCC) (trichineloză, echinococoză, cisticercoză);

Reacția anticorpilor marcați cu enzime (REMA) (echinococoză, oncocercoză, schistosomiază, trichineloză, toxocaroză);

ELISA (trichineloză, opistorhiază, toxocariază, toxoplasmoză etc.).

Pentru a stabili reacțiile serologice, se produc antigene standard sau se prepară independent (de exemplu, din vezica echinococică de oaie), se produc sisteme speciale de testare pentru ELISA.

Metode speciale de cercetare pentru enterobiaza, teniarinhoz, teniasis

Razuire din pliurile perianale. Pentru a obține o răzuire din pliurile perianale, puteți folosi o spatulă de lemn, bandă de celofan, hârtie sau bandă celulozică, bețișoare pentru ochi cu un strat adeziv special:

a) răzuirea cu o spatulă de lemn (o spatulă este un chibrit sau un băț turtit) umezit cu o soluție de glicerină 1% (sau o soluție de bicarbonat de sodiu 0,5%) se realizează prin răzuire ușoară de pe suprafața pliurilor perianale în jurul întregului circumferința anusului. Razuirea rezultata se transfera cu marginea lamei de la capatul spatulei pe o lama de sticla intr-o picatura de solutie de glicerol 50%, acoperita cu aceeasi lama si microscopata. Dezavantajul metodei este lipsa de detectare a ouălor și efectul iritant;

b) conform metodei Torgushin se face o spalare cu un tampon de vata pe o spatula de lemn sau alta umezita cu o solutie de glicerina 50%, iar pe o lama de sticla se prepara un frotiu intr-o picatura de glicerina;

c) conform metodei Kevorkova, se toarnă aproximativ 5 ml de apă fiartă într-un tub de centrifugă, în ea se pune o spatulă (băț) cu un tampon de bumbac. Înainte de a lua materialul, tamponul este ușor strâns de peretele interior al eprubetei, pliurile perianale sunt șters cu acesta și spatula cu tamponul este introdusă în eprubetă. Tamponul din eprubetă este agitat bine, spălarea este centrifugată timp de 3 minute, iar precipitatul rezultat este examinat la microscop;

d) răzuire cu bandă adezivă după Graham. O bucată de bandă adezivă (o bandă de polietilenă transparentă cu un strat adeziv pentru creativitatea copiilor, dar este mai bine să folosiți un film de operare LPO-1, LPO-2) de 8-10 cm lungime este lipită cu un strat lipicios de pliurile perianale. piele, ținându-l de capete și apoi transferați pe paharul subiectului cu un strat lipicios în jos (capetele benzii care se extind dincolo de marginile paharului sunt tăiate), ochelarii sunt numerotați și datele pacientului iar numărul paharului se consemnează în jurnal. În laborator, banda se dezlipește la un capăt pe o distanță lungă, se picura sub ea 1-2 picături de ulei de vaselină sau glicerină (pentru a elimina defectele optice) și se microscopează;

e) răzuire cu bețișoare de ochi de sticlă, a căror suprafață este acoperită cu o compoziție adezivă specială. Bețișoarele pentru ochi sunt instalate într-un trepied special. Materialul este preluat prin contactarea părții plate a spatulei cu pielea deschiderii perianale. Apoi bastonul este fixat din nou într-un trepied pentru transport. Microscopia se efectuează direct pe spatulă pe ambele părți (fără lame și lamele) cu fixare prealabilă în casete la mărire redusă (ocular x 10, obiectiv x 8). La sfârșitul lucrării, bețișoarele se dezinfectează prin fierbere într-o soluție de săpun, iar trepiedul și casetele se tratează cu alcool și se spală cu o soluție de sifon cu săpun. Compoziția adezivului: cleol - 10 g, ulei de ricin - 2,5 g, eter etilic - 5 g, alcool etilic 96% - 2,5 g.

Spatulele se scufundă într-o soluție de lipici, apoi se usucă în aer la temperatura camerei. Filmul adeziv format la suprafață rămâne câteva zile.

Metoda este convenabilă pentru examinarea în masă a populației de copii pentru enterobioză și a populației adulte pentru teniidoze.

Pe lângă metoda de răzuire pentru teniarinchoză și teniază, sunt utilizate și metoda sondajului și metoda macroscopică descrise mai sus (când sunt detectate segmente).

Metode speciale de cercetare pentru strongiloidiaza

Metoda eter-acetică este folosită pentru a detecta ouăle (vezi mai sus) și metoda Berman pentru a detecta larvele în scaun.

metoda Berman. Examinați fecalele proaspete, mai bine după ce luați un laxativ. O probă de 5 g de fecale se pune pe o sită metalică (plasa este căptușită în interior cu două straturi de tifon) într-o pâlnie de sticlă fixată într-un trepied. Un tub de cauciuc cu o clemă este pus la capătul inferior al pâlniei (aparatul lui Berman).

Plasa cu fecale este ridicată și apă încălzită la 40-50 ° C este turnată în pâlnie, astfel încât partea inferioară a plasei să fie scufundată în apă, iar fecalele să fie complet acoperite cu apă. După 2-4 ore, clema de pe tubul de cauciuc se deschide rapid, iar lichidul coboară în tubul de centrifugă. După centrifugare (1-2 min), partea superioară a lichidului se scurge rapid, iar precipitatul în cantitate de 1 ml se aplică în strat subțire pe o lamă de sticlă și microscopic la o mărire mică a microscopului.

Metoda IMP și TM. O porțiune de fecale de mărimea unei nuci este plasată într-un pahar chimic, turnată cu ser fiziologic cald la 40 ° C, astfel încât fecalele să fie acoperite cu o soluție, lăsată timp de 20 de minute. După 20 de minute, lichidul este turnat într-un vas Petri și vizualizat la microscopul binocular MBS.

Pentru diagnosticul strongiloidiozei, în special pentru monitorizarea eficacității tratamentului, se recomandă combinarea metodei Berman cu studiul conținutului duodenal.

Metode speciale de cercetare pentru nematodoză

Nematoze

ascariaza

În anamneză, se atrage atenția asupra atitudinii față de grădinărit, horticultură. Mananca legume crude, salate facute din aceste legume.

Manifestările clinice ale fazei incipiente a ascariazei se datorează modificărilor alergice din organism. Stadiul larvar precoce sau migrator al ascariazei apare adesea în prezența febrei cu o temperatură corporală de până la 38 ° și mai mult, cu un complex de simptome de afectare pulmonară și prezența eozinofiliei severe din sânge. În majoritatea cazurilor, la copii, primele semne ale bolii sunt starea de rău, slăbiciune, dureri de cap recurente, transpirații și uneori dureri musculare și articulare. Adesea există o erupție cutanată abundentă de tip urticarie cu mâncărime severă sau moderată. Diagnosticul fazei precoce este confirmat de studiile cu raze X pentru prezența infiltratelor Leffler eozinofile volatile în plămâni. Frotiurile de spută proaspătă prezintă adesea celule eozinofile, globule roșii, cristale Charcot-Leiden și larve de ascaris.

În stadiul imaginar intestinal al ascariazei, există o combinație de manifestări din sindroamele gastrointestinale și astenice, simptome dureroase enterocolitice. La copii, există adesea o scădere a greutății, uneori destul de semnificativă. Greață, salivație crescută, iritabilitate, dezvoltare psihomotorie întârziată, scăderea inteligenței.

Pentru diagnosticul de laborator al st. intestinale

Cele mai simple sunt împărțite în 4 clase:

Când este enchistat, microorganismul capătă o formă rotunjită și devine acoperit cu o înveliș protector. Sub formă de chist, protozoarele devin mai puțin sensibile la factorii de mediu negativi.

Cercetarea poate include:

Notă:Există o mulțime de varietăți de diagnosticare, vom lua în considerare acele tipuri care sunt cele mai comune în practica clinică de laborator.

Tipuri private de diagnosticare

În fiecare caz specific, asistentul de laborator este însărcinat să găsească un anumit agent patogen, uneori alții sunt găsiți împreună cu cel principal.

Există 6 specii ale acestui microorganism capabile să trăiască în intestinul uman. Numai ameba dizenteriei, care apare sub formă vegetativă și sub formă de chisturi, are importanță clinică.

În plus, se folosesc metode imunologice:

• imunofluorescență indirectă;
• aglutinare indirectă (PHA);
• imunodifuzie radială.

Notă: metodele serologice sunt neinformative și sunt folosite doar ca adaos la principalele în cazuri îndoielnice.

Diagnosticul ciliar (ciliat)

Forma patogenă a microorganismelor din acest gen este balantidia. Acesta este un microb care provoacă balantidiaza - o boală însoțită de un proces ulcerativ al intestinului gros. Agentul cauzal se găsește într-un frotiu nativ sub forma unei forme vegetative și a unui chist. Materialul pentru frotiu (fecale și mucus) este prelevat în timpul unui examen sigmoidoscopic și semănat pe medii speciale.

Diagnosticarea flagelatelor (leishmania, giardia, tripanozomii, trichomonadele)

Leishmania, tripanosomul, giardia, trichomonadele sunt periculoase pentru oameni.

Leishmania- microbii care provoacă leishmanioza sunt examinați în frotiuri de sânge, materiale ale măduvei osoase, răzuire din infiltrate cutanate. În unele cazuri, în diagnosticul Leishmania, se utilizează însămânțarea pe medii nutritive.

Tripanozomi- Agenți cauzatori ai bolii somnului (tripanosomiaza americană/africană sau boala Chagas).

Varianta africană este determinată în perioada inițială în studiul sângelui periferic. Microbii patologici în timpul progresiei bolii se găsesc în materialul de puncție a ganglionilor limfatici, în stadii avansate - în lichidul cefalorahidian.

Pentru a diagnostica tripanozomii în caz de suspiciune a bolii Chagas, materialul de testat este examinat la microscop la o mărire mică. În acest caz, frotiurile și o picătură groasă sunt pre-pătate.

Trichomonas(intestinale, orale) sunt detectate prin microscopie a materialelor prelevate din mucoasele afectate.

Identificarea sporozoarelor (plasmodul malaric, agentul cauzal al coccidozei etc.)

Cea mai comună și periculoasă specie pentru oameni este plasmodiumul malaric, care are 4 soiuri principale de agent patogen: agentul cauzator al malariei de trei zile, malariei de patru zile, malariei tropicale și malariei ovale.

Dezvoltarea sexuală a Plasmodium (sporogonie) are loc la țânțarii Anopheles. Asexual (schizogonie tisulară și eritrocitară) - în țesutul hepatic și eritrocitele umane. Aceste caracteristici ale ciclului de viață trebuie luate în considerare la diagnosticarea plasmodiului malaric.

Deci, în sângele unui pacient nou bolnav, pot fi găsite celule germinale ale ciclului de sporogonie. Dar la apogeul atacurilor de malarie, schizoții apar în număr mare în sânge.

Mai mult, în diferite faze ale febrei malarie apar diferite forme de plasmodium:

• în perioada de frig, sângele este umplut cu merozoiți, un fel de schizont;
• la înălțimea temperaturii, trofozoiții în formă de inel se acumulează în eritrocite;
• scăderea temperaturii se caracterizează prin predominanța trofozoiților amiboizi;
• în perioadele de stare normală, sângele conține forme adulte de schizonți.

Studiul agentului cauzal al malariei (plasmodul malaric) se efectuează într-un frotiu și într-o picătură groasă.

Notă:diagnosticul de malarie în studiul frotiurilor și picăturilor groase de sânge este uneori eronat. Trombocitele din sânge, în unele cazuri, pot fi clasificate în mod eronat ca agent patogen al malariei. De asemenea, fragmentele de leucocite și alte celule simulează uneori plasmodiul.

Metode de cercetare de bază pentru protozoare

Să aruncăm o scurtă privire asupra celor mai comune metode de cercetare pentru prezența protozoarelor.

Diagnosticul protozoarelor folosind un frotiu nativ și un frotiu colorat cu soluție Lugol (în fecale)

Medicamentul este preparat dintr-o emulsie de fecale într-o soluție izotonă. Două picături de clorură de sodiu și soluție Lugol sunt aplicate pe o lamă de sticlă. Materialul de testat este adăugat la ambele compoziții cu un băț de lemn și, după ce a fost acoperit cu sticlă, este vizualizat la diferite rezoluții ale microscopului.

După anumite semne, protozoarele găsite sunt înregistrate. Pentru acuratețe, se prepară 2-3 preparate dintr-un singur material. În cazurile îndoielnice, analiza se repetă de mai multe ori pe parcursul a 2-3 săptămâni.

Metoda poate detecta formele vegetative și chistice:

• lamblia;
• balantidia;
• ameba dizenteriei.

Împreună cu formele patogene se determină și protozoarele nepatogene. Purtătorii sănătoși au și forme luminale și chistice.

Important:cercetarea pentru a evita inexactitățile și erorile ar trebui efectuată în mod repetat.

Rezultatul diagnosticului de protozoare prin metoda unui frotiu nativ și colorat ar trebui să conțină o descriere a formei agentului patogen (translucid, chist, țesut).

Cerințe de cercetare:

• materialul luat pentru analiză (fecale lichide) este examinat nu mai târziu de 30 de minute după defecare;
• fecalele formate trebuie diagnosticate în 2 ore după defecare;
• materialul nu trebuie să conțină impurități (dezinfectanți, apă, urină);
• pentru a lucra cu materialul se folosesc doar bețe de lemn, cele de sticlă nu sunt potrivite din cauza alunecării mucusului;
• Bețișoarele trebuie arse imediat după utilizare.

Metoda de conservare (examinarea fecalelor) în diagnosticul protozoarelor

Studiul se realizează prin fixarea protozoarelor cu un conservant. Diferența dintre această metodă și cea anterioară este că conservanții vă permit să păstrați medicamentul pentru o perioadă lungă de timp.

Conservanti folositi:

• Barrow. Conține ingrediente conservante: 0,7 ml clorură de sodiu, 5 ml formol, 12,5 ml alcool 96%, 2 g fenol și 100 ml apă distilată. Compoziție colorantă: 0,01% soluție de tionină (azur).
• Soluția lui Safarliev. Compozitie: 1,65 g sulfat de zinc, 10 ml formol, 2,5 g fenol cristalin, 5 ml acid acetic, 0,2 g albastru de metilen, 100 ml apa. Acest conservant este utilizat în cazurile în care materialul trebuie păstrat mai mult de o lună.

Sticlele goale sunt umplute cu un conservant, materialul este transferat în ele, în proporții de 3: 1, apoi, dacă este necesar, se adaugă un colorant. Evaluarea rezultatelor se realizează în studiul a 2-3 medicamente.

Metoda de îmbogățire cu formol-eter (analiza prezenței protozoarelor în fecale)

Această metodă de diagnosticare vă permite să separați și să concentrați chisturile protozoare. Pentru analiză sunt necesare următoarele ingrediente: formol (10 ml), 0,85 g soluție izotonă, apă distilată, eter sulfuric, soluție Lugol.

Un amestec de biomaterial cu lichidele enumerate este amestecat și centrifugat. Precipitatul obţinut la fundul tubului se colorează cu soluţie Lugol şi se examinează pentru prezenţa chisturilor şi a formelor vegetative.

Metoda de detectare a Leishmania ( frotiu de măduvă osoasă)

Pentru diagnosticarea leishmaniozei, se folosesc reactivi: un amestec de Nikiforov (eter sulfuric și alcool etilic), tampon fosfat, Azur-eozin conform Romanovsky.

Substanța măduvei osoase se așează foarte atent pe o lamă de sticlă după o pregătire specială. Se folosește un microscop cu sistem de imersie.

În perioada acută a bolii, un număr mare de Leishmania se găsesc în punctat.

Notă:uneori, celulele sanguine pot asemăna cu leishmania tratată, așa că este foarte important ca tehnicianul de laborator să fie atent și să aibă suficientă experiență pentru a studia independent.

Metodă de depistare a leishmaniei într-un frotiu dintr-un infiltrat cutanat

Reactivii necesari sunt similari cu testul anterior.

Materialul de testat este obținut din conținutul de tuberculi sau ulcerații existente. Razuirea cu suspiciune de leishmanioza se face foarte atent cu bisturiul, fara sange. Apoi preparatul se prepară pe sticlă. Pentru acuratețea rezultatelor obținute se examinează simultan mai multe preparate.

În prezența unei boli, printre macrofage, fibroblaste și celule limfoide prezente în materialul de testat, se determină și Leishmania.

Metodă de izolare a unei culturi pure de Leishmania obţinută prin răzuirea ţesuturilor patologice

Cu această metodă de diagnosticare, cele mai simple răzuire de țesut sunt plasate într-un mediu nutritiv special în care Leishmania se reproduce activ.

Înainte de a lua o răzuire, pielea este tratată cu atenție cu alcool, apoi se face o incizie în tubercul, de pe fundul căreia se scoate conținutul și se pune într-o eprubetă cu mediu. Materialul este luat de mai multe ori, după care este pus în diferite eprubete. Apoi, într-un termostat la o temperatură de 22-24 de grade, are loc cultivarea. Rezultatele sunt evaluate la microscop. Această metodă este utilizată atunci când alte metode mai ieftine și mai rapide de diagnosticare a protozoarelor sunt ineficiente.

Puteți vedea cum testele pentru prezența protozoarelor sunt descifrate în practică printr-o picătură de sânge, urmărind o recenzie video:

Lotin Alexander, editorialist medical

Scaunele sunt examinate în două moduri:

1. Macroscopic - găsiți helminți, capetele lor, segmente, resturi de strobili. Porțiuni mici de fecale sunt amestecate cu apă într-o baie plată sau în vase Petri și privite la lumină bună pe un fundal întunecat, folosind o lupă dacă este necesar. Toate formațiunile suspecte sunt transferate cu o pensetă într-o altă cană de apă sau pe o lamă de sticlă într-o picătură de glicerină diluată.

Cu metoda sustinerea porțiunea investigată de fecale se amestecă cu apă într-un cilindru de sticlă, după decantare, stratul superior de apă se scurge. Acest lucru se repetă de mai multe ori. Când lichidul devine transparent, acesta este scurs, iar sedimentul este văzut într-o cutie Petri.

2. Microscopic - pentru a detecta ouăle și larvele de helminți. Există multe metode de cercetare.

unu). frotiu nativ - metoda de cercetare cea mai comună și disponibilă tehnic. Puteți găsi ouă și larve ale tuturor helminților. Cu toate acestea, cu un număr mic de ouă, acestea nu se găsesc întotdeauna. Prin urmare, se utilizează metoda de îmbogățire.

unu). metoda Fülleborg - aceasta este o metodă de îmbogățire, bazată pe apariția ouălor de helmintiază într-o soluție saturată de NaCl (1,2 - densitate; 400 g NaCl la 1 litru de apă; soluție NaCl 40%). Metoda este mai eficientă decât frotiul nativ. 2-5 g de fecale se pun în borcane de sticlă și se umplu cu soluție de NaCl, se agită, iar după 45 de minute pelicula formată se îndepărtează cu o buclă de metal, se pune o picătură de glicerină pe o lamă de sticlă. Examinați la microscop. Dezavantajul metodei este apariția întârziată a ouălor diverșilor helminți, tenia pitică - după 15-20 de minute, viermi rotunzi - 1,5 ore, viermi bici - 2-3 ore.

2) Metoda Kalantariană - tot o metodă de îmbogățire, dar se folosește o soluție saturată de NaNO 3 (densitate 1,38). Majoritatea ouălor plutesc, nu este necesară examinarea sedimentului. Dezavantajul este că ouăle sunt ținute în soluție timp îndelungat, ceea ce duce la faptul că unele ouă încep să se umfle și să se așeze pe fund, dispărând din pelicula de suprafață.

3. Metoda lui Goriaciov - bazat pe principiul depunerii ouălor, detectarea ouălor mici de trematode. O soluție saturată de NaCl este utilizată ca soluție și 3-4 ml de soluție de fecale sunt stratificate cu grijă deasupra. După 15-20 de ore, ouăle de trematode se așează pe fund. Se scurge lichidul, se sedimentează pe o lamă de sticlă și la microscop.

4. Metoda de răsucire Shulman – pentru a detecta larvele de helminți în fecale. Examinați numai fecalele proaspăt izolate. Se pun 2-3 g într-un borcan de sticlă și se toarnă de 5 ori cantitatea de apă, se amestecă rapid cu un bețișor, fără a atinge pereții borcanului - 20-30 de minute, apoi se scoate rapid bățul și o picătură de lichidul la final este transferat pe o lamă de sticlă și microscopat.

5. Metoda Berman - se bazează pe capacitatea larvelor de helminți de a migra către căldură și servește la identificarea lor în fecale.

6. Metoda lui Harada și Mori (metoda de creștere a larvelor) și este recomandată pentru testarea anchilostomiei. Metoda se bazează pe faptul că, la căldură și pe hârtie filtrată umedă, ouăle de anchilostoma se dezvoltă în larve filariforme, care pot fi ușor detectate. Pe mijlocul unei benzi de hârtie filtrată se aplică 15 g de fecale, hârtia cu fecale se pune într-un borcan, astfel încât capătul inferior să fie scufundat în apă, iar capătul superior să fie fixat cu un dop. Borcanul se tine intr-un termostat la 28 0 C timp de 5-6 zile. Larvele filariforme se dezvoltă în acest timp și coboară în apă. Lichidul este examinat sub o lupă. Dacă este dificil de detectat, lichidul este centrifugat, după uciderea larvelor prin încălzire la 60 0. Tehnicianul de laborator trebuie să poarte mănuși.

7. Metode pentru enterobiaza – identificarea ouălor de oxiuri și a teniei bovine.

a) răzuire din pliurile perianale - cu un tampon de vată înfășurat strâns pe un băț de lemn și umezit cu o soluție de glicerină 50%. În laborator, tamponul este spălat cu 1-2 picături dintr-o soluție apoasă 50% de glicerină.

b) metoda acarienilor lipicios (metoda Graham)

Banda adezivă se aplică pe pliurile perianale, apoi cu un strat lipicios pe lama de sticlă și se microscopează.

C) răzuire cu ajutorul bețișoarelor de ochi (metoda lui Rabinovici). Pentru răzuirea perianală, se folosesc bețișoare de ochi de sticlă, cea mai largă parte a cărora este acoperită cu un adeziv special, care face posibilă ținerea ouălor de oxiuri.

Examinarea sângelui, bilei, sputei și mușchilor

Microscopie sanguină – sunt detectate larve de filarii.

Examinarea sputei - ouă de paraganim, larve de viermi rotunzi, necator, strongiloid, elemente ale vezicii echinococice.

Examinarea mușchilor - dacă se suspectează trichineloza, se examinează mușchii pacientului sau cadavrul, precum și carnea care ar fi cauzat infecția persoanei. În scopul trichinoscopiei, mușchiul este tăiat în bucăți mici și plasat în compresoare, acestea sunt două pahare largi și groase care zdrobesc mușchii și larvele de Trichinella se găsesc sub formă de capsule - metoda compresiei.

Metoda de digestie - mușchii se toarnă cu suc gastric artificial (soluție de acid clorhidric și pepsină). Mușchii sunt digerați și larvele sunt ușor de identificat. Determinarea intensității invaziei: numărul de larve până la 200 la 1 g de țesut muscular - intensitate moderată a invaziei; până la 500 - intensiv; peste 500 - invazie superintensiva.

Metode serologice

Capitolul III. Diagnosticul helmintiazelor și metodele de cercetare helmintologică

Este necesar să se examineze pentru helmintiază toți pacienții care solicită ajutor medical, și în special pacienții care apelează la un medic pediatru, internist și neuropatolog cu plângeri de fenomene din tractul gastrointestinal, sistemul nervos și cu anemie. Dacă medicul nu poate aplica întotdeauna metode de cercetare de laborator, atunci fiecare lucrător medical care oferă asistență într-un ambulatoriu sau într-un spital este obligat să intervieveze pacientul cu privire la eliberarea helminților de la el.

Dacă există indicații clinice date în capitolele relevante, diagnosticul trebuie clarificat folosind metode de laborator pentru studiul helmintiazelor.

În legătură cu predominanța helmintiazelor intestinale, studiul fecalelor are cea mai mare importanță practică.

Metode pentru studiul fecalelor pentru helmintiază

Fecalele sunt livrate la laborator în sticlă curată (aproximativ un sfert de cană de fecale luate din locuri diferite într-o singură porție); în timpul unei examinări de rutină, este permisă livrarea fecalelor la laborator în cutii de chibrituri sau printuri populare.

Pentru a controla deparazitarea, se livrează întreaga porțiune de fecale colectată după administrarea unui antihelmintic și laxativ (în borcane mari de sticlă închise, găleți) (conform prescripției medicului).

Examenul microscopic al fecalelor este principalul în diagnosticul helmintiazelor intestinale; ar trebui să fie întotdeauna precedată de o examinare macroscopică generală a fecalelor pentru a detecta segmente de cestode mari, oxiuri, viermi rotunzi etc.

Scaunele trebuie să fie proaspete sau conservate (în soluție de formol 5%), deoarece uscarea modifică dramatic structura ouălor. În plus, când stă în picioare fecalele, ouăle unor helminți (de exemplu, viermi anchilostomi) se dezvoltă rapid, ceea ce face diagnosticul dificil.

Conform instrucțiunilor Ministerului Sănătății al URSS, este necesar să se examineze fecalele simultan folosind metoda Fülleborn și un frotiu nativ.

frotiu nativ

Frotiu nativ: o bucată mică de fecale (de mărimea unui bob de mazăre), luată cu un chibrit, un pahar sau un bețișor de lemn din diferite locuri ale porției livrate, se triturează cu grijă pe o lamă de sticlă într-o picătură de soluție de glicerol 50% sau în ser fiziologic sau în apă. Acoperiți cu o lametă, apăsând ușor pe acesta din urmă (cu un ac de disecție). Frotiul trebuie să fie subțire, transparent și uniform. Se folosește numai ca adaos la alte metode care îmbogățesc medicamentul. Trebuie văzute cel puțin două preparate.

Pentru a detecta larvele de helminți (precum și ouăle acestora), se efectuează un frotiu nativ după cum urmează (conform lui Shulman): 2-3 g de fecale sunt bine amestecate prin „rasucirea” cu o tijă de sticlă într-o emulsie de cinci ori. cantitatea de apă pură sau salină. În timpul agitării, larvele se acumulează la tija de sticlă, prin urmare, imediat după terminarea amestecării, o picătură de emulsie este transferată rapid cu o tijă de sticlă pe o lamă de sticlă, acoperită cu o lamă și examinată. S. D. Lyubchenko (1936) a demonstrat că metoda răsucirii este mai eficientă decât metoda frotiului, în special în ceea ce privește ouăle de ascaris. Pe baza lucrărilor lui S. D. Lyubchenko, considerăm că este oportun să înlocuim metoda frotiului cu metoda răsucirii.

Metoda Fülleborn

Metoda Fülleborn: 5-10 g de fecale prelevate din diferite locuri se pun într-un borcan cu o capacitate de 50-100 ml și se triturează bine cu o tijă de sticlă sau lemn într-o soluție saturată de clorură de sodiu (400 g din această sare se dizolvă în 1 litru de apă, încălzită la fierbere și filtrată printr-un strat de vată sau tifon; soluția se folosește la rece: greutate specifică 1,2). Soluția se toarnă treptat până se obține o suspensie uniformă, iar cantitatea totală de soluție turnată trebuie să fie de aproximativ 20 de ori mai mare decât cantitatea de fecale. Fülleborn a recomandat folosirea paharelor de ceai pentru amestecarea fecalelor, dar este mai convenabil să se pregătească suspensia în borcane de unguent de 50-100 ml, folosind două borcane pentru fiecare analiză (sau în căni de 100 ml).

Imediat după prepararea suspensiei, aceasta se îndepărtează de la suprafață cu o spatulă, o linguriță de metal sau o bucată de hârtie curată, particule mari care au plutit la suprafață (formațiuni vegetale, reziduuri alimentare nedigerate etc.), după care amestecul se lasa sa stea 1-1,5 ore. După acest timp, întregul film este îndepărtat de pe suprafața amestecului atingând o sârmă sau buclă de platină (plată) cu un diametru de cel mult 1 cm, îndoită în unghi drept; Filmul se scutură pe o lamă de sticlă și se acoperă cu o lamă. Sub fiecare lamelă (18x18 mm) puneți 3-4 picături. În total, trebuie pregătite cel puțin 4 preparate (un lam pentru fiecare preparat). Bucla se calcinează pe foc și se spală cu apă după fiecare analiză.

Conform metodei Fülleborn, ouăle tuturor nematodelor (cu excepția ouălor de viermi rotunzi nefertilizate) și ouăle de tenie pitice sunt detectate rapid și ușor.

Metoda Berman este folosită pentru a studia fecalele pentru larvele de helminți (cu strongiloidiază). Această metodă este următoarea: 5 g de fecale pe o grătar metalic (o strecurătoare de lapte este convenabilă în acest scop) se pun pe o pâlnie de sticlă atașată de un trepied. Un tub de cauciuc cu o clemă este pus la capătul inferior al pâlniei.

Plasa cu fecale este ridicată și apă încălzită la aproximativ 50 ° este turnată în pâlnie, astfel încât partea inferioară a plasei cu fecale să fie scufundată în apă. Larvele se deplasează activ în apă și se acumulează în partea inferioară a tubului de cauciuc. După 2-4 ore, clema este deschisă și lichidul este coborât într-una sau două tuburi de centrifugă.

După centrifugare timp de 1-2 minute, partea superioară a lichidului se scurge rapid, iar precipitatul se aplică în picături pe lame de sticlă și se examinează sub lamele sau se distribuie în strat subțire pe 2-3 lame mari și apoi se examinează fără lame.

Metoda Berman este, de asemenea, utilizată pentru a examina solul pentru prezența larvelor de vierme.

Metoda Stoll

Metoda Stoll este folosită pentru a determina intensitatea invaziei. O soluție decinormală de hidroxid de sodiu este turnată într-un balon special de sticlă până la semnul de 56 cm 3, apoi se adaugă fecale până când nivelul lichidului atinge 60 cm 3, adică 4 cm 3. După agitarea cu perle de sticlă, 0,075 ml de amestec sunt luate pentru examinare și examinate sub una sau două lame obișnuite. Cantitatea rezultată se înmulțește cu 200 pentru a obține numărul de ouă conținute în 1 cm 3 de fecale.

Studiul conținutului duodenal

Sucul duodenal și bila chistică, obținute în mod obișnuit prin sondare (și bila chistică și după un reflex din vezica biliară), se amestecă temeinic cu un volum egal de eter etilic; amestecul este centrifugat, dupa care precipitatul este examinat la microscop. Pe lângă sediment, fulgii care plutesc în lichid, care pot conține ouă de helminți, trebuie supuși examinării microscopice. Când examinați ouăle de helminți de suc gastric și vărsături, puteți utiliza aceeași tehnică.

Examinarea sucului duodenal și a conținutului stomacului trebuie efectuată dacă sunt suspectate boli helmintice ale ficatului, vezicii biliare (opistorhiază, fascioliază, dicroceliază) și duodenului (strongiloidiază).

Examinarea sputei

Sputa este frecată pe o placă de sticlă, acoperită strâns cu o altă placă de sticlă și examinată cu ochiul liber pe un fundal deschis și negru, precum și sub lupă în lumină transmisă. Bucăți separate de spută (acumulări „ruginite”, resturi de țesut etc.) sunt aplicate într-un strat subțire pe o lamă de sticlă, acoperite strâns cu o lamă și examinate la microscop cu mărire mică și mare.

a) Pentru diagnosticul de cisticercoză a pielii, țesutului subcutanat sau mușchilor, se examinează mai întâi cu ochiul liber o bucată tăiată aseptic din țesutul corespunzător. Secțiunile de țesut sunt depărtate cu ajutorul acelor de disecție pentru a detecta o veziculă vizibilă cu ochiul liber - un cisticerc (foto A); lungimea sa este de 6-20 mm, lățimea este de 5-10 mm. Când se găsește o bula care este suspectă de cisticerc, aceasta este zdrobită între două lame de sticlă și examinată la microscop. Cisticercul (Cistycercus cellulosae) este determinat de prezența unui scolex cu patru ventuze și un halou de cârlige (foto B).

O fotografie. A - cisticerci cu scolex întors spre exterior; B - Cap de tenia de porc.

b) Pentru a diagnostica trichineloza, o bucată de mușchi tăiată aseptic (biceps sau gastrocnemius) este zdrobită cu grijă într-o soluție de glicerol 50% în fibrele cele mai subțiri folosind ace de disecție. Mușchii zdrobiți sunt strânși între două lame de sticlă și examinați la o mărire mică a microscopului într-un câmp vizual întunecat. Examinarea mușchilor pentru trichineloză se recomandă să fie efectuată nu mai devreme de a 8-a zi a bolii. Larvele de Trichinella se află în mușchi într-o poziție încolăcită: sunt închise în capsule în formă de lămâie.

O fotografie. A - Larve de Trichinella în mușchi; B - Capsule calcificate de Trichinella.

Fluoroscopie

Cel mai adesea, fluoroscopia este utilizată pentru a diagnostica echinococoza și, mai rar, cisticercoza. Cisticercii se găsesc la fluoroscopie numai după calcificare (în cazurile de boală prelungită). În ultimii ani, fluoroscopia a fost folosită și pentru a diagnostica ascariaza atât în ​​stadiul larvar incipient, cât și parțial în stadiul intestinal.

În perioada de migrare a larvelor de ascaris (și a viermilor anchilostomos) în plămâni, sunt detectate focare inflamatorii instabile, uneori multiple; în același timp, în sânge apare o eozinofilie semnificativă.

Viermii rotunzi maturi din punct de vedere sexual sunt clar vizibili la fluoroscopia intestinelor persoanelor afectate. Această metodă, în ciuda complexității și a greutății sale, ar trebui utilizată ca metodă suplimentară pentru diagnosticarea ascariazei în cazurile cu o analiză scatologică negativă. Potrivit lui E. S. Geselevich, din 180 de pacienți cu ascariază identificați prin fluoroscopie, 54 de ouă de ascaris nu au fost găsite în fecale (vezi).

7.7. Metode de determinare a viabilității ouălor și larvelor de helminți

Viabilitatea ouălor de helminți este determinată de aspectul lor, de colorarea cu coloranți vitali, de cultivarea în condiții optime și de constituirea unei probe biologice.

7.7.1. Determinarea viabilității ouălor sau a larvelor de helminți după aspect

Ouăle de helminți sunt microscopate mai întâi la mărire mică, apoi la mărire mare. În ouăle deformate și moarte ale helminților, coaja este ruptă sau îndoită spre interior, plasma este tulbure, slăbită. În ouăle segmentate, bilele de clivaj (blastomerii) sunt inegale ca mărime, formă neregulată și adesea mutate la un singur pol. Uneori există ouă anormale, care, având deformări externe, se dezvoltă normal. La larvele vii de viermi rotunzi, granularitatea fină este prezentă doar în partea de mijloc a corpului, pe măsură ce aceștia mor, se răspândește în tot corpul, apar vacuole mari hialine strălucitoare, așa-numitele „șiruri de perle”.

Pentru a determina viabilitatea ouălor mature de ascaride, viermi bici, oxiuri, mișcările active ale larvelor ar trebui să fie cauzate de încălzirea ușoară a preparatului (la o temperatură care nu depășește 37 ° C). Este mai convenabil să se observe viabilitatea larvelor de ascaris și tricocerele după ce acestea sunt izolate din coaja de ou prin apăsarea pe paharul preparatului cu un ac de disecție sau o pensetă.

La larvele invazive de ascaride, se observă adesea un capac care s-a exfoliat la capătul capului, iar la larvele de viermi bici care și-au terminat dezvoltarea în ou, se găsește un stilt în acest loc la mărire mare. Larvele moarte de helminți, indiferent de locația lor (în ou sau în afara acestuia), observă degradarea corpului. În acest caz, structura internă a larvei devine noduloasă sau granulară, iar corpul devine tulbure și opac. Vacuolele se găsesc în corp, iar rupturi se găsesc pe cuticulă.

Viabilitatea oncosferelor teniide (tenii bovine, porcine etc.) este determinată de mișcarea embrionilor atunci când sunt expuși la enzimele digestive. Ouăle se pun pe un pahar de ceas cu suc gastric de câine sau suc duodenal artificial. Compoziția acestuia din urmă: pancreatină - 0,5 g, bicarbonat de sodiu - 0,09 g, apă distilată - 5 ml. Paharele de ceas cu ouă se pun într-un termostat la 36 - 38 ° C timp de 4 ore. În acest caz, embrionii vii sunt eliberați din membrane. Învelișurile oncosferelor vii se dizolvă și în pepsină acidulată și într-o soluție alcalină de tripsină după 6-8 ore într-un termostat la 38 °C.

Dacă ouăle de teniid sunt plasate într-o soluție de 1% de sulfură de sodiu sau o soluție de 20% de hipoclorit de sodiu sau într-o soluție de 1% de apă cu clor la 36 - 38 ° C, embrionii maturi și vii sunt eliberați din cochilie și nu schimbare pe parcursul unei zile. Oncosferele imature și moarte se zboară sau se umflă și se măresc dramatic și apoi se „dizolvă” în decurs de 10 minute până la 2 ore. De asemenea, embrionii vii de teniide se mișcă activ într-un amestec de soluție de clorură de sodiu 1%, soluție de bicarbonat de sodiu 0,5% și bilă la 36 - 38 ° C.

Viabilitatea fascioliei adolescariae colectate de la plante și alte obiecte ale corpurilor de apă este verificată prin examinarea lor pe o lamă de sticlă în soluție salină la microscop cu o etapă de încălzire. Când sunt încălzite, larvele trematode din chist încep să se miște.

Pentru a determina viabilitatea ouălor teniei pigmeu, metoda lui Ionina N.S. este cea mai simplă: la ouăle vii, perechea mediană de cârlige embrionare este fie paralelă cu cele laterale, fie acestea din urmă formează un unghi la baza de mai puțin. de 45 ° cu mediana. În ouăle moarte, perechile laterale formează un unghi la bază cu o pereche mediană de mai mult de 45 °, sau cârligele sunt împrăștiate aleatoriu (aranjamentul lor pereche se pierde); uneori apare încrețirea embrionului, formarea granularității. O metodă mai precisă se bazează pe apariția mișcărilor oncosferei în timpul unei schimbări bruște a temperaturii: de la 5 - 10 ° la 38 - 40 ° C.

Determinarea viabilității ouălor imature de nematod ar trebui studiată într-o cameră umedă (cube Petri), plasând ouăle de ascaris într-o soluție de formol 3% preparată într-o soluție izotonă de clorură de sodiu la o temperatură de 24 - 30 ° C, ouă de vierme într-un 3. % soluție de acid clorhidric la o temperatură de 30 - 35 ° C; ouă de oxiuri în soluție izotonică de clorură de sodiu la 37 °C. Vasele Petri trebuie deschise de 1 până la 2 ori pe săptămână pentru o aerare mai bună și umeziți din nou hârtia de filtru cu apă curată.

Observațiile dezvoltării ouălor de helminți se efectuează de cel puțin 2 ori pe săptămână. Absența semnelor de dezvoltare în 2-3 luni indică non-viabilitatea acestora. Semnele dezvoltării ouălor de helminți sunt mai întâi etapele zdrobirii, împărțirea conținutului oului în blastomeri separate. În primele zile se dezvoltă până la 16 blastomeri, care trec în a doua etapă - morula etc.

Ouăle de anchilostoma se cultivă într-un cilindru de sticlă (50 cm înălțime și 7 cm în diametru) închis cu dop. Un amestec de volume egale de nisip steril, cărbune și fecale cu ouă de vierme, diluat cu apă până la o consistență semi-lichidă, se toarnă cu grijă pe fundul cilindrului folosind un tub de sticlă. În 1 - 2 zile de așezare în întuneric la o temperatură de 25 - 30 ° C, larvele rabditoide eclozează din ouă, iar după 5 - 7 zile devin deja filariforme: larvele se târăsc pe pereții cilindrului, unde sunt vizibile chiar și cu ochiul liber.

Ouăle de trematode care se dezvoltă în mod natural în apă, cum ar fi opistorhide, difilobotriide, fascioli și altele, sunt așezate pe un pahar de ceas, un vas Petri sau într-un alt vas și se toarnă un strat mic de apă obișnuită. La cultivarea ouălor de fasciola, trebuie luat în considerare faptul că acestea se dezvoltă mai repede în întuneric, în timp ce miracidiumul se formează în ouăle vii la o temperatură de 22–24 ° C după 9–12 zile. La microscopia ouălor trematode în curs de dezvoltare, mișcările miracidium sunt clar vizibile. Fasciola miracidium iese din cojile ouă doar la lumină.

Metoda Fulleborn. Larvele de anchilostoma și strongilid sunt cultivate pe agar într-o cutie Petri cu cărbune animal. După păstrarea într-un termostat la o temperatură de 25 - 30 ° C timp de 5 - 6 ore, larvele se răspândesc peste agar, lăsând în urmă o cale de bacterii.

Metoda lui Harada și Mori. Se adaugă 7 ml apă distilată în eprubete plasate într-un suport. Luați 0,5 g de fecale cu un băț de lemn și faceți un frotiu pe hârtie de filtru (15 x 150 mm) la 5 cm de marginea din stânga (această operațiune se efectuează pe o foaie de hârtie pentru a proteja suprafața mesei de laborator). Apoi banda cu frotiu este introdusă în tub, astfel încât capătul stâng liber de frotiu să ajungă la fundul tubului. Acoperiți capătul superior cu o bucată de celofan și înfășurați-l strâns cu o bandă elastică. Pe eprubetă scrieți numărul, numele subiectului. În această stare, eprubetele se păstrează timp de 8-10 zile la o temperatură de 28 °C. Pentru a studia larvele, scoateți și îndepărtați capacul din celofan și îndepărtați o bandă de hârtie de filtru cu penseta. Trebuie avut grijă în acest caz, deoarece un număr mic de larve infecțioase se pot deplasa la capătul superior al hârtiei de filtru sau pe peretele eprubetei și poate pătrunde sub suprafața celofanului.

Tuburile se pun într-o baie de apă fierbinte la 50°C timp de 15 minute, după care conținutul este agitat și turnat rapid într-un tub de sedimentare larvară de 15 ml. După centrifugare, supernatantul este îndepărtat, iar precipitatul este transferat pe o lamă de sticlă, acoperită cu o lamă și microscopat la o mărire mică.

Pentru diagnosticul diferențial al larvelor filariforme, este necesar să se utilizeze datele din tabelul 3.

Tabelul 3

DIAGNOSTIC DIFERENȚIAL AL ​​LARVELOR FILARIATE DE A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, trICHOStrONGYLUS SP.

Larvele	Dimensiuni	Trasaturi caracteristice
A. duodenale	Lungimea corpului aproximativ 660 microni, capac - 720 nm	Striația calotei este mai puțin pronunțată, proeminența gurii este mai puțin vizibilă, capătul anterior al corpului (dar nu și capacul) este tocit, diametrul tubului intestinal este mai mic decât bulbul esofagian, capătul caudal este tocit.
N. americanus	Lungimea corpului aproximativ 590 μm, capac - 660 nm	Teaca este vizibil striată, în special în partea caudală a corpului, proiecția gurii pare întunecată, capătul anterior al corpului (dar nu teaca) este rotunjit ca capătul îngust al unui ou de găină, partea anterioară a intestinului. tubul are un diametru precum bulbul esofagian, capătul caudal este ascuțit
S. stercoralis	Lungimea corpului aproximativ 500 µm	Larva fără teacă, esofagul are aproximativ jumătate din lungimea corpului, coada este tocită sau ramificată
Trichostrongylus sp.	Lungimea corpului aproximativ 750 microni	Lumenul intestinal nu este drept, ci în zig-zag, capătul caudal este rotunjit și are forma unui nasture

7.7.2. Metode de colorare a ouălor și a larvelor de helminți

Țesuturile moarte în majoritatea cazurilor percep culorile mai repede decât cele vii. Aceste caracteristici sunt folosite în helmintologie pentru a determina viabilitatea ouălor și a larvelor de helminți. Cu toate acestea, în unele cazuri, unele vopsele sunt mai bine percepute de țesuturile vii decât de cele moarte.

Pentru determinarea diferențială a ouălor și larvelor vii și moarte, se folosesc următoarele vopsele și metode.

Leucobaza albastru de metilen este adesea folosită pentru a colora țesuturile vii și moarte. O celulă sau un țesut viu reduce albastrul de metilen la o leucobază incoloră; țesutul mort nu are această capacitate și, prin urmare, capătă o culoare.

Criteriul pentru starea oului este colorarea embrionului, dar nu a cochiliei. Această abilitate este legată de condițiile morții ouălor. În acele cazuri în care coaja fibroasă din oul mort nu își pierde proprietățile semi-permeabile, nu va trece coloranți, prin urmare, embrionul mort nu va fi pătat. Un embrion colorat indică întotdeauna moartea oului.

Pentru colorarea ouălor Ascaris, puteți folosi albastru de metilen într-o soluție de acid lactic cu alcali caustic (albastru de metilen 0,05 g, sodă caustică 0,5 g, acid lactic - 15 ml). Ouăle vii nu percep culoarea; embrionii ouălor moarte devin albastre. Larvele de Ascaris sunt colorate cu o soluție bazică de vopsea albastru cresyl-brilliant la o concentrație de 1:10.000, după cum urmează: o picătură de lichid cu ouă de ascaris și o picătură de soluție de vopsea de bază sunt aplicate pe o lamă de sticlă. Preparatul este acoperit cu o lamelă, care este apăsată strâns pe lama de sticlă cu o lovitură ușoară cu un ac de disecție. La microscop se observă numărul de larve eclozate și gradul de colorare a acestora; după care același medicament este revizuit din nou după 2 până la 3 ore. Numai larvele neformate care nu s-au pătat timp de 2 ore sunt considerate vii. Larvele moarte fie nu ies din ouă, fie se patează atunci când coaja se rupe (parțial sau complet).

Atunci când se determină viabilitatea ouălor de ascaridia păsărilor, este posibil să se coloreze preparatele cu o soluție alcoolică de iod de 5%. Când se aplică medicamentului, embrionii de ouă de ascarid moarte timp de 1 - 3 secunde. sunt vopsite portocaliu.

Ouăle moarte de opistorhis și oncosferele de tenia bovină sunt colorate cu o soluție de albastru de toluidină (1:1000), iar oncosferele moarte de tenia bovină sunt colorate cu o soluție de albastru cresyl-brilliant (1:10000). În același timp, embrionii și cojile ouălor morți și vii capătă culoare. Prin urmare, după colorare, ouăle și oncosferele se spală în apă pură și se colorează suplimentar cu safranină (la o diluție de alcool 1:10.000, 10°C). Alcoolul îndepărtează vopseaua de pe cochilii, iar safranina colorează roșu. Ca rezultat, ouăle vii devin roșii; ouă cu embrioni morți - în albastru, iar coaja rămâne roșie. Embrionii morți ai oncosferelor de tenia bovină sunt colorați rapid, în câteva minute, în roșu aprins sau roz cu safranină sau albastru cu albastru-cresyl strălucitor la o diluție de 1:4000 sau cu indigo carmin la o diluție de 1:1000 - 1 :2000. Embrionii vii nu se schimba sub influenta acestor culori nici dupa 2 - 7 ore.

Pentru a determina viabilitatea ouălor de tenia pigmei, se recomandă utilizarea următoarelor vopsele:

1. Albastru creasyl strălucitor (1:8000) - după 1 oră, oncosfera ouălor moarte este deosebit de colorată, care iese puternic în evidență pe fundalul palid sau incolor al restului oului.

2. Safranină (1:8000 timp de 2 ore și 1:5000 timp de 3 până la 5 ore).

3. Soluție 50% de acid pirogalic într-o diluție 1:2 - atunci când este expus timp de 1 oră la o temperatură de 29 - 30 ° C (cu cât temperatura este mai mică, cu atât procesul de colorare este mai lung).

7.7.3. Metodă luminiscentă pentru studiul ouălor și larvelor de helminți

Microscopia fluorescentă face posibilă diferențierea obiectelor vii și moarte fără a deteriora oul. Pentru fluorescență nu se folosesc razele ultraviolete, ci partea albastru-violetă a luminii vizibile, cu microscop convențional și lame de sticlă; un set special de filtre de culoare este adăugat la iluminatorul OI-18.

Ouăle vii și moarte ale viermilor rotunzi, oxiurilor, teniei pigmei, teniei bovinelor, teniei și alți helminți luminesc diferit. Acest fenomen se observă atât în ​​timpul luminiscenței primare fără utilizarea coloranților, cât și atunci când se colorează cu fluorocromi (acridină portocalie, corifosfină, primulină, aurolină, sulfat de berlerina, tripaflavină, rivanol, quinacrin etc.).

Ouăle de viermi rotunzi vii, nesegmentate, nepătate, strălucesc în verde strălucitor, cu o nuanță gălbuie; în ouăle moarte, coaja emite lumină verde mult mai strălucitoare decât partea embrionară verde închis; la ouăle de viermi rotunzi cu o larvă apare doar coaja, în timp ce la morți, atât coaja, cât și larva sunt galbene strălucitoare.

Ouăle vii nepigmentate și nesegmentate de oxiuri și tenii pitici emit o lumină galben-verzuie; în ouăle moarte, coaja luminesce intens pe fundalul unei mase embrionare de culoare verde închis.

Cu luminiscență secundară (atunci când colorați acridină portocalie la o diluție de 1:10000 și 1:50000 de la 30 de minute la 2 ore), coaja nematodelor, trematodelor și cestodelor vii și morți luminesce diferit.

Coaja ouălor vii și moarte ale ascaridelor, toxocarului, oxiurilor, teniei pigmei, teniei de șobolan, teniei taurului, teniei devine portocaliu-roșu. Embrionii de ouă vii de ascaris, toxascaris, tenie de șobolan, teniei late și oncosferă de tenia bovină luminesc într-o culoare verde închis sau gri-verde. Embrionii morți ai ouălor acestor helminți emit o culoare roșu-portocaliu „arzătoare”. Larvele vii de oxiuri și toxocars (coji de ouă) emit o lumină surprinsă de culoare gri-verde, când mor, culoarea se schimbă de la capătul capului la un verde deschis „arzător”, apoi galben, portocaliu și în final la portocaliu strălucitor.

Atunci când sunt colorate cu fluorocromi - coryphosphyllum, primulina, ouăle moarte de ascaride și tricocemii arată o strălucire de la galben-liliac la roșu-cupru. Ouăle viabile nu luminesc, ci devin verde închis.

Ouăle vii ale trematodelor (Paragonimus și Clonorchis) nu luminesc după colorarea cu portocaliu de acridină, iar o culoare verde-gălbuie provine din ouăle moarte.

Metoda luminiscenței poate fi folosită și pentru a determina viabilitatea larvelor de helminți. Deci, fluorocromizat cu o soluție de acridină portocalie (1:2000) larve de strongilat, rhabdita strălucire: viu - verde (cu o tentă), mort - lumină portocalie strălucitoare.

Miracidiile vii care au ieșit din coajă emit o lumină slabă albăstruie cu o corolă galben deschis a cililor abia vizibilă, dar la 10-15 minute după moarte ele apar ca un verde deschis „arzător” strălucitor și apoi o lumină portocalie-roșie.

7.7.4. metoda de analiză biologică

De exemplu, pentru a determina viabilitatea ouălor de ascaris (porci ascaris, oameni, toxocara, toxascaris etc.) per animal (cobai, șoareci), sunt necesare cel puțin 100 - 300 de ouă cu o larvă dezvoltată. Ouăle de Ascaris în soluție izotonă de clorură de sodiu sunt pipetate prin gura unui șoarece sau cobai. După 6-7 zile, animalul este sacrificat, deschis și ficatul și plămânii lui sunt examinați separat pentru prezența larvelor de ascaris. Pentru a face acest lucru, ficatul și plămânii sunt tăiați în bucăți mici cu foarfece și examinați conform metodei Berman sau Supryaga (secțiunea 6.1.2).

Dacă animalele au fost infectate cu ouă invazive vii, atunci la autopsie în ficat și plămâni se găsesc larve migratoare de ascaris.

În caz de infecție, ouăle de fasciola din fecalele animalelor de laborator pot fi detectate la iepuri după 2 luni, la cobai - după 50 de zile, la șoareci - după 35-40 de zile.

Pentru un răspuns mai rapid, animalele de laborator sunt deschise după 20-30 de zile și ficatul este examinat pentru prezența fasciolilor tineri.

Pentru a determina viabilitatea ouălor de tenie pigmee, se recomandă, de asemenea, hrănirea acestora șoarecilor albi neinfectați anterior, urmată de autopsia animalelor după 92-96 de ore și depistarea cisticercoizilor în vilozitățile intestinale sau cestodele din lumenul intestinal.

Pentru a determina viabilitatea ouălor de opistorhis se recomandă o metodă (German S.M., Beer S.A., 1984), bazată pe activarea fizico-chimică a glandei de ecloziune miracidium și stimularea activității motorii a larvei, care duce la deschiderea oului. capac și eliberarea activă a miracidiului în condiții experimentale.

O suspensie de ouă de opisthorchis în apă este pre-răcită la 10 - 12 ° C (toate operațiunile ulterioare se efectuează la temperatura camerei 19 - 20 ° C). Se adaugă 1 picătură dintr-o suspensie care conține 100-150 de ouă într-un tub de centrifugă. Eprubeta se pune într-un trepied timp de 5-10 minute. În acest timp, toate ouăle au timp să se scufunde în fund. Apoi, cu o bandă de hârtie de filtru, excesul de apă este aspirat cu grijă și se adaugă 2 picături dintr-un mediu special în eprubetă. Mediul este preparat în tampon Tris-HCI 0,005 M; Se adaugă în tampon 12 - 13% soluție de etanol și colorant (magenta, safranină, eozină, albastru de metilen etc.). Eprubeta este agitată, conținutul său este transferat cu o pipetă pe o lamă de sticlă și lăsat timp de 10 minute, agitând ușor. Apoi adăugați 2 picături din mediul indicat. Preparatul este gata pentru microscopie sub un microscop cu lumină convențional la o mărire de 20x.

În acest timp, capacul larvelor viabile se deschide, iar miracidiul intră activ în mediul indicat. Datorită prezenței etanolului în el, acestea sunt imobilizate după 2-5 minute și apoi colorate cu un colorant. Ele pot fi ușor detectate și numărate la microscopie.